הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

אקופוטומי לספונדילוזיס צווארי בחולדות: פרוטוקול ויזואלי להקמת מודל ולהתערבות

82 צפיות

⸱

DOI:

10.3791/72132

⸱

3 בספטמבר 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Acupuncture, Moxibustion and Tuina, Beijing University of Chinese Medicine, 2Department of Dermatology, Beijing Tsinghua Changgung Hospital, School of Clinical Medicine, Tsinghua Medicine, Tsinghua University, 3Acupuncture and Moxibustion Clinic, Hubei Provincial Hospital of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

מחקר זה מתאר בפירוט שיטת מידול עבור ספונדילוזיה צווארית בחולדות ואסטרטגיית התערבות באמצעות אקופוטומיה, ומספק פרוטוקול תפעולי ויזואלי למחקרים רלוונטיים.

תקציר

ספונדילוזי צווארית (Cervical spondylosis - CS) היא מחלה ניוונית כרונית. שינויים ניווניים בדיסקים הבין-חולייים של עמוד השדרה הצווארי, יחד עם שינויים פתולוגיים נלווים, משפיעים על הרקמות והמבנים הסובבים, ומובילים למגמשימים קליניים כגון כאבי צוואר, נוקשות, ניידות מוגבלת, ולעיתים רחשים ותסמינים מקרינים בגפיים העליונות. מבין אלו, דחיסת שורש העצב היא השכיחה ביותר. לפיכך, מחקר זה הקים מודל של חולדה ל-CS שנוצר על ידי דחיסת שורש עצב צווארי. טיפול באקופוטומי (Acupotomy) הראה פוטנציאל בטיפול קליני ב-CS על ידי שחרור הידבקות של רקמה רכה מקומית והפגת דחיסת העצב. עם זאת, כיום חסרים פרוטוקולים פרוצדורליים ויזואליים בניסויי חיות. מחקר זה מספק תיאור מפורט של שיטה מהימנה להקמת מודל חולדה ל-CS ושל פרוטוקול התערבות אקופוטומי תואם. בהליך זה, אנו מפרטים את תהליך השראת המודל, את שלבי המניפולציה של האקופוטומי, את המיקום הטיפולי, טכניקות ריסון של חולדות ואזהרות קריטיות. בנוסף, מחקר זה השתמש באלקטרומיוגרפיה (EMG) כדי לאשר את ההקמה המוצלחת של מודל ה-CS והעריך את ההתערבות באמצעות ספי סحب מכניים (mechanical withdrawal thresholds), ניתוח הליכה והיסטופתולוגיה של שורש העצב. מחקר זה לא רק מספק נקודת ייחוס להקמת מודל חולדה ל-CS ולהתערבות באקופוטומי, אלא גם מציע מסגרת ניסויית שיטתית וישימה למחקרים עתידיים שיבחנו את מנגנוני הפעולה.

מבוא

ספונדילוזיס צווארי (Cervical spondylosis - CS) היא מחלה ניוונית נפוצה של עמוד השדרה. התהליך הפתולוגי המרכזי שלה נובע מניוון של הדיסקים הבין-חולייתיים, אשר מעורר שורה של שינויים פתולוגיים משניים, הכוללים היצרות של המרווח הבין-חולייתי, היווצרות של אוסטאופיטים והיפרטרופיה של רצועות1,2. שינויים פתולוגיים אלו מובילים למגוון תסמינים קליניים, כגון כאב ותחושת רגישות בצוואר ובכתפיים, והקרנה של נימול בגפיים העליונות. במקרים חמורים, עלולים להתרחש ליקויים נוירולוגיים, כולל הפרעות מוטוריות ואפילו טטראפלגיה2,3. ראוי לציין כי השכיחות של ספונדילוזיס צווארי עלתה בהדרגה בשנים האחרונות, עם גיל הופעה צעיר יותר ויותר, דבר המטיל נטל סוציו-אקונומי משמעותי4. ניוון של הדיסקים הבין-חולייתיים בצוואר ושגשוג של אוסטאופיטים עשויים לערב מבני עצם ורקמות רכות סמוכות, מה שמוביל להיצרות של תעלת השדרה הצווארית או של הנקבים הבין-חולייתיים ולדחיסה עקיבה של מבנים סמוכים, כולל שורשי העצבים הצוואריים, חוט השדרה והעורקיים הוורטברליים1,2,3,4. מבין אלו, דחיסה של שורשי העצבים הצוואריים היא השכיחה ביותר, ומהווה כ-60%–70% מכלל מקרי ה-CS5,6,7. למרות שבפרקטיקה הקלינית קיימות גישות טיפוליות מרובות, כולל פיזיותרפיה, התערבות פרמקולוגית וניתוח, טיפולים לא-ניתוחיים הפכו לאפשרות המועדפת עבור רוב המטופלים בשל העלות הגבוהה, הטראומה המשמעותית ותוצאות לאחר הניתוח שאינן ודאיות4. בפרקטיקה הרפואית המודרנית, נעשה שימוש נפוץ בתרופות נוגדות דלקת שאינן סטרואידיות ובחומרים נוירוטרופיים. למרות שתרופות אלו יכולות להקל על הכאב ולעכב את התקדמות המחלה במידה מסוימת, הן מלוות בתופעות לוואי כגון פגיעה במערכת העיכול ונזקי כליות8,9.

טיפול באקופוטומי (Acupotomy) הוא מודאליות טיפולית אופיינית שפותחה על בסיס תיאוריות של דיקור סיני מסורתי בשילוב עם טכניקות כירורגיות זעיר-פולשניות מודרניות. הטיפול פועל באמצעות הפרדה ושחרור של הידבקויות ברק רך, ויסות של גורמי דלקת מקומיים ושיפור של המיקרו-סירקולציה באזור10,11,12. בשנים האחרונות, היעילות הקלינית של אקופוטומי לטיפול בספונדילוזי צווארי הוכרה באופן נרחב, והיא מראה פוטנציאל מבטיח בהפגת לחיצה על העצבים, הקלה בכאב ושיפור התפקוד המוטורי של הצוואר13,14. עם זאת, כאשר היא מיושמת בניסויים בבעלי חיים, התערבויות באקופוטומי ניצבות בפני אתגרים כגון מיקום לא מדויק וקושי בשליטה על עומק המניפולציה. במקביל, כדי לתרגם תצפיות קליניות אלו למסקנות מבוססות ראיות חזקות, הקמתם של מודלים יציבים וניתנים לשחזור בבעלי חיים היא תנאי מקדים חיוני. שיטת תפר הניילון התויה-חולייתית (intravertebral nylon suture) גורמת לדחיסה מכנית ישירה על ידי השחלת תפרי ניילון אל תוך הנקב הבין-חולייתי, ובכך מחקה במדויק את התהליך הפתופיזיולוגי של לחיצה על שורש העצב במישור הקליני15. גישת מידול זו מציעה גם יתרונות, כגון מחזור מידול קצר ומקטעי דחיסה שניתן לשלוט בהם15. עם זאת, ההליך הכירורגי שלה מסתמך במידה רבה על ניסיון אישי, וכרגע חסרים תיאורי פעולה מפורטים וממוחזים.

מחקר זה מציג פרוטוקול ניסויי מלא, מפורט ומודגם ויזואלית, המכסה את הקמתו של מודל חולדה לספונדילוזי צווארית (cervical spondylosis) ואת כל הליך ההתערבות באמצעות אקופוטומי (acupotomy). מכיוון שחומרי הרדמה עלולים להשפיע על מדידת סף נסיגה מכני ובכך להפריע לתוצאות הניסוייות16,17,18,19, במחקר זה נעשה שימוש במכשיר ייעודי לריסון חולדות. מאמר זה מספק תיאור מפורט של תהליך השראת המודל בחולדה, מניפולציית האקופוטומי השלבית, המיקום המדויק של אתרי הטיפול, שיטות לריסון וקיבוע של החולדה, ואמצעי זהירות ניסוייים מרכזיים אחרים. נעשה שימוש במספר ממדי הערכה, כולל מדידת סף נסיגה מכני, רישומים אלקטרופיזיולוגיים, ניתוח הליכה ותצפית היסטופתולוגית על שורשי העצבים. מחקר זה שואף לספק פרוטוקול ויזואלי להשראת מודל ולהתערבות אקופוטומית במודל חולדה לספונדילוזי צווארית, ובכך להעניק תמיכה מתודולוגית לחקירות מנגנוניות ולהערכת היעילות של טיפול באקופוטומי לטיפול ב-CS.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל ההליכים הניסיוניים נסקרו, אושרו ונוטרו בקפידה על ידי ועדת האתיקה לבעלי חיים במעבדה של חברת Beijing MDKN Biotech (מזהה אישור: MDKN-2025-096). כל הפרוטוקולים בוצעו בהתאם להנחיות המדריך לטיפול בבעלי חיאי מעבדה ושימוש בהם שהוצא על ידי המכונים הלאומיים לבריאות (NIH). הריאגנטים והציוד ששימשו במחקר זה מפורטים ב- טבלת חומרים.

1. בעלי חיים וקבוצות ניסוייות

  1. יש לבחור חולדות זכר בוגרות מסוג Sprague–Dawley (SD) במשקל 230.0 g ± 20 g להשתתפות בניסוי.
  2. יש לשכן את בעלי החיים במתקן ייעודי לבעלי חיים למעבדה.
  3. יש לשמור על טמפרטורה סביבתית של 24 °C ± 2 °C ועל לחות יחסית של 50%–60%, תחת מחזור אור/חושך של 12 שעות. יש לספק גישה ad libitum למזון סטנדרטי ולמים לאורך כל המחקר.
  4. לאחר תקופת אקלמיזציה של 7 ימים, יש לחלק באופן אקראי 24 חולדות לארבע קבוצות (n = 6 לכל קבוצה): קבוצת הביקורת הנורמלית (Control), קבוצת הניתוח המדומה (Sham), קבוצת מודל ה-CS (Model), וקבוצת האקופוטומיה. ציר הזמן של מערך הניסוי מוצג ב-איור 1.

2. הקמת מודל ה-CS

הערה: יש להמנע ממתן מזון ומים לכל החולדות במשך 12 h לפני יצירת המודל. שקלו ורשמו את משקל הגוף. סטריליזו את כל כלי הניתוח באמצעות אוטוקלאב בקיטור בלחץ גבוה (איור 2A).

  1. הכינו חוט ניילון יום אחד לפני הניתוח על ידי חיתוכו למקטעים בקוטר 0.5 mm ובאורך של כ-1 cm. השריגו את הסיבים ב-75% ethanol למשך 4 h, ייבשו אותם בתנאים סטריליים, ולאחר מכן השריגו אותם בתמיסת 0.1% poly-L-lysine למשך 8 h כדי להגביר את ההיצמדות לרקמה.
  2. הניחו את החולדה בתא השראה. השרו הרדמה באמצעות 4% isoflurane, ולאחר מכן שמרו על ההרדמה בריכוז של 1.5%–2.0% isoflurane באמצעות מסכת פנים. קבעו את החיה במנח שכיבה על הבטן (בהתאם לפרוטוקולים המאושרים על ידי המוסד).
  3. גלחו את אזור הצוואר הגבי כדי לחשוף באופן מלא את שדה הניתוח. חטאו את אזור הניתוח שלוש פעמים בעזרת povidone iodine מהפנים החוצה, וחזרו על פעולת החיטוי עם 75% ethanol.
  4. מששו וסמנו את הזקיר הספני הגבוה ביותר (T2) על גבו של החולדה. בצעו חתך עורי גבי במרכז ברוחב של כ-3 cm, המתרחב קראניאלית מקצה הזקיר הספני של T2. בצעו דיסקציה קהה של הרקמה התת-עורית ושרירי הצוואר האחוריים (איור 2B).
  5. חשפו באופן מלא את קשת החוליה השמאלית מ-C5 עד T1, וגרדו ביסודיות את רקמות השריר והרקמה החיבורית העלונות (איור 2C).
  6. בצעו דיסקציה עדינה של ה-ligamentum flavum ושל רקמות חיבור במרווחים הבין-חולייתיים C6–C7 ו-C7–T1 באמצעות מיקרו-פינצטה. פתחו את קשת החוליה השמאלית של C7 בעזרת פינצטת mosquito כדי לחשוף את חוט השדרה.
  7. הסיטו בעדינות את חוט השדרה לכיוון צד ימין באמצעות מפריד עצבים אופתלמי. מקמו את חוט הניילון הסטרילי מתחת לשורשי העצבים C6–C7 ו-C7–T1 לאורך הציר האורך של חוט השדרה בעזרת פינצטה למיקרו-כירורגיה; הימנעו מדחיסה מוגברת כדי למנוע פגיעה בוורידי החוליות.
    הערה: חשפו את חוט השדרה באותו אתר אנטומי בקבוצת ה-sham ללא הכנסת חוט הניילון.
  8. סגרו ותפרו את החתך שכבה אחר שכבה עם סיום הפרוצדורה.
  9. העבירו את החולדות למצע חימום מבוקר תרמוסטטית השומר על טמפרטורה של 37 °C, ועקבו אחר מדדי החיים עד להשבה מלאה של ההכרה.
  10. הזריקו הזרקה תוך-שרירית של 50,000 units של תמיסת penicillin sodium לגפה האחורית למניעת זיהום לאחר הניתוח. החזירו את בעלי החיים לכלוביהם לצורך התאוששות לאחר הניתוח.

3. הליך ריסון

  1. אבטחו את החולדה בתוך שרוול רשת שחור לריסון.
  2. הדקו שני אזיקי ניילון על גבי מסגרת פלסטיק. הדקו את האזיק העליון באזור בית השחי ואת האזיק התחתון מסביב לאזור האגן (איור 3B).
    הערה: השתמשו בלוח פלסטיק במידות 200 mm × 300 mm × 5 mm, מחורר בחריצים של 20 mm × 4 mm במרווחים של 10 mm לאורך הקצוות הארוכים ובמרווחים של 3 mm לאורך הקצוות הקצרים, ומצויד בחמש רגלי תמיכה הממוקמות במרכז ובארבע הפינות (איור 3A).
  3. לאחר השראת המודל, חזרו על הליך הריסון שלעיל עבור כל חולדה בכל הקבוצות במשך שלושה ימים רצופים כדי להבטיח הרגלה נאותה. המשיכו בכל סשן ריסון למשך 5 min לפחות ביום.

4. טיפול באקופוטומי

  1. התחל את התערבות האקופוטומי (acupotomy) ב-4th ביום שלאחר ביסוס המודל.
  2. הכינו מחטי אקופוטומיה סטריליות חד-פעמיות (קוטר: 0.40 מ"מ; אורך: 40 מ"מ).
  3. הסר את הפרווה מאזור הצוואר כדי לחשוף באופן מלא את שטח הניתוח.
  4. יש למשש את הרקמות הרכות משני צדי הזרימות הספניאליות (spinous processes) של החוליות הצוואריות כדי לזהות קשריים קשיחים (indurated nodules) או מבנים דמויי חבל. קבע נקודת זרימה ספניאלית אחת בגובה C6 או C7, ולאחר מכן אתר שתי נקודות נוספות, במרחק של כ-0.5 ס"מ לטרלית (צדית) לכל צד של זרימה ספניאלית זו.
  5. הגדירו את שלושת האתרים הללו כנקודות ההחדרה לאקופוטומיה וסמנו אותם (איור 3C).
  6. חטאו את אתרי ההחדרה המסומנים באמצעות פובידון יוד רפואי, ולאחריו אתנול רפואי בריכוז 75%.
  7. כוון את קצה החיתוך של מחט האקופוטומי (acupotomy) במקביל לקו האמצע האחורי, ושמור על גוף המחט בניצב למישור הקורונלי הצווארי האחורי במהלך ההחדרה.
  8. הפעילו לחץ עדין מעל נקודת ההחדרה באמצעות האגודל השמאלי, תוך החזקה יציבה של מחט האקופוטומי (acupotomy) בין האגודל לאצבע המורה של יד ימין. חדרו במהירות דרך הרקמה התת-עורית בכיוון ניצב, ולאחר מכן התקדמו עם המחט לאט עד להגעה למשטח העצם.
  9. בצע חיתוך אורך מקומי שלוש פעמים ושחרור רקמה רכה ברוחב פעמיים בתוך האזור הפגוע, תוך הגבלת טווח הניתוח ל-1 מ"מ. הוצא את המחט עם סיום המניפולציה (איור 3D).
  10. הפעיל לחץ חזק על אתר ההחדרה למשך 3 דקות להשגת המוסטזיס. בצע את התערבות האקופוטומי פעם ב-5 ימים, למשך שלושה מפגשים בסך הכל.
    הערה: למעט קבוצת האקופוטומיה (acupotomy), שלוש הקבוצות האחרות אינן מקבלות כל התערבות טיפולית. עם זאת, בעלי החיים בקבוצות אלו מקובעים באופן זהה ולמשך זמן זהה לאלו שבקבוצת האקופוטומיה.

5. מבחן סף נסיגה מכני (MWT)

הערה: בצעו את המדידה ביום שלפני ניתוח ביסוס המודל, ה-3rd יום, וה-14th יום לאחר הניתוח, תוך שימוש בגירוי כאב מכני פלנטרי לחולדות ועכברים.

  1. הנח כל חולדה בתוך תא בדיקה שקוף הממוקם על רצפת רשת מתכתית בסביבה שקטה השומרת על טמפרטורה של 24 °C ± 2 °C.
  2. אפשר לחולדה להסתגל בתוך התא למשך 5 min לפחות, או עד שמעשי החקירה והטיפוח יפסיקו במידה רבה.
  3. מקם את קצה סיב von Frey בניצב למשטח הפלנטרי (סוליה) של כף רגל הקדמית השמאלית, בין המטקרפלי השלישי והרביעי. החל את הגירוי מלמטה דרך רשת המתכת עד שמתקבלת תגובה של נסיגה מהירה של כף הרגל, ליקוק או ניעור.
  4. רשום את הערך המוצג ברגע הנסיגה כסף סף הכאב המכני.
  5. לאחר בדיקת כל חולדה, נגב ביסודיות את רצפת רשת המתכת ואת הדפנות הפנימיות של התא באמצעות 75% אלכוהול רפואי, ולאחר מכן ייבש עם גזה נקייה כדי להסיר ריחות שיוריים שעלולים להשפיע על בדיקות התנהגותיות עוקבות. הכנס את החולדה הבאה רק לאחר שהמכשיר התייבש לחלוטין.
    ​הערה: בדוק את כל החולדות באופן רצפי ובסדר מסובב למשך שלושה סבבים. שמור על מרווח של 10 min לפחות בין שתי מדידות MWT רצופות באותה חולדה. השתמש בממוצע של שלוש המדידות כערך ה-MWT הסופי עבור כל חולדה.

6. רישום אלקטרומיוגרפיה (EMG)

הערה: בצע EMG במצב מנוחה ביום 3 לאחר ביסוס המודל, באמצעות מערכת לרכישה וניתוח של אותות ביולוגיים.

  1. הרדם את החולדה על ידי שאיפת isoflurane (ריכוז השראה 3%–4%, ריכוז תחזוקה 1.5%–2.0%). קבע את החיה במצב שכיבה על הבטן (prone position) על פלטפורמת הניסוי וחשוף לחלוטין את הגפה הקדמית השמאלית.
  2. חבר את חוטי ההובלה של אלקטרודות ההקלטה לערוצי הרכישה הייעודיים. הפעל את תוכנת הרכישה, בחר במצב אות EMG, והגדר את תדר הדגימה ל-20 kHz עם טווח מסנן מעביר פס (band-pass filter) של 15 Hz–5 kHz.
  3. חטא את שרירי הגפה הקדמית השמאלית (flexor carpi radialis, flexor carpi ulnaris, biceps brachii, ו-triceps brachii) באמצעות כדורי צמר גפן נקיים משומן הספוגים ב-75% אתנול רפואי.
  4. החדר את אלקטרודת ההקלטה המחטית במאונך לתוך גוף השריר, בכיוון ניצב לכיוון סיבי השריר. החדר אלקטרודת מחט שנייה במרחק של 3–5 mm כאלקטרודת ייחוס, והחדר את אלקטרודת ההארקה לבסיס הזנב.
  5. בחן את פעילות ההחדרה מיד לאחר הכנסת המחט. לאחר שהפוטנציאלים של ההחדרה נעלמו והשריר רפוי לחלוטין, הקלט את אות ה-EMG במצב מנוחה למשך 1 min עבור כל חולדה.
    הערה: שמור על סביבה שקטה לאורך כל ההקלטה ומזער הפרעות אלקטרומגנטיות חיצוניות. הפרעות נפוצות כוללות הפרעות בתדר רשת מזרם חילופין ורעשים בתדר גבוה מציוד מעבדה אחר, המתבטאים כגלי סינוס רגולריים המוטמעים באלקטרומיוגרמות. ניתן להפחית הפרעות אלו באמצעות הארקה, הגדרות סינון וניהול סביבתי.
  6. שלוף את כל אלקטרודות המחט בזהירות והחזר את החולדה לכלוב המגורים שלה, כדי שתתאושש באופן ספונטני מההרדמה.
  7. לאחר השלמת הקלטת ה-EMG עבור כל חולדה, נקה את אלקטרודות המחט עם 75% אתנול רפואי באמצעות כדורי צמר גפן נקיים משומן וייבש אותן היטב עם גזה סטרילית כדי למנוע זיהום צולב.

7. ניתוח הליכה בחולדות

הערה: בצעו ניתוח הליכה ביום הראשון לאחר השלמת התערבות ה-acupotomy (יום פוסט-אופרטיבי 15 לאחר ניתוח המודל). מערכת ניתוח ההליכה מורכבת מהליכון המצויד ברצועה שקופה, מצלמה דיגיטלית במהירות גבוהה הממוקמת מתחת לרצועה, ותחנת עבודה ממוחשבת.

  1. הנח את החולדה על מסלול הליכון ואפשר לה להתרגל למקום באופן חופשי למשך 3 min.
  2. הפעל את רצועת ההליכה והעלה בהדרגה את המהירות מ-5.0 cm/s עד שהחולדה תפגין הליכה יציבה ללא התנהגות חקרנית.​
  3. הקלט סרטון הליכה של 10 s של החולדה במבט ונטרלי (מבט מלמטה) באמצעות המצלמה המהירה.
  4. בסיום הבדיקה של כל חולדה, נגב היטב את רצועת ההליכה ואת תא הבדיקה עם 75% ethanol כדי להסיר ריחות שיוריים שעלולים להשפיע על הערכות התנהגותיות עוקבות. אפשר לרצועה להתייבש לחלוטין לפני הכנסת החולדה הבאה.
  5. ייבא את הסרטונים שהוקלטו לתוכנת הניתוח. השתמש בתוכנה כדי לזהות את מיקום כף הרגל של כל גפה ולהפיק סדרה של פרמטרי הליכה.
  6. עם השלמת הניתוח האוטומטי, ייצא את נתוני פרמטרי ההליכה לצורך ניתוח סטטיסטי עוקב.
  7. כלול במחקר הנוכחי את פרמטרי ההליכה הבאים: שטח הדפוס הממוצע של כף הרגל הקדמית השמאלית (הממוצע של גודל טביעת הרגל לאורך כל שלב המגע עם הקרקע), שטח המגע המקסימלי של כף הרגל הקדמית השמאלית (הגודל המקסימלי של טביעת הרגל לאורך כל שלב המגע עם הקרקע), ולחץ המגע של כף הרגל הקדמית השמאלית (המשקף את העוצמה היחסית של לחץ כף הרגל במהלך שלב המגע עם הקרקע כפי שהוקלט על ידי מערכת ניתוח ההליכה).
    ​הערה: הקלט שלושה רצפי הליכה תקינים עבור כל חולדה והשתמש בממוצע של שלוש המדידות לצורך הניתוח.

8. צביעת HE של רקמות שורש העצב

הערה: לאחר הבדיקות ההתנהגותיות ביום ה-15 לאחר הניתוח של בניית המודל, אספו דגימות מרקמה של שורש העצב לצביעת HE.

  1. הרדמו את החולדות באמצעות הזרקה תוך-peritoneal של 2% sodium pentobarbital (במינון של 0.3 mL/100 g), ובצעו פרפוזיה transcardial עם paraformaldehyde.
  2. בצעו דיסקציה של שורשי העצבים הספונטליים C6–T1 והטביעו את הרקמה ב-4% paraformaldehyde בטמפרטורה של 4 °C לקיבוע משלים (post-fixation) למשך 48 h.
    זהירות: יש לטפל ב-paraformaldehyde כחומר מגרה בסביבה מאווררת היטב או במנדף כימיים.
  3. שטפו את רקמת שורש העצב המקובעת תחת מי ברז זורמים למשך 1 h להסרת שאריות של חומר הקיבוע.
  4. העבירו את הרקמה לתהליך דהידרטציה מדורגת באתנול, בצעו שקיפות (clearing) רצופה ב-xylene (I) וב-xylene (II), הטמיעו בפרפין ובצעו חיתוך ברוחב של 3–5 µm. ייבשו את החתכים בתנור בטמפרטורה של 65 °C.
  5. הסירו את השעווה מהחתכים באופן רצוף ב-xylene (I) וב-xylene (II), למשך 8 min כל אחד. בצעו רהידרטציה לחתכים באמצעות סדרת אתנול מדורגת (100% למשך 15 min, 95% למשך 5 min, 80% למשך 5 min, 70% למשך 3 min), ולאחר מכן הטביעו במים מזוקקים למשך 2 min.
  6. צבעו את החתכים בתמיסת hematoxylin למשך 5 s, ולאחר מכן שטפו במים זורמים למשך 2 min להסרת עודפי צבע.
  7. בצעו דיפרנציאציה לחתכים במים מזוקקים למשך 30 s. הטביעו את החתכים ב-70% אתנול למשך 10 s, ולאחר מכן ב-80% אתנול למשך 10 s.
  8. צבעו את החתכים בתמיסת eosin למשך 4 min, ולאחר מכן שטפו תחת מי ברז זורמים להסרת צבע שטחי. בצעו דהידרטציה לחתכים באמצעות אתנול מדורג (70% למשך 10 s, 80% למשך 10 s, 95% למשך 10 s, 100% למשך 160 s), ובצעו שקיפות ב-xylene למשך 4 min.
  9. הכינו את הפלתיות באמצעות שרף ניטרלי (neutral resin).
  10. בחנו את השינויים הפתולוגיים והמורפולוגיים של רקמת שורש העצב הספונטלי תחת מיקרוסקופ אור בהגדלה של 400×, ודגמו תמונות מיקרוסקופיות משדות מטרה מייצגים.

9. ניתוח סטטיסטי

  1. בצעו ניתוחים סטטיסטיים באמצעות תוכנת SPSS. העבירו משתנים רציפים התואמים להתפלגות נורמלית כממוצע ± סטיית תקן.
  2. תחת הנחות של נורמליות והומוגניות של השונות, נתחו את ספי סף הנסיגה המכנית באמצעות ניתוח שונות עם מדידות חוזרות (repeated-measures ANOVA), ונתחו את פרמטרי ההליכה באמצעות ANOVA חד-כיווני. בצעו השוואות זוגיות post hoc בין הקבוצות באמצעות מבחן LSD (Least Significant Difference).
  3. השתמשו במבחנים לא-פרמטריים אם הנחות ההתפלגות הנורמלית או הומוגניות השונות אינן מתקיים.
  4. הגדירו הבדלים כמשמעותיים סטטיסטית כאשר p < 0.05.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

הערכות של סף משיכה מכני (MWT) הראו ערכי בסיס דומים בכל הקבוצות לפני השראת המודל. ביום השלישי לאחר יצירת המודל והניתוח המדומה (sham), לא נצפתה הבדל מובהק בין קבוצת ה-sham לקבוצת הביקורת (p > 0.05). לעומת זאת, הן קבוצת המודל והן קבוצת ה-acupotomy הראו ירידה ניכרת ב-MWT ביחס לקבוצת ה-sham (p < 0.01, איור 4). עם סיום הטיפול, קבוצת ה-acupotomy הראתה עלייה מובהקת ב-MWT בהשוואה לקבוצת המודל (p < 0.05, איור 4).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

בחירת מודל בעלי חיים מתאים היא תנאי מוקדם להבנת הפתוגנזה של ספונדילוזי צווארית (CS) ולהערכה קפדנית של התערבויות טיפוליות. כיום, שיטת תפר הניילון התוך-חולייית מאומצת באופן נרחב בשל יתרונותיה של פשטות יחסית, מחזור מידול קצר, ורמת שחזור ואמינות גבוהה15,20. בגישה זו, מטמיעים חומר דוחס בתוך תעלת השדרה של החולדה כדי להפעיל לחץ רציף על שורשי העצבים הצוואריים, ובכך לשחזר את המצב הפתולוגי של לחץ על שורשי העצבים הנגרם על ידי פריצת דיסק בין-חולייית או היפרפלזיה אוסטאופיטית ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

כל המחברים הצהירו כי אין ניגודי עניינים פוטנציאליים.

תודות

מחקר זה נתמך על ידי התוכנית הלאומית למחקר ופיתוח מרכזי של סין (מענק מס' 2023YFC3502703) והפרויקט המרכזי של הקרן המשותפת לחדשנות ופיתוח של קרן המדע הטבעי של מחוז הוביי (מענק מס' 2024AFD271).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מזרק של 0.5 מ"לHebei Yunsheng Biotechnology Co., LtdSN-04442
מזרק של 1 מ"לShanghai Zhiyu Medical Equipment Co., LTDZSQ-1
חוט תפירה 4-0 עם מחט, בעל זרוע אחת (4×12)זכוכיתJZZSX193
75% אלכוהולShandong Anjie Gaoke Disinfection Technology Co. LTD75-500 מ"ל
מחט אקופוטומי (Acupotomy Needle)Beijing Huaxia Blue Chip Biotechnology Co., Ltd.HY0440
זכוכית עם היצמדות (Adherent slide)CITOTEST188105
מערכת לרכישה וניתוח של אותות ביולוגייםטכמניBL-420N
מערכת לרכישה וניתוח של אותות ביולוגיים (תוכנה)טכנאיBL-420N גרסה 3.0.0.237
זכוכית כיסויCitotest Labware Manufacturing Co.,Ltd10212432C
מייבשDIAPATHדונטלו
מאזניים אלקטרונייםMettler-ToledoME203E/02
תנור ייבוש בזרם אוויר חשמלי-תרמימעבדהGEL-70
מכשיר להטמעה (Embedding machine)Wuhan Junjie Electronics Co., LtdJB-P5
נוזל שקוף ידידותי לסביבה להסרת שעווהServicebioG1128-1L
פינצטה מפלדת אל-חלד שחורה עמידה לפריקה אלקטרוסטטית (ESD-Safe) בעלת קצה מעוקלסולומוןESD-15
אתנולSCRC100092683
צמר גפן נטול שומןCaoxian Hualu Sanitary Material Co. LTDTZMQ-500
ערכה לצביעה קבועה ב-Hematoxylin-eosin (HE) ברזולוציה גבוהה (HD) ServicebioG1076
מלקחיים להמוסטזהסולומוןB0557
IBM SPSS StatisticsIBM Corporationגרסה 22.0
מערכת דימותNikonNIKON DS-U3
יודופורShandong Anjie Gaoke Disinfection Technology Co. LTDDF-500
איזופלורןRWD life scienceR510-22-10
כפפות לטקסBeijing Ruijing Latex Products Co. LTDRJJC-S
מכשיר לבדיקת דקירה מכנית של כף הרגלבסיס KewKW-CT-1
פינצטות רפואיותAIZANCHENGAZN00008
פינצטה המוסטטיקית (Mosquito)ServicebioQX1310D
גומי ניטרליSCRC10004160
תמיסת סליין נורמליתשימןSLYS-500ml
מספרי עינייםסולומוןB0754
פרפין נוזלימקלין8012-95-1
מקבע פאראפורמאלדהיד (ניטרלי)ServicebioG1101
מקצץ פתולוגיShanghai Leica Instrument Co., LtdRM2016
פניצילין G נתרן להזרקהJilin Huamu Animal Health Product Co., Ltd.מספר אישור לתרופת וטרינריה 070011248
תמיסת Poly-L-lysineShanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.R23126-50ml
מכונת גילוח למכרסמיםסולומוןB1564
מערכת לדימוי וניתוח הליכה של מכרסמיםחכםTreadScan; BCamCapture
מערכת לדימות וניתוח הליכה של מכרסמים (תוכנה)חכםTreadScan גרסה 4.00; BCamCapture גרסה 3.00
חולדות SDBeijing Sibefei Biotechnology Co., LtdA102
מכשור הרדמה לבעלי חיים קטנים יו-יאן (YuYAN) ABM
סטריליזטור קיטור (אוטוקלאב)YamatoSQ810C
להב ניתוחיסולומוןB1177
מסכה כירורגיתמנצחWJKZ-1
מחזיק מחטים כירורגיסולומןB0772
מספריים כירורגייםזכוכיתJZZSX-ZC544R
מרחיב רקמהZhejiang Kehua Instrument Co., Ltd KD-P
מערכת לזיקוק מים בדרגת טוהר גבוהה (Ultrapure Water Polishing System)אלקטרודת אייקן למים (Aiken water electrode)AK-RO-C2
מקבע רקמות אוניברסלי (ניטרלי)ServicebioG1101-15ML
מיקרוסקופ אופטי אנכיNikonNIKON ECLIPSE E100
קסילןSCRC10023418

מקורות

  1. Theodore N. Degenerative cervical spondylosis. N Engl J Med. 2020;383(2):159-68.
  2. Yeshna, Singh M, Monika, Kumar A, Garg V, Jhawat V. Pathophysiology and emerging therapeutic strategies for cervical spondylosis: the role of pro-inflammatory mediators, kinase inhibitors, and organogel-based drug delivery systems. Int Immunopharmacol. 2025;151:114350.
  3. Nouri A, Tetreault L, Singh A, Karadimas SK, Fehlings MG. Degenerative cervical myelopathy: epidemiology, genetics, and pathogenesis. Spine (Phila Pa 1976). 2015;40(12):E675-93.
  4. Lakhapate SS, Devade OA, Redasani VK. A brief review on cervical spondylosis. J Drug Deliv Ther. 2025;15(7):144-149.
  5. Chen B, et al. Acupotomy versus acupuncture for cervical spondylotic radiculopathy: protocol of a systematic review and meta-analysis. BMJ Open. 2019;9(8):e029052.
  6. Yang F, Li WX, Liu Z, Liu L. Balance chiropractic therapy for cervical spondylotic radiculopathy: study protocol for a randomized controlled trial. Trials. 2016;17(1):513.
  7. Woods BI, Hilibrand AS. Cervical radiculopathy: epidemiology, etiology, diagnosis, and treatment. J Spinal Disord Tech. 2015;28(5):E251-259.
  8. Kartha S, Weisshaar CL, Philips BH, Winkelstein BA. Pre-treatment with meloxicam prevents the spinal inflammation and oxidative stress in DRG neurons that accompany painful cervical radiculopathy. Neuroscience. 2018;388:393-404.
  9. Harirforoosh S, Asghar W, Jamali F. Adverse effects of nonsteroidal anti-inflammatory drugs: an update of gastrointestinal, cardiovascular and renal complications. J Pharm Pharm Sci. 2013;16(5):821-847.
  10. Jiang G, Wan B, Huang W, Chen L, Duan B, Wang Y. Influence of acupotomy loosing on IL-6, IL-10 and TNF-α in synovial fluid of rheumatoid arthritis patients with elbow joint stiffness. World J Acupunct Moxibustion. 2018;28(2):91-96.
  11. Sun J, et al. Acupotomy therapy for knee osteoarthritis pain: systematic review and meta-analysis. Evid Based Complement Alternat Med. 2020;2020:2168283.
  12. Hu J, Tong H, Zhang J, Jiang L. Acupotomy for musculoskeletal pain: exploring therapeutic potential and future directions. J Pain Res. 2025;18:3027-3036.
  13. Kwon CY, Yoon SH, Lee B. Clinical effectiveness and safety of acupotomy: an overview of systematic reviews. Complement Ther Clin Pract. 2019;36:142-152.
  14. Lijian Z, Zhen Z, Yuan Y, Nachuan Z. Ultrasound-guided acupotomy for cervical spondylosis: a systematic review and meta-analysis based on GRADE quality assessment. Front Pain Res (Lausanne). 2025;6:1654265.
  15. Shi T, et al. Acupuncture relieves cervical spondylosis radiculopathy by regulating spinal microglia activation through MAPK signaling pathway in rats. J Pain Res. 2023;16:3945-3960.
  16. Mogil JS. Animal models of pain: progress and challenges. Nat Rev Neurosci. 2009;10(4):283-294.
  17. Yamauchi M, Sekiyama H, Shimada SG, Collins JG. Halothane suppression of spinal sensory neuronal responses to noxious peripheral stimuli is mediated, in part, by both GABA(A) and glycine receptor systems. Anesthesiology. 2002;97(2):412-417.
  18. Li Q, Mathena RP, Eregha ON, Mintz CD. Effects of early exposure of isoflurane on chronic pain via the mammalian target of rapamycin signal pathway. Int J Mol Sci. 2019;20(20):5102.
  19. Boegel K, Gyulai FE, Moore KK, Gold MS. Deleterious impact of a γ-aminobutyric acid type A receptor-preferring general anesthetic when used in the presence of persistent inflammation. Anesthesiology. 2011;115(4):782-790.
  20. Liguo Z, Bin T, Xu W, He Y. Research progression and evaluation of an animal model of cervical radiculopathy. Chin J Tissue Eng Res. 2018;22(35):5700-5705.
  21. Caridi JM, Pumberger M, Hughes AP. Cervical radiculopathy: a review. HSS J. 2011;7(3):265-272.
  22. Liu DL, et al. Chronic cervical radiculopathic pain is associated with increased excitability and hyperpolarization-activated current (Ih) in large-diameter dorsal root ganglion neurons. Mol Pain. 2017;13:1744806917707127.
  23. Rothman SM, Winkelstein BA. Chemical and mechanical nerve root insults induce differential behavioral sensitivity and glial activation that are enhanced in combination. Brain Res. 2007;1181:31-43.
  24. Rothman SM, Huang Z, Lee KE, Weisshaar CL, Winkelstein BA. Cytokine mRNA expression in painful radiculopathy. J Pain. 2009;10(1):90-99.
  25. Hubbard RD, Winkelstein BA. Transient cervical nerve root compression in the rat induces bilateral forepaw allodynia and spinal glial activation: mechanical factors in painful neck injuries. Spine (Phila Pa 1976). 2005;30(17):1924-1932.
  26. Costigan M, Scholz J, Woolf CJ. Neuropathic pain: a maladaptive response of the nervous system to damage. Annu Rev Neurosci. 2009;32:1-32.
  27. Vrinten DH, Hamers FFT. "CatWalk" automated quantitative gait analysis as a novel method to assess mechanical allodynia in the rat: a comparison with von Frey testing. Pain. 2003;102(1-2):203-209.
  28. Gonçalves LI, Oliveira Junior PH, Baima JPS. Cervical radiculopathy for neurologists: the role of electrodiagnosis. Arq Neuropsiquiatr. 2025;83(10):s00451812893.
  29. Tong HC. Incremental ability of needle electromyography to detect radiculopathy in patients with radiating low back pain using different diagnostic criteria. Arch Phys Med Rehabil. 2012;93(6):990-992.
  30. Lee SJ, Han TR, Hyun JK, Jeon JY, Myong NH. Electromyographic findings in nucleus pulposus-induced radiculopathy in the rat. Spine (Phila Pa 1976). 2006;31(18):2053-2058.
  31. Fisher MA. Electrophysiology of radiculopathies. Clin Neurophysiol. 2002;113(3):317-35.
  32. Miller AL, Golledge HDR, Leach MC. The influence of isoflurane anaesthesia on the rat grimace scale. PLoS One. 2016;11(11):e0166652.
  33. Medeiros MA, Canteras NS, Suchecki D, Mello LEAM. c-fos expression induced by electroacupuncture at the Zusanli point in rats submitted to repeated immobilization. Braz J Med Biol Res. 2003;36(12):1673-1684.
  34. Grissom N, Kerr W, Bhatnagar S. Struggling behavior during restraint is regulated by stress experience. Behav Brain Res. 2008;191(2):219-226.
  35. Grissom N, Bhatnagar S. Habituation to repeated stress: get used to it. Neurobiol Learn Mem. 2009;92(2):215-224.
  36. Gray M, Bingham B, Viau V. A comparison of two repeated restraint stress paradigms on hypothalamic-pituitary-adrenal axis habituation, gonadal status and central neuropeptide expression in adult male rats. J Neuroendocrinol. 2010;22:92-101.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

טיפול באקופוטומימודל חולדהדחיסת שורש עצבאנליזת אלקטרומיוגרפיהאנליזת הליכהסף נסיגה מכניהיסטופתולוגיה של שורש העצב
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.