Name: מדריך ל בשנת vivo הקלטה חד-יחידה מקליפת המוח המעכבת interneurons המזוהות Optogenetically (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 32 s
Description: למדו שיטה לרישום יחידות בודדות מנוירונים מעכבים בקליפת המוח בעכברים המביעים ChR2, תוך שימוש באופטוגנטיקה לזיהוי תאים. גישה זו מציעה חלופה נגישה וחסכונית לטכניקות דימות מורכבות יותר במחקר נוירולוגי.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

עבודה זו מומנה על ידי קרן וייטהול וה-NIH. אנו מודים לקליפורד דקס (מינהל התמיכה הטכנית של אוניברסיטת אורגון) על עזרתו ומומחיותו בתכנון מעגל עבור אספקת אור.

הערה: הפרוטוקול הבא הוא בהתאם למכונים הלאומי לבריאות הנחיות כפי שאושר על ידי אוניברסיטת הטיפול בבעלי חיים אורגון ועדת שימוש. 1. ניתוח חריף <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את החיה עם קוקטייל קטמין-medetomidine, באמצעות הזרקת intraperitoneal (IP) (טבלת 1). הערה: העכברים משמשים בניסויים אלה נוצרים על ידי חציית line10 המהונדס cre תלוי ChR2-EYFP לinterneuron קווי נהג (Pvalb-iCre11, PV +; SST-iCre12, + SOM; Cr-iCre12, CR +). משלוח ויראלי של ChR2 או opsins קשור צריך לעבוד באותה מידה, בהנחת רמות ביטוי דומות מתקבלות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני תחילת ניתוח, להבטיח שמצגי שהחיה לא בתגובת קמצוץ הבוהן עדינה. -לנהל מחדש הרדמה לאורך הניסוי כנדרש בכדי לשמור על עומק זה של הרדמה. אם אתם משתמשים בחומרי הרדמה בזריקות, לחלופין להשתיל צנתר IP לזריקות תחזוקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשמור על בעלי החיים התייבשות עם מי מלח או תמיסת רינגר לקטט לאורך כל הניסוי (מיליליטר כ 3 / קילוגרם / שעה), לדוגמא על ידי שימוש בקוקטייל הרדמה מדולל כראוי לזריקות תחזוקה (טבלה 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החיה במנגנון הראש-אחזקת stereotaxic או אחר. ודא שהגולגולת היא מאובטחת היטב. זה חיוני לשמירת הקלטות תא בודדות יציבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל המשחה opthalamic לעיניים למניעת יובש. לשמור על טמפרטורת גוף ב36.5-37 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע ניקוז cisternal ליציבות הקלטה נוספת. באמצעות להב סכין מנתחים, הסרת רקמה מן הפנים האחוריים של הגולגולת כדי לחשוף את Magna Cisterna. הפוך ניק קטן בדורה כדי לנקז את נוזל המוח והשדרה. השתמש בקצה מאוד של הלהב, ולהימנע מיצירת קשר עם גזע המוח הקטן או במוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש באזמל, לבצע פתיחת גולגולת קטנה (~ 2 מ&quot;מ 2) מעל האזור בקליפת המוח של עניין (לשמיעהקליפת מוח, בערך -2.3 מ&quot;מ אחורי של גבחת, 4.5 רוחב מ&quot;מ של קו האמצע). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הדורה ולכסות את הקליפה נחשפה בשכבה של agarose החם 0.5-1 מ&quot;מ עובי (agarose 1.5% בתמיסת מלח, 0.9% NaCl; להחיל ב ~ 37 ° C). שמור לח agarose לאורך כל הניסוי על ידי מעת לעת יישום כמה טיפות של תמיסת מלח. </li></ol> 2. הקלטת סט-אפ <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן אלקטרודה טונגסטן (7-14 MΩ, 127 מיקרומטר קוטר, 12 ° קצה מחודד, מצופה אפוקסי-). דבק מגע אלקטרודה לצינור זכוכית נימים ולהוסיף צינורות חום להתכווץ לאחיזה (איור 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הר אלקטרודה על micromanipulator ממונע (או הידראולי), להגדיר לנסוע מאונך למשטח קליפת המוח. להחליק קרקע חוט מתחת לעור, על הגולגולת. יש להימנע ממגע עם השרירים בצד של הראש והעורף כפי שהם יכולים ליצור חפצי electromyographic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להגביר את האות החשמלית באמצעות מגבר תאיאה בדיוני li מתאים להקלטת יחידה אחת, מצויד רצוי עם מצב בדיקת עכבה. לעקוב אחר פעילות שוטפת spiking (מעבירי פס תדרים 300 - 5,000 הרץ) עם שני אוסצילוסקופ ומערכת של רמקולים מוגברים. כאן, הנתונים שנרשמו הוא דיגיטציה ברציפות בקצב דגימה של 10 kHz; קוצים מופקים מחובר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקדם את האלקטרודה באמצעות agarose עד הקצה מגיע לפני השטח של קליפת המוח. שים לב שלב זה דרך מיקרוסקופ. &quot;אפס&quot; עמדה זו על micromanipulator. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כקירוב לעומק של הקלטה הטובה ביותר, חזותי לאשר שהקצה האלקטרודה יוצא משטח קליפת המוח בעומק של אפס בעת משיכת האלקטרודה בסוף החדירה. הערה: פער בין קריאת מניפולטור ואת המיקום האלקטרודה נצפה מצביעה על כך שהוא נסחף ביחס לרקמה. זה יכול להיגרם על ידי חוסר יציבות של המוח או של בעל חיים, או להיסחף מניפולטור. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כבדיקה נוספת, כדי לוודא שאפס הגדרת נקודה זו תואמת את פני השטח של קליפת המוח, לפקח פוטנציאלים בתחום עורר גירוי תוך קידום דרך כמה מאה מיקרומטרים הראשונים של רקמה. כאשר ניטור פוטנציאל בתחום, להוריד את הפסקת מסנן להקה עוברת התחתונה של המגבר תאי עד 10 הרץ. ודא שהקוטביות של פוטנציאל השדה המקומי הופכת סביב עומק של ~ 100 מיקרומטר, ליד שכבת גבול I / II 13. זוהי נקודת התייחסות אמינה לשמיעת קליפה, אבל זה יכול להיות שונה לאזורים בקליפת המוח אחרים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הר סיבים אופטיים מצמידים את מקור אור כחול (איור 2) על micromanipulator ידני. שימוש במיקרוסקופ, מקם את קצה הסיב הקרוב אל פני השטח של agarose ככל האפשר. מרכז את הקרן שבה אלקטרודה תיכנס לרקמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להסדיר את הפלט של מקור האור עם יחידת בקרה מסוגלת לספק TTL (היגיון טרנזיסטור-טרנזיסטור) רכבת דופק של רוחב וduratio צויןn- למשל, Arduino (איור 3), כרטיס שהמחשב / O (כפי שמוצג), או מחולל את דופק זמין מסחרי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפקח על האות בשני אוסצילוסקופ. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מדידת כוח מוחלט אור (mW) בקצו של הסיב האופטי באמצעות מד כוח. השתמש בערך זה כדי לחשב irradiance (mW / מ&quot;מ 2) על ידי החלוקה בשטח החתך של ליבת הסיב. תתחיל עם ערך עוצמה בטווח של 10-15 mW / 2 מ&quot;מ ולהתאים כלפי מטה במידת צורך, עד שחפצים בוטלו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדקו חפצי אור עם אלקטרודה בagarose, על סף כניסה לרקמות. התחל רכבת דופק החיפוש (לדוגמא, 30 הבזקי אור msec, 500 מרווח interstimulus msec (ISI)). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחסל את החפצים חולפים אור (איור 4) על ידי מיקום מחדש של סיבים האופטיים ביחס לאלקטרודה כדי לשנות את הזווית של אור האירוע. אם חפצים להתמיד, נסה להקטין את כוח האור. בהדואר מקרה נדיר שממצאים לא ניתן למנוע לחלוטין (רק ממוזערים), להאריך את משך הזמן של דופק החיפוש. זה יכול לסייע בזיהוי קוצים עצביים אמיתיים. </li></ol></li></ol> 3. PINP-בישר &#39; <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקדם את האלקטרודה באיטיות דרך המוח בשיעור של כ 1 מיקרומטר / sec. השתמש אוסצילוסקופ אחד כדי לפקח על פעילות שוטפת. מצד השני, לעורר את פעימות הלייזר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תקשיב ל&#39;החשיש &#39;הקלוש של קוצים אור עורר על צג השמע, אשר מציין כי האלקטרודה מתקרבת תא ChR2 + ולעתים קרובות יכולה להיתפס גם לפני האות החשמלי ניכרת באוסצילוסקופ. להאט את קצב ההתקדמות. הערה: אם התא נמצא בדיוק במסלול של האלקטרודה, פעילות האור עורר תגדל גדולה יותר (ויותר). כמו האלקטרודה גישות interneuron אחת, החשיש יפתור בצורת קוצים קטנים אך מוגדרים היטב בגודל ובצורה אחידים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שliקוצים עוררים ght הם גדולים מספיק כדי לעורר את של בנפרד על אוסצילוסקופ, תתחיל לעשות זאת. התאם את קנה המידה על הציר האופקי כדי לבחון את צורתו של גל העלייה החדה המדויקת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעצור ולחכות לרקמות להתיישב. אל תתפתה להעביר את האלקטרודה קרובה יותר לתא. שלב זה הוא קריטי עבור הקלטה יציבה. אם לאחר כמה דקות את יחס אות לרעש לא השתפר - כי הוא, הרקמה יש התיישבה, אבל זה לא הביא את כל התא קרוב יותר לקצה האלקטרודה - מראש 5 מיקרומטר נוסף ושוב לחכות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על תהליך זה עד שאחד השיא או השפל של פוטנציאל הפעולה יכול לנפול בפח באופן אמין עם סף מתח להגדיר היטב מעל רצפת הרעש (לדוגמא, +/- 300 μV או יותר). הערה: יש סיכון הקטן של שקר-חיוביים או עמימות כאשר PINPing interneurons המעכבת. רוב התאים יכולים בקלות לעקוב רכבת של פולסים עם משך זמן של 30 מילים-שני ובין-pulמרווח se 500 אלפיות שני, או מהיר יותר, עם זמן אחזור ספייק ראשון אמין של 2-5 msec (איור 5). רוב תאי PV +, בפרט, יכול לקיים את הירי לשניות מלאה 1 (איור 6). כי אלה הם נוירונים מעכבים, הפעלת disynaptic (עקיפה) היא לא דאגה גדולה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעת ההקלטה, לעקוב אחר פעילות שוטפת באוסצילוסקופ הראשון. להשגיח מקרוב על הגודל והצורה של קוצים באמצעות אוסצילוסקופ השני. שים לב לאיכות הצליל שלהם ברמקול. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להקשיב בתשומת לב לשינויים פתאומיים, שמצביעים על כך שהתא הוא גם ציור קרוב מדי לאלקטרודה (שבו מסתכן בכך שפדה או פגומה), או שהוא נסחף משם. אם הקוצים הופכים לגדולים ומעוותת, לסגת; אם הם גדלים קטנים יותר, לקדם את האלקטרודה. לנוע באיטיות ב2 מיקרומטר צעדים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאשר את האיכות של פוסט הוק-ההקלטה בגבבם כל צורות גל העלייה החדה, ומיושר לשיא או שפל. להשתנות thres המתחלהחזיק. על פני מגוון רחב של ערכי סף, שלא צריך רק פעם להיות צורת ספייק עקבית אחד בגובה האחיד (איור 5 א). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם בכל נקודת האות הופכת מזוהמת עם קוצים מתא עצב סמוך, להמשיך הלאה. להתקדם לאט לאט, על הסיכוי קלוש שהאלקטרודה תעבור מחוץ לטווח של התא השכן, אך תישאר בטווח של הנוירון היעד. (זה בדרך כלל לא מוצלח.) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את האלקטרודה דרך כל העומק של קליפת מוח (900 + מיקרומטר) בכל חדירה. אם אין תאי עצב אור תגובה הם נתקלו לאחר חדירות רבות או, לחלופין, הקלטות מזוהמות באופן שיגרתי עם קוצים מתאי ChR2- שכנים, לנסות אלקטרודה חדשה. הערה: גם בתוך אצווה אחת, הגיאומטריה העכבה וקצה אלקטרודות בודדות יכולה להשתנות במידה ניכרת. שני הגורמים משפיע על &quot;רדיוס ההקשבה&quot; האפקטיבי של האלקטרודה, אשר חייב להיות גדולים מספיק כדי לזהות קוצים אור עורר ש&quot;שחיפוש איל, עדיין מוגבל מספיק כדי לאפשר הקלטת interneuron בודד בבידוד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק את העכבה של אלקטרודות לפי הצורך. כדי למנוע נזק לרקמה, לעשות את זה עם קצה האלקטרודה בחלק העליון של שכבת agarose, גם מחוץ למוח. בטווח של 7-14 MΩ, העכבה המדויקת אינה מנבא בטוח בביצועים, או תשואה, עבור יישום זה. שאמרו, זה proxy סביר לרדיוס האזנה: אלקטרודות נמוכה עכבה להרים יותר יחידות; גבוהה עכבה, פחות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בסופו של הניסוי, להרדימו באמצעות אושר-מוסדי, כגון מנת יתר הרדמה, או נקע בצוואר הרחם תחת מטוס עמוק של הרדמה. </li></ol>

<ol><li>Lima, S. Q., Hromadka, T., Znamenskiy, P., Zador, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PINP%3A+a+new+method+of+tagging+neuronal+populations+for+identification+during+in+vivo+electrophysiological+recording%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">PINP: a new method of tagging neuronal populations for identification during in vivo electrophysiological recording.</a> PLoS One. 4, (2009).</li>
<li>Moore, A. K., Wehr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parvalbumin-expressing+inhibitory+interneurons+in+auditory+cortex+are+well-tuned+for+frequency%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Parvalbumin-expressing inhibitory interneurons in auditory cortex are well-tuned for frequency.</a> J Neurosci. 33, 13713-13723 (2013).</li>
<li>Merchant, H., de Lafuente, V., Pena-Ortega, F., Larriva-Sahd, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+impact+of+interneuronal+inhibition+in+the+cerebral+cortex+of+behaving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Functional impact of interneuronal inhibition in the cerebral cortex of behaving animals.</a> Prog Neurobiol. 99, 163-178 (2012).</li>
<li>Markram, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interneurons+of+the+neocortical+inhibitory+system%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Interneurons of the neocortical inhibitory system.</a> Nat Rev Neurosci. 5, 793-807 (2004).</li>
<li>Atallah, B. V., Bruns, W., Carandini, M., Scanziani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parvalbumin-expressing+interneurons+linearly+transform+cortical+responses+to+visual+stimuli%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Parvalbumin-expressing interneurons linearly transform cortical responses to visual stimuli.</a> Neuron. 73, 159-170 (2012).</li>
<li>Wilson, N. R., Runyan, C. A., Wang, F. L., Sur, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Division+and+subtraction+by+distinct+cortical+inhibitory+networks+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Division and subtraction by distinct cortical inhibitory networks in vivo.</a> Nature. 488, 343-348 (2012).</li>
<li>Letzkus, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+disinhibitory+microcircuit+for+associative+fear+learning+in+the+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A disinhibitory microcircuit for associative fear learning in the auditory cortex.</a> Nature. 480, 331-335 (2011).</li>
<li>Pi, H. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+interneurons+that+specialize+in+disinhibitory+control%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Cortical interneurons that specialize in disinhibitory control.</a> Nature. 503, 521-524 (2013).</li>
<li>Adesnik, H., Bruns, W., Taniguchi, H., Huang, Z. J., Scanziani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+neural+circuit+for+spatial+summation+in+visual+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A neural circuit for spatial summation in visual cortex.</a> Nature. 490, 226-231 (2012).</li>
<li>Madisen, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+toolbox+of+Cre-dependent+optogenetic+transgenic+mice+for+light-induced+activation+and+silencing%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A toolbox of Cre-dependent optogenetic transgenic mice for light-induced activation and silencing.</a> Nat Neurosci. 15, 793-802 (2012).</li>
<li>Hippenmeyer, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+developmental+switch+in+the+response+of+DRG+neurons+to+ETS+transcription+factor+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">A developmental switch in the response of DRG neurons to ETS transcription factor signaling.</a> PLoS Biol. 3, 159(2005).</li>
<li>Taniguchi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+resource+of+Cre+driver+lines+for+genetic+targeting+of+GABAergic+neurons+in+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">A resource of Cre driver lines for genetic targeting of GABAergic neurons in cerebral cortex.</a> Neuron. 71, 995-1013 (2011).</li>
<li>Christianson, G. B., Sahani, M., Linden, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Depth-dependent+temporal+response+properties+in+core+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Depth-dependent temporal response properties in core auditory cortex.</a> J Neurosci. 31, 12837-12848 (2011).</li>
<li>Povysheva, N. V., Zaitsev, A. V., Gonzalez-Burgos, G., Lewis, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+heterogeneity+of+fast-spiking+interneurons%3A+chandelier+versus+basket+cells%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological heterogeneity of fast-spiking interneurons: chandelier versus basket cells.</a> PLoS One. 8, 70553(2013).</li>
</ol>

למחברים אין אינטרסים כלכליים מתחרים.

למרות PINP באופן רעיוני פשוט, זה יכול להיות מאתגר בפרקטיקה. הקובע עיקרי של הצלחה הוא הבחירה של האלקטרודה. רדיוס ההאזנה החשמל הוא הפרמטר הקריטי. זה חייב להיות גדול מספיק כדי לזהות קוצים אור עורר כאשר הקצה הוא עדיין במרחק מה מתא ChR2 +, כך שאפשר להתאים את קצב התקדמות בהתאם. באותו הזמן, זה חייב להיות מוגבל מספיק כדי לאפשר בידוד יחידה אחת טוב. כלומר, האלקטרודה אסור גם להרים קוצים מיחידות ChR2- שכנים. את האיזון הנכון במונחים של רדיוס האזנה יהיה אתגר עבור כל סוג תא מטרה, אבל זה נכון במי...

אפיון סוגי התאים הרבים המרכיבים את מוח היונקים היה מטרה מרכזית, אך חמקמקה מזה זמן רב, של נוירופיזיולוגיה. לדוגמה, המאפיינים והתפקוד של סוגי תאים מעכבים שונים בקליפת המוח הם נושאים מעניינים מאוד אך עדיין אינם ידועים יחסית. הסיבה לכך היא בין השאר מכיוון שטכניקות הקלטה עיוורות קונבנציונליות מוגבלות ביכולתן להבחין בין סוגי תאים שונים. ניתן להשתמש ברוחב ספייק חוץ-תאי כדי להפריד נוירונים מעכבים חיוביים לפרוואלבומין מתאי פירמידה מעוררים, אך שיטה זו כפופה לשגיאות מסוג I וסוג II2,3. לחלופין, ניתן למלא, לשחזר ולצבוע נוירונים מתועדים כדי לאשר מאוחר יותר את זהותם המורפולוגית והמולקולרית, אך זהו תהליך גוזל זמן רב. לאחרונה, אוכלוסיות מזוהות גנטית של אינטרנוירונים מעכבים הפכו לנגישות באמצעות הדמיית סידן או הקלטות טלאים מונחות חזותית. בגישות אלה, ביטוי ויראלי או טרנסגני של מדווח סידן (כגון GCaMP) או חלבון פלואורסצנטי (כגון GFP) מאפשר זיהוי ואפיון של סוגי תאים המוגדרים על ידי ביטוי מקדם. גישות אלה משתמשות במיקרוסקופיה דו-פוטונית, הדורשת ציוד יקר, ומוגבלות גם לשכבות קליפת המוח השטחיות בשל תכונות פיזור האור של רקמת המוח. 
לאחרונה, לימה ועמיתיו1 פיתחו יישום חדשני של אופטוגנטיקה כדי למקד רישומים אלקטרופיזיולוגיים לסוגים עצביים מזוהים גנטית in vivo, המכונה "PINP" - או זיהוי בעזרת פוטוסטימולציה של אוכלוסיות עצביות. ההקלטות מבוצעות בעכברים המבטאים Channelrhodopsin-2 (ChR2) בתת-אוכלוסיות עצביות ספציפיות. חברי האוכלוסייה מזוהים על ידי תגובתם להבזק קצר של אור כחול. בניגוד ליישומים אופטוגנטיים רבים אחרים, המטרה היא לא לתמרן את תפקוד המעגל אלא פשוט לזהות נוירונים השייכים למחלקה מוגדרת גנטית, שלאחר מכן ניתן לאפיין אותם במהלך תפקוד מוחי תקין. ניתן ליישם את הטכניקה עם ציוד הקלטה חוץ-תאי סטנדרטי ולכן יכולה לשמש חלופה נגישה וזולה להדמיית סידן או תיקון מונחה חזותית. כאן אנו מתארים גישה ל-PINPing סוגי תאים ספציפיים בקליפת המוח השמיעתית המורדמת, בציפייה שניתן יהיה ליישם את הנקודות הכלליות יותר באופן שימושי בתכשירים אחרים ובאזורי מוח.
בקליפת המוח, PINP טומן בחובו הבטחה מיוחדת לחקירת תכונות התגובה in vivo של אינטרנוירונים מעכבים. אינטרנוירונים GABAergic מהווים תת-קבוצה קטנה והטרוגנית של נוירונים בקליפת המוח4. לאחרונה הוכח כי תת-סוגים שונים, המסומנים על ידי ביטוי של סמנים מולקולריים מסוימים, ממלאים תפקידים חישוביים שונים במעגלים קליפת המוח5-9. ככל שהכלים הגנטיים ישתפרו, ייתכן שבסופו של דבר ניתן יהיה להבחין בין סוגים הניתנים להפרדה מורפולוגית ופיזיולוגית הנכללים במחלקות הרחבות הללו. אנו חולקים כאן את האסטרטגיה שלנו להשגת הקלטות יציבות ומבודדות היטב של יחידה אחת מאינטרנוירונים מעכבים שזוהו בקליפת העכבר המורדמת. אסטרטגיה זו פותחה במיוחד עבור מיקוד לתאים חיוביים לפרבאלבומין (PV+), אך מצאנו שהיא עובדת גם עבור סוגים אחרים של אינטרנוירונים, כגון אינטרנוירונים המבטאים סומטוסטטין (SOM+) ואינטרנוירונים המבטאים קלרטינין (CR+). למרות ש-PINPing הוא פשוט מבחינה רעיונית, הוא יכול להיות בלתי מתפשר באופן מפתיע בפועל. למדנו מספר טיפים וטריקים באמצעות ניסוי וטעייה שעשויים להיות שימושיים לאחרים שמנסים את השיטה.

<table><tbody><tr><td>ChR2-EYFP</td><td>קו מושבות ג'קסון</td><td>12569</td><td></td></tr><tr><td>Pvalb-iCre (PV) קו</td><td>מושבות ג'קסון</td><td>8069</td><td></td></tr><tr><td>Sst-iCre (SOM)</td><td>קו מושבות ג'קסון</td><td>13044</td><td></td></tr><tr><td>Cr-iCre (CR)</td><td>קו מושבות ג'קסון</td><td>10774</td><td></td></tr><tr><td>אגרוז</td><td>סיגמא-אולדריץ'</td><td>A9793</td><td>סוג III-A, נקודת מיקרו EEO גבוהה</td></tr><tr><td>(דוראלית וו)</td> <td>FST</td><td>10066-15</td><td></td></tr><tr><td>מספריים כירורגיים</td><td>FST</td><td>14084-09</td><td></td></tr><tr><td>אזמל</td><td>FST</td><td>10003-12 (ידית), 10011-00 (להבים)</td><td></td></tr> <tr><td>Puralube משחת</td> עיניים <td>פוסטר & סמית</td><td>9N-76855</td><td></td></tr><tr><td>שמיכה הומותרמית</td><td>מנגנון הרווארד</td><td><שם = "טווח! C11 אינץ'>507220F</a></td><td></td></tr><tr><td>טונגסטן מיקרואלקטרודות</td><td>A-M Systems</td><td>577200</td><td>12 M&Omega; התנגדות AC, 127 &mu; קוטר מ', 12& מעלות; קצה מחודד, צינורות זכוכית נימית מצופה אפוקסי</td></tr><tr><td></td><td>וורנר אינסטרומנטס</td><td>G150TF-3</td><td></td></tr><tr><td>צינורות כיווץ חום</td><td>DigiKey</td><td>A332B-4-ND</td><td></td></tr><tr><td>Zapit מאיץ</td><td>DVA</td><td>SKU ZA/</td><td>ZAA שימוש עם דבק סופר סטנדרטי.&nbsp;</td></tr><tr><td>מגבר AC מיקרואלקטרודה 1800</td><td>AM מערכות</td><td>700000</td><td></td></tr><tr><td>MP-285 מיקרומניפולטור ממונע</td><td>סאטר</td><td>MP-285</td><td></td></tr><tr><td>אוסילוסקופים דיגיטליים 4 ערוצים</td><td>Tektronix</td><td>TDS2000C</td><td></td></tr><tr><td>רמקולים מופעלים</td><td>הרמן</td><td>דגם JBL&nbsp; </td><td></td></tr><tr><td>מניפולטור ידני</td> דואט <td>Scientifica</td><td>LBM-7</td><td></td></tr><tr><td>800 ומיקרו; m כבל תיקון סיבים אופטיים</td><td>ThorLabs</td><td>FC/PC BFL37-800</td><td></td></tr><tr><td>מד כוח</td><td>ThorLabs</td><td>PM100D (מד כוח), S121C (חיישן כוח סטנדרטי)</td><td></td></tr> <tr><td>475 ננומטר Cree XLamp XP-E</td><td>DigiKey</td><td>XPEBLU-L1-R250-00Y01DKR-ND</td><td>LED ההספק והיעילות גדלים ללא הרף, לכן אנו ממליצים לבדוק את המוצרים העדכניים ביותר (www.cree.com).</td></tr><tr><td>Arduino UNO</td><td>DigiKey</td><td>1050-1024-ND</td><td></td></tr></tbody></table>

מדריך ל בשנת vivo הקלטה חד-יחידה מקליפת המוח המעכבת interneurons המזוהות optogenetically

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

אתגר גדול בנוירופיזיולוגיה היה לאפיין את מאפייני התגובה ותפקוד של סוגים הרבים של תאים מעכבים בקליפת המוח. אנחנו כאן לשתף את האסטרטגיה שלנו להשגת הקלטות יציבה, מבודדות היטב יחידה אחת מinterneurons המעכבת שזוהתה בקליפת מוח העכבר הרדים בשיטה שפותחה על ידי לימה ו1 עמיתים. הקלטות מבוצעות בעכברים המבטאים Channelrhodopsin-2 (ChR2) בתת אוכלוסיות עצביות ספציפיות. בני האוכלוסייה מזוהים בתגובתם להבזק קצר של אור הכחול. טכניקה זו - המכונה &quot;PINP&quot;, או זיהוי סייע-photostimulation של אוכלוסיות נוירונים - יכולה להיות מיושמת עם ציוד הקלטה תאי סטנדרטי. זה יכול לשמש חלופה זולה ונגישה להדמית סידן או תיקון חזותי מודרך, לשם מיקוד הקלטות תאית לתאים גנטיים מזוהים. Here אנו מספקים סדרה של הנחיות לייעול השיטה בפרקטיקה יומיומית. אנו מעודנים האסטרטגיה שלנו באופן ספציפי למיקוד תאי parvalbumin-חיובי (+ PV), אבל מצאנו שזה גם עובד עבור סוגים אחרים interneuron, כגון (SOM +) להביע סומטוסטטין וinterneurons להביע calretinin (CR +).

אנחנו כאן לשתף את האסטרטגיה שלנו להשגת הקלטות יחידה אחת מinterneurons המעכבת גנטי-מסווגת בקליפת העכבר בהרדמה, באמצעות שיטת optogenetic שפותחה על ידי ואח לימה אל. 1. טבלת פרטים 1 קוקטייל ההרדמה הציע, קטמין-medetomidine-Acepromazine (" KMA "). איור 1 מתאר microelectrode טונגסטן, מוכן להקלטה. איור 2 מכילים תרשים מעגל עבור יחידת בקרת LED פשוט. איור 3 מכילים את התצורה וקוד ...

כאן אנו מתארים את האסטרטגיה שלנו להשגת הקלטות יציבות ומבודדות היטב של יחידה אחת מאינטרנוירונים מעכבים שזוהו בקליפת המוח של העכבר המורדם. תאי עצב המבטאים ChR2 מזוהים על ידי תגובתם לאור כחול. השיטה משתמשת בציוד הקלטה חוץ-תאי סטנדרטי, ומשמשת כחלופה זולה להדמיית סידן או תיקון מונחה חזותית.

מדריך ל בשנת vivo הקלטה חד-יחידה מקליפת המוח המעכבת interneurons המזוהות Optogenetically

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

המטרה הכוללת של הניסוי הבא היא להשיג הקלטות יחידה בודדת חוץ-תאיות באיכות גבוהה מתאי עצב בקליפת המוח בעכברים המבטאים שורש ערוץ שני. זה מושג על ידי קידום אלקטרודת הקלטה עם עכבה גבוהה דרך הרקמה כדי לזהות בין נוירונים מתגובות זינוק לפולסים של אור כחול. האות החשמלי מנוטר לשינויים המצביעים על קצב ההתקדמות המתאים והסבירות להשיג הקלטה יציבה ומבודדת היטב.אם לא ניתן להשיג בידוד טוב של יחידה אחת או להיפך, לעתים רחוקות נתקלים בנוירונים המגיבים לאור, החלף את אלקטרודת ההקלטה. התוצאות מראות כי אמינות האור מעוררת תגובות מזיהוי אופטי לתאי עצב ואת יחס האות לרעש האופייני המתקבל באסטרטגיה זו. גישת גירוי הצילום היא דרך נגישה וזולה להתמקד בסוגי תאים המזוהים גנטית באמצעות מגבר חוץ-תאי סטנדרטי ואור כחול.זוהי האסטרטגיה שלנו לסרסור נוירונים פנימיים ספציפיים בקליפת המוח השמיעתית המרדימה, אך הנקודות הכלליות יותר חלות על אזורים אחרים בקליפת המוח מאשר סוגי תאים דלילים כדי להתחיל בהליך זה. לאחר שהחיה הורדמה עם קוקטייל קטמין מיין באמצעות הזרקה תוך-צפקית, הנח אותו בסטריאוטקסי או במנגנון אחיזת ראש אחר, וודא שהגולגולת מאובטחת היטב. זה חיוני לשמירה על הקלטות יציבות של תא בודד.לאחר מכן, יש למרוח משחת עיניים על העיניים כדי למנוע יובש ולשמור על טמפרטורת הגוף של בעל החיים על 37 מעלות צלזיוס כדי לבצע ניקוז חזה CI ליציבות הקלטה נוספת, להסיר רקמה מהגולגולת האחורית עם להב אזמל כדי לחשוף את מגנה עצם החזה של CI. לאחר מכן עשה חתך קטן בדורה עם קצה הלהב כדי לנקז את נוזל עמוד השדרה המוחי. כעת באמצעות האזמל, בצע כריתת גולגולת קטנה מעל אזור קליפת המוח המעניין.לאחר מכן, הסר את הדורה ואז כסה את קליפת המוח החשופה בשכבת הארוס החם. שמור על האגרוס לח במי מלח. הכן אלקטרודה למעמד לשונות.הדביקו את האלקטרודה לצינור נימי זכוכית בעזרת דבק סופר ומאיץ. לאחר מכן הוסף צינורות לכווץ חום לאחיזה. לאחר מכן, הרכיב את האלקטרודה על מניפולטור מיקרום ממונע או הידראולי והגדר אותה לנסוע אורתוגונלית למשטח קליפת המוח.החלק חוט הארקה מתחת לעור כנגד הגולגולת. הימנע ממגע עם השרירים בצד הראש ובחלק האחורי של הצוואר מכיוון שהם עלולים ליצור חפצים גרפיים של מיו. האות החשמלי מוגבר באמצעות מגבר חוץ-תאי המתאים להקלטת יחידה אחת, רצוי מצויד במצב בדיקת עכבה.פעילות הזינוק המתמשכת מנוטרת באמצעות שני אוסצילוסקופים וסט רמקולים מופעלים. כעת קדם את האלקטרודה דרך האגרוס ובדוק את העכבה שלה כדי לוודא שהיא נמצאת בטווח של שבעה עד 14 מגה אוהם. כאשר הקצה פורץ את פני השטח של קליפת המוח אפס מיקום זה על מניפולטור המיקרום.כדי להעריך בצורה הטובה ביותר את עומק ההקלטה, ודא חזותית שקצה האלקטרודה יוצא מהמשטח הקורטיקלי בעומק של אפס. כאשר מושכים את האלקטרודה בסוף חדירה בקליפת המוח השמיעתית כדי להבטיח שנקודת ההגדרה הזו של אפס תואמת את רמת קליפת המוח, עוקב אחר פוטנציאל השדה המעורר גירוי. תוך כדי קידום האלקטרודה דרך כמה מאות המיקרומטרים הראשונים של הרקמה, ודא שהקוטביות של פוטנציאל השדה המקומי מתהפכת סביב עומק של 100 מיקרומטר.לאחר מכן, הרכיב סיב אופטי המחובר למקור אור כחול על מיקרו מניפולטור ידני. לווסת את תפוקת מקור האור עם יחידת הבקרה המסוגלת לספק רכבת דופק TTL ברוחב ומשך זמן מוגדרים. לאחר מכן עקוב אחר האות בשני האוסילוסקופים.מדוד את עוצמת האור הכוללת בקצה הסיב האופטי באמצעות מד כוח. השתמש בערך זה כדי לחשב את הקרינה על ידי חלוקתה בשטח החתך של ליבת הסיבים. התחל עם הערך בטווח של 10 עד 15 מיליוואט למילימטרים רבועים.באמצעות המיקרוסקופ מקם את קצה הסיב קרוב ככל האפשר לפני השטח של הארוס. מרכז את הקרן במקום שבו האלקטרודה תיכנס לרקמה. כעת בדוק אם יש חפצי אור עם האלקטרודה בארוס.לספק מאמץ דופק. הסר את כל חפצי האור החולפים על ידי מיקום מחדש של הסיב האופטי ביחס לאלקטרודה כדי לשנות את זווית האור הפוגע. אם החפצים נמשכים, נסה להפחית את עוצמת האור.לאחר מכן, קדם את האלקטרודה באיטיות דרך המוח בקצב של כמיקרומטר אחד לשנייה. השתמש באוסילוסקופ אחד כדי לעקוב אחר הפעילות השוטפת של האלקטרודה. השתמש בשני להפעלת פולסי הלייזר.הקשיבו ל-hash הקלוש של הקוצים המעוררים אור על צג השמע, מה שמצביע על כך שהאלקטרודה מתקרבת לתא חיובי של ערוץ. לאחר מכן האטו את קצב ההתקדמות ברגע שהאור מתעורר. קוצים גדולים מספיק כדי להיות מופעלים בנפרד על האוסילוסקופ.התחילו לעשות זאת. התאם קנה מידה על הציר האופקי כדי לראות את הצורה המדויקת של צורת הגל של הספייק. בשלב זה, הפסק לקדם את האלקטרודה והמתן עד שהיא תתייצב ברקמה.זה קריטי להקלטה יציבה. לאחר מספר דקות, אם יחס האות לרעש לא השתפר, התקדם חמישה מיקרומטרים נוספים והמתן. שוב, חזור על תהליך זה עד שניתן יהיה ללכוד באופן אמין את השיא או השפל של פוטנציאל פעולה עם סף מתח.ממוקם הרבה מעל רצפת הרעש בזמן ההקלטה. עקוב אחר הפעילות השוטפת באוסילוסקופ הראשון. במקביל, שימו לב לגודל ולצורה של קוצים באמצעות האוסילוסקופ השני ושימו לב לאיכות הצליל שלהם ברמקול.הקשיבו בתשומת לב לשינויים פתאומיים, המצביעים על כך שהתא מתקרב מדי לאלקטרודה או מתרחק. אם הדוקרנים הופכים גדולים ומעוותים, משוך את האלקטרודה. אם הם הולכים וקטנים, קדם את האלקטרודה.זז לאט בשני צעדים של מיקרומטר כדי לאשר את איכות הדוקרנים. הניחו את כל צורת הגל של הספייק על פני טווח רחב של ערכי סף. יש לראות רק צורת דוקרן עקבית אחת בגובה אחיד.רוב התאים החיוביים ל-PV יכולים להחזיק מעמד בירי למשך שנייה שלמה. אם האות מזוהם בקוצים מנוירון שכן, קדם את האלקטרודה וחפש תא חדש בכל חדירה, הורד את האלקטרודה דרך כל עומק קליפת המוח. אם לא נתקלים בנוירונים המגיבים לאור לאחר חדירות רבות או להיפך, ההקלטות מזוהמות באופן שגרתי בקוצים מערוץ סמוך, תאים שליליים של אופסין, נסה אלקטרודה חדשה.איור זה מציג הקלטות לדוגמה משלושה סוגים של תאי עצב בין-עצביים שזוהו אופטית. תאים מגיבים לרכבת דופק החיפוש בפרץ אמין של קוצים. מוצגים כאן קוצים של 100 קו tr וצורת הגל האינטרפולטיבית הממוצעת.עלילות סגל אלה מראות את התזמון העקבי של עליות קלות מעוררות אור. השהיית הספייק הראשונה עבור דגימת כוח. נוירונים בין-נוירונים חיוביים של וולין מוצגים כאן.גישת גירוי הצילום היא פשוטה מאוד מבחינה רעיונית, אך היא יכולה להיות מאתגרת באופן מפתיע ותשואה נמוכה. בפועל. אלקטרודות טלאי זכוכית מוטות מאוד לכיוון נוירונים פרה-מתכתיים, כך שלא מקבלים נוירונים פנימיים לעתים קרובות.מצד שני, עם טטרו, אתה מקבל הרבה תאי עצב בין-עצביים המגיבים לאור, אבל הקוצים קטנים ויש הרבה צורות גל חופפות, כך שקשה מאוד למיין באופן אמין ליחידות בודדות. אנו מנסים להשיג זאת בדרכים רבות ושונות, ועבור נוירונים פנימיים, מצאנו שהאלקטרודות החדות הללו של 10 עד 14 מגה-אלקטרודות השיגו את האיזון הנכון מבחינת רדיוס ההאזנה, שחייב להיות גדול מספיק כדי לזהות אור של קוצים מעץ אלון מרחוק, אך מוגבל מספיק כדי להשיג בידוד טוב של יחידה אחת. אבל יש בזה קצת וודו.אם אתה לא יכול להשיג את זה, אתה תחסוך לעצמך הרבה זמן רק על ידי נטישת האלקטרודה הזו ומעבר להבא עד שתמצא אחת שעובדת.

a-guide-to-vivo-single-unit-recording-from-optogenetically-identified

Research

JoVE Journal

Neuroscience

מדעי המוח

סרטון זה מדגים הקלטה של אותות חשמליים מתאי עצב במוח יחיד באמצעות מיקרופיפטה מזכוכית עדינה ומערך מיוחד. המיקרופיפטה מוחדרת בזהירות למוחה של החולדה ומזמזמת כדי לחדור לתא העצב כדי לרשום אותות חשמליים פנימיים של תאי עצב.

הקלטה ב-Vivo של אותות תוך-תאיים מתא עצב יחיד

סרטון זה מדגים הליך לניתוח קישוריות סינפטית בין קליפת המוח הקדם-מצחית האמצעית (mPFC) לבין נוירוני אמיגדלה באמצעות פרוסות מוח אמיגדלה חריפות מעכברים. תאי העצב קליפת המוח הקדם-מצחית האמצעית בעכברים אלה מבטאים צ'נלרודופסין שהתמזג עם חלבון פלואורסצנטי. הצ'אנלרודופינים מאפשרים זרימת יונים ויצירת פוטנציאל פעולה בנוירונים קליפתיים קדם-מצחית קדם-מצחית האמצעית עם הפעלת האור. כתוצאה מכך, נוירוני קליפת המוח הקדם-מצחית האמצעית משחררים מוליכים עצביים שנקשרים לנוירוני אמיגדלה פוסט-סינפטיים, ומפעילים זרמים...

הדמיה ומיפוי של מסלולים עצביים בפרוסת מוח של אמיגדלה

סרטון זה מדגים את ההליך לחקר יעילות סינפטית בקליפת המוח האנטורינלית הצידית (LEC) על-ידי גירוי אופטוגנטי של אקסונים של קליפת המוח הקדם-מצחית האמצעית (mPFC) ורישום התגובות של נוירונים פירמידליים ב-LEC. שיטה זו משלבת הקלטות מהדק טלאי עם הפעלה סינפטית על ידי גירוי אור כדי לחקור פלסטיות סינפטית.

גירוי אופטוגנטי ורישום אלקטרופיזיולוגי של אירועים סינפטיים בפרוסות מוח של חולדות

מקור: Lai, J., et al. רישום אלקטרופיזיולוגי בו זמנית ומיקרו-הזרקות של חומרים מעכבים במוח המכרסמים. J. Vis. Exp. (2015)סרטון זה מדגים טכניקה מבוססת מיקרו-הזרקה להקלטה ועיכוב עצביים בו זמנית בקוליקולוס העליון של החולדה. ההליך כולל מיקוד סטריאוטקסי, קידוח גולגולת והחדרת מזרק, המספק נוירוטרנסמיטר מעכב תוך רישום פעילות עצבית. גירוי אור מעורר פוטנציאל פעולה, בעוד שמיקרו-הזרקת סמים מדכאת את הריגוש העצבי. ככל שרמות המוליכים העצביים יורדות, הפעילות העצבית חוזרת לנקודת ההתחלה, ומאפשרת לחקור הן את העיכוב...

עיכוב פעילות עצבית ואיתור שלה באמצעות אלקטרופיזיולוגיה בחולדה

הפיתוח האחרון של כלים מדעי המוח המשלבים גנטיקה ואופטיקה, המכונה "optogenetics", מאפשר שליטה על פעילות מעגלים עצבית ברמה חסרת תקדים של רזולוציה מרחב ובזמן. כאן אנו מספקים פרוטוקול לשילוב בהקלטה vivo עם המניפולציה optogenetic של תת קבוצות גנטית מוגדרות של תאי עצב בקליפת המוח פירמידה וsubicular הקדם חזיתית.

שיטה לנאמנות גבוהה בקרת optogenetic של פרט פירמידת נוירונים<em&gt; בvivo</em

רשתות קליפת המוח נשלטות על ידי קבוצה קטנה, אך מגוונת של interneurons המעכב. חקירה פונקציונלית של interneurons לכן דורשת הקלטה ממוקדת וזיהוי קפדני. שתואר כאן היא גישה משולבת הכוללת כל תא הקלטות מזוגות בודדים או synaptically מצמידים של נוירונים עם תיוג תאיים, שלאחר הוק מורפולוגיים וניתוח immunocytochemical.

הקלטות תיקון מהדק כל התא מMorphologically- וinterneurons היפוקמפוס זיהה Neurochemically

גישות optogenetic נמצאים בשימוש נרחב כדי לתפעל פעילות עצבית ולהעריך את ההשלכות על תפקוד המוח. הנה, טכניקה מתוארת שעם ביטוי in vivo של המפעיל האופטי Channelrhodopsin, המאפשר ניתוח vivo לשעבר של נכסים הסינפטי של ארוכי טווח ספציפי קשרים עצביים מקומיים מעגלים הקשורות פחד.

Ex Vivo optogenetic Dissection של מעגלי פחד פרוסות המוח

בנייר זה, נדון שלושה תכשירים המוח משמש עבור כל תיקון קלאמפ הקלטה ללמוד את המעגל retinotectal של ראשנים של צפרדע רפואית זריזה . כל הכנה, עם יתרונות ספציפיים משלה, תורמת ללקוחות שלנו ניסיוני של הראשן צפרדע רפואית כמודל ללמוד תפקוד מעגלים עצביים.

ההכנות ופרוטוקולים עבור כל תא, תיקון קלאמפ הקלטה של נוירונים Tectal צפרדע רפואית זריזה

ניתן להשתמש בפרוסות מוח Ex vivo כדי לחקור את ההשפעות של חומרי הרדמה נדיפים על תגובות מעוררות לתשומות אפרינטיות. אופטוגנטיקה משמשת להפעלה עצמאית של אפרנטים תלמוקורטיים וקורטיקוקורטיקליים לניאוקורטקס שאינו ראשוני, ותגובות סינפטיות ורשתיות מווסתות עם איזופלורן.

הפעלה אופטוגנטית של מסלולים אפרנטיים בפרוסות מוח וויסות תגובות על ידי הרדמה נדיפה

כאן אנו מציגים פרוטוקול המתאר התמרה ויראלית של אזורי מוח בדידים עם מבנים אופטוגנטיים כדי לאפשר אפיון אלקטרופיזיולוגי ספציפי לסינפסה בפרוסות מוח של מכרסמים חריפים.

אקס ויוו חקירה אופטוגנטית של העברה סינפטית ארוכת טווח ופלסטיות מקליפת המוח הקדם-מצחית האמצעית ועד קליפת המוח האנטורינלית הלטרלית

כאן, אנו מציגים שני פרוטוקולים לרישום מיקרו-אלקטרוקורטיקוגרפיה בצפיפות גבוהה (μEcoG) בחולדות ועכברים, כולל שיטות כירורגיות, השתלה והקלטה. הקלטות μECoG מבוצעות בשילוב עם הקלטת פוליטרודה למינרית בקליפת המוח השמיעתית של החולדה או עם מניפולציה אופטוגנטית של פעילות עצבית בקליפת המוח הסומטוסנסורית של העכבר.

חקירות רב-ממדיות של עיבוד קליפת המוח על ידי שילוב פוליטרודים למינאריים ואופטוגנטיקה עם מיקרו אלקטרוקורטיקוגרפיה במכרסמים

למדו שיטה לרישום יחידות בודדות מנוירונים מעכבים בקליפת המוח בעכברים המביעים ChR2, תוך שימוש באופטוגנטיקה לזיהוי תאים. גישה זו מציעה חלופה נגישה וחסכונית לטכניקות דימות מורכבות יותר במחקר נוירולוגי.

מדריך ל בשנת vivo הקלטה חד-יחידה מקליפת המוח המעכבת interneurons המזוהות Optogenetically

גלה סרטונים נוספים