Name: טכניקה זעיר-פולשני להזרקה לתוך עצב העכברוש אופטי (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-19T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: למד טכניקה זעיר-פולשנית להזרקת תרופות או תאי גזע לעצב הראייה בעכברוש. השיטה מקטינה סיבוכים כירורגיים ומזרזת התאוששות לחקר מחדשות עצבית.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

מחקר זה נתמך על ידי NeuralStem, Inc. ו-Johns Hopkins Project RESTORE.

הערה: נהלי כל החיה אושרו על ידי ועדת הטיפול בבעלי חיים והשימוש בג&#39;ונס הופקינס. מכונות הרדמה דורשות בדיקה שנתית וכיול כנדרש. 1. הרדמה ומיצוב <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדמה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע את כל הניתוחים בהרדמה עם isofluorane 2-3%. אשר רמה המתאימה של הרדמה על ידי צביטת הבוהן וקצב נשימה. בדוק שהחולדה לא נרתעה בתגובה לקמצוץ הבוהן. הערה: נרתע מצביע הרדמה שתהיינה מאוחר מדי ועשוי לדרוש הרדמה כבר לפני תחילתו או בריכוז גבוה יותר isofluorane. קצב נשימה פחות מנשימה 1 כל 2 שניות היא איטיות מדי מצביע ההרדמה הוא גבוה מדי ועשוי לדרוש הבהרה של ריכוז isofluorane. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אבטח את בעלי החיים כנדרשים כדי למנוע תנועת הראש במהלך ההליך. מניחים ירידה של לידוקאין על העין כירורגית. השתמש דמעות מלאכותיות כל 10 דקות כדי למנוע יובש ואילו בהרדמה. תןהזרקה של עצירות של 0.01 מ&quot;ג / קילוגרם כל שעות 6-8 SC מראש אופרטיבי ולאחר מכן לפי צורך. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מיקום. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים חולדות למסגרת stereotaxic ולהתחמם עם כרית חימום. להרטיב את הפרווה הקרקפת עם טיפול נטילת אלכוהול, כדי למנוע חשיפה בעיניים. השתמש בכלים סטריליים וטכניקה סטרילית כדי למזער את הסיכון של זיהומים לאחר ניתוח. </li></ol></li></ol> 2. עין בקרה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים תפר 4-0 בלחמית הרוחב ולקשור אותו עם מספיק תפר להתיר מתיחה עדינה. </li></ol> 3. Dissection <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Dissection הראשוני. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך אינץ &#39;~ 1 בעור שמעל רכס מסלולית באמצעות אזמל גודל 10 כפי שמוצג באיור 1. לחזור בו העור ואת fascia הבסיסי ולנתח בזהירות את fascia. כדי למנוע דימום יתר לניתוח, להימנע מחיתוך כלי דם בזמן לנתח את fascia. השתמש אסטרטגי plטיפים כותנה aced לספק עצירת דימום. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Dissection עמוק יותר. הערה: עם מתיחה עדינה על לחמית משיכת העין כלפי מטה והחוצה מהשקע, השרירים מסלולית מעולים יבואו לעין. כדי לחשוף את עצב הראייה, שרירים זה יש לחתוך ולהסיר את שומן רטרו מסלולית. השומן יכול להיות מושלך ולא צריך להיות מוחלף לאחר הזרקה. מנקודה זו, fascia עצב הראייה צריך להיות גלוי כחבילה של עצב הראייה עצמו, יחד עם כלי דם עטופים בדורה (איור 1). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך קטן בדורה באמצעות האזמל או מחט משופעת 31 מד לעשות פירסינג פחות טראומטי. </li></ol></li></ol> 4. פיפטה מזרק <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך micropipette זכוכית לקוטר של 50-100 מיקרומטר. כדי לספק יציבות, הר micropipette על micromanipulator ולצרף מזרק המילטון מחובר למשאבת עירוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך את חרוזים (או תאי גזע)מחדש ב0.5-1.0 μl נפח לmicropipette מדרדר יחד עם 0.5 μl נפח של פתרון כחול מתיל לפני ואחרי. הערה: קצב עירוי מוגדר 0.5-2 μl לדקה מונעת טראומה לעצב הראייה. </li></ol> 5. הזרקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מנמיכים את קצה micropipette על עצב הראייה מעל הדורה חתוכות. הערה: תנועה זעירה, אך נמרצת של הקצה של הכוס לתוצאות עצב ראייה בנזק לפחות. כמשאבת העירוי מתחילה, הצבע הכחול מתיל צריך להדגיש את האזור של עצב הראייה המוזרק. הצבע צריך להישאר מקומי בעצב הראייה ללא דולף החוצה בחלל תת-העכבישים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע את הלהקה השנייה של מתיל כחול כדי לקבוע מתי הזרקת תאי גזע היא מלאה ולכבות את משאבת העירוי כמנה השנייה של מתיל כחול מוזרקת. שמור micropipette עדיין בתוך עצב הראייה למשך 2 דקות לכל μl 1 מוזרק לתוך נפח למנוע גבוהפליטת לחץ על נסיגה של micropipette. הערה: גישה חלופית היא לחבר את קצה פיפטה למזרק מלא אוויר שניתן לטפל באופן ידני. כך או כך, למנוע בכוח מופרז כדי למזער את הנזק לעצבי ראייה. אנו ממליצים הזרקה לא יותר מ -2 μl של נפח בכל עצב ראייה. </li></ol> 6. מעקב <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מיידי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר ההזרקה היא מלאה, להסיר את micropipette יחד עם כל טיפים כותנה משמשים כדי לספק עצירת דימום. לתפור את העור עם 3-0 משי ולהסיר את התפר של הלחמית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור חולדות חמות על כרית חימום עד שהם יוצאים מהרדמה. אל תשאיר חיה ללא השגחה עד שהוא חזר להכרה מספיק כדי לשמור על כיבה sternal. אל תחזרו לבעלי חיים שעברו ניתוח לחברה של בעלי חיים אחרים, עד שהתאושש באופן מלא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם בעל החיים הוא מציגים סימנים של כאב, כולל עייפות אטקסיה, נשימה מוגזמת, או מאומצתg, לנהל שיכוך כאבים מתאימים עם עצירות תוך שרירית (0.05 מ&quot;ג / קילוגרם) עד שלוש פעמים ביום. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טווח ארוך. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשעה 24-48 הבאה, לבחון את החולדה לסיבוכים של ניתוח כוללים נפיחות או הפרשה מהפצע או סימנים אחרים של כאב כמו בדיבור, מראה כפוף, לא טיפוח, או לא אוכל. לשקול התייעצות עם וטרינר או המתת חסד אתי כנדרש. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Dahlmann-Noor, A., Vijay, S., Jayaram, H., Limb, A., Khaw, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+approaches+and+future+prospects+for+stem+cell+rescue+and+regeneration+of+the+retina+and+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+journal+of+ophthalmology+Journal+canadien+d%27ophtalmologie%22%5BJournal%5D)">Current approaches and future prospects for stem cell rescue and regeneration of the retina and optic nerve.</a> Canadian journal of ophthalmology Journal canadien d'ophtalmologie. 45 (4), 333-341 (2010).</li>
<li>Quigley, H. A., Iglesia, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cells+to+replace+the+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Eye%22%5BJournal%5D)">Stem cells to replace the optic nerve.</a> Eye. 18 (11), 1085-1088 (2004).</li>
<li>Ghaffarieh, A., Levin, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optic+nerve+disease+and+axon+pathophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22International+review+of+neurobiology%22%5BJournal%5D)">Optic nerve disease and axon pathophysiology.</a> International review of neurobiology. 105, 1-17 (2012).</li>
<li>Fukui, Y., Hayasaka, S., Bedi, K. S., Ozaki, H. S., Takeuchi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+study+of+the+development+of+the+optic+nerve+in+rats+reared+in+the+dark+during+early+postnatal+life%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+anatomy%22%5BJournal%5D)">Quantitative study of the development of the optic nerve in rats reared in the dark during early postnatal life.</a> Journal of anatomy. 174, 37-47 (1991).</li>
<li>Celestre, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+invasive+approaches+to+the+cervical+spine%5BTitle%5D)+AND+%22The+Orthopedic+clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Minimally invasive approaches to the cervical spine.</a> The Orthopedic clinics of North America. 43 (1), 137-147 (2012).</li>
<li>Hallas, B. H., Wells, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Technique+for+Multiple+Injections+into+the+Mammalian+Optic+Nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Kopf+Carrier%22%5BJournal%5D)">A Novel Technique for Multiple Injections into the Mammalian Optic Nerve.</a> Kopf Carrier. 54, (2001).</li>
<li>Harvey, A. R., Hellstrom, M., Rodger, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+therapy+and+transplantation+in+the+retinofugal+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+brain+research%22%5BJournal%5D)">Gene therapy and transplantation in the retinofugal pathway.</a> Progress in brain research. 175, 151-161 (2009).</li>
<li>Adachi-Usami, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optic+neuritis--from+diagnosis+to+optic+nerve+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Nippon+Ganka+Gakkai+zasshi%22%5BJournal%5D)">Optic neuritis--from diagnosis to optic nerve transplantation.</a> Nippon Ganka Gakkai zasshi. 104 (12), 841-857 (2000).</li>
<li>Slater, B. J., Vilson, F. L., Guo, Y., Weinreich, D., Hwang, S., Bernstein, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optic+nerve+inflammation+and+demyelination+in+a+rodent+model+of+nonarteritic+anterior+ischemic+optic+neuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+ophthalmology+%26+visual+science%22%5BJournal%5D)">Optic nerve inflammation and demyelination in a rodent model of nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy.</a> Investigative ophthalmology & visual science. 54 (13), 7952-7961 (2013).</li>
<li>Zarbin, M. A., Arlow, T., Ritch, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerative+nanomedicine+for+vision+restoration%5BTitle%5D)+AND+%22Mayo+Clinic+proceedings%22%5BJournal%5D)">Regenerative nanomedicine for vision restoration.</a> Mayo Clinic proceedings. 88 (12), 1480-1490 (2013).</li>
</ol>

למחברים אין גילויים משמעותיים לדווח.

הזרקה ישירה לעצב הראייה של תאי גזע או מוצרים אחרים שנועדו להקל על ההתחדשות מספקת מודל נוח בהשוואה לאמצעי הזרקה אחרים למערכת העצבים המרכזית. טכניקה זו אורכת פחות זמן, דורשת פחות הרדמה מוחלטת, נמנעת מקידוח או הסרה של רקמת גולגולת או עצם, מפחיתה את שיעורי הסיבוכים ומאפשרת החלמה מהירה יותר לאחר הניתוח. 
השלבים הקריטיים ביותר בפרוטוקול זה כוללים: 1. המוסטזיס נאות בשדה הניתוחי כדי לאפשר הדמיה ברורה של צרור עצב הראייה, 2. מדידה מדויקת של קצה הפיפטה כדי לאפשר החדרה קלה לעצב הראייה עם מינימום טראומה, 3...

עצב הראייה מספק מיקום אידיאלי למערכת עצבים מרכזית (CNS) מחקר משובי לרבות תנאי ophthalmologic כגון דלקת בעצב ראיה, גלאוקומה וטראומה. זריקות של מגוון רחב של תאי גזע שגם הוכיחו את יעילות או הראו הבטחה בהחלפת המיאלין האבוד, הגדלת ספירת axonal ו / או מניעת מחלות ניווניות. 1,2 עצב הראייה האנושי מכיל כ -1.2 מיליון האקסונים מקבילים נסיעה מהרשתית אל התצלובת בקוטר של כ 3.0-3.5 מ&quot;מ. 3 מודל מחלות בבני אדם במעבדה, החולדה כבר בשימוש לעתים קרובות. עצב הראייה החולדה הבוגרת מכיל כ -100,000 האקסונים בקוטר של כ 0.5 מ&quot;מ. 4 אחת המגבלות העיקריות במערכת העצבים המרכזית מחקר משובי הוא גישה ישירה ללא עצמות. סיבוכים וסיכונים הכירורגיים לבעלי החיים הם גבוהים יותר כאשר הגולגולת או החוליות יוסרו. בדומה ליתרונות שלגישות זעירים פולשנית בעמוד השדרה, 5 זריקות עצב ראייה ישירות מבלי לפתוח את סיבוכי הצעה מופחתות גולגולת והתאוששות מהירה יותר. טכניקה זו נעשתה שימוש במחקרים קודמים. 6 בכתב היד הזה ווידאו נלווה, אנחנו מדגימים הליך מינימאלי פולשנית להזריק תאי גזע לעצב הראייה החולדה.

<table><tbody><tr><td>עכברוש לואיס</td><td>נהר צ'ארלס</td><td>4</td><td>כל זן חולדה יעבוד.</td></tr><tr><td>מכונת הרדמה</td><td>Surgivet</td><td>CDS9000</td><td>CDS 9000 מכונת הרדמה לבעלי חיים קטנים -</td></tr><tr><td>משאבת עירוי</td> מוט <td>Stoelting</td><td>53129</td><td></td></tr><tr><td>מיקרוסקופ דיסקציה</td><td>National Optical</td><td>409-411-1105</td><td></td></tr><tr><td>מקור אור סיבים אופטיים</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-562-21</td><td></td></tr><tr><td>דיסקציה ומכשיר סטריאוטקסי</td><td>Stoelting</td><td>51400</td><td></td></tr><tr><td>חולץ פיפטות</td><td>Kopf</td><td>750</td><td></td></tr><tr><td>פיפטות</td><td>מכשירי דיוק עולמיים</td><td>18150-6</td><td></td></tr><tr><td>להבי אזמל חד פעמיים</td><td>מכשיר הרווארד</td><td>810-15-021</td><td></td></tr><tr><td>מספריים אירידקטומיה</td><td>מדעי מיקרוסקופיה אלקטרונית</td><td>Uniband LA-4XF</td><td></td></tr></tbody></table>

טכניקה זעיר-פולשני להזרקה לתוך עצב העכברוש אופטי

Minimally-invasive Technique for Injection into Rat Optic Nerve

עצב הראייה של החולדה הוא מודל שימושי לחקר התחדשות תאי גזע. הזרקה ישירה לעצב הראייה של החולדה מאפשרת העברה למערכת העצבים המרכזית בניתוח זעיר פולשני ללא הסרת עצם. טכניקה זו מתארת גישה להדמיה והזרקה ישירה של עצב הראייה לאחר דיסקציה פאסיאלית קלה מרכס המסלול, תוך שימוש בתפר מתיחה של הלחמית כדי למשוך בעדינות את העין כלפי מטה והחוצה. דוגמאות מייצגות של עצב ראייה מוזרק מראות הזרקה מוצלחת של חרוזים צבועים.

בסיומו של הניסוי, חולדות הוקרבו וperfused עם paraformaldehyde 4%. עצבי הראייה נותחו בזהירות ורכובים על חתך cryostat. איור 2 מראה דוגמא של עצב עכברוש כל אופטי בצריכת חשמל נמוכה שבצבע הכחול אוונס שהוזרק כדי להמחיש את האתר. החץ מזהה את המיקום המדויק של ההזרקה. נתיחה זה נעשתה תוך כמה דקות של ההזרקה כפי שצוינה על ידי דיפוזיה המוגבל של הצבע לאורך העצב. בזריקות אחרות, שראינו דיפוזיה איטית של צבע לעבר התצלובת הראייה במהלך מספר שעות. <p class="jove_content" fo:keep-tog...

הזרקה ישירה לעצב הראייה של החולדה שימושית למחקר רגנרטיבי. אנו מדגימים טכניקה זעיר פולשנית להזרקה ישירה לעצב הראייה של חולדה שאינה כרוכה בפתיחת הגולגולת. בשיטה זו, סיבוכים כירורגיים ממוזערים וההחלמה מהירה יותר.

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central ...

המטרה הכוללת של הליך זה היא לספק גישה זעיר-פולשנית להזרקת תרופות או תאי גזע לעצב האופטי של חולדה חיה. הדבר מבוצע תחילה על ידי הרדמת החולדה, מיקומה על מעמד הניתוח, והחדרת תפר ללובד (conjunctiva) לצורך מניפולציה של העין. בשלב השני, מתבצע ניתוח של רכס העין (orbital ridge) מאחורי העין כדי לחשוף את העצב האופטי.בשלב הבא, מחדירים את פיפטת הזכוכית אל תוך העצב האופטי, ומזריקים את התרופה או את תאי הגזע לפני סגירת אזור הניתוח והערתו של החולדה מההרדמה. לבסוף, לאחר פרק זמן מסוים, מקריבים את החולדה, מבודדים את העצב האופטי וניתן להוות את ההשפעות של ההזרקה הכירורגית או השתלת התאים באמצעות מיקרוסקופיה. היתרון המרכזי של טכניקה זו על פני שיטות קיימות הוא שגישה זו היא בעלת פולשנות מינימלית, מה שמאפשר לחולדה לשרוד למשך הזמן הדרוש לכם.בחנו את ההשפעות של הזרקה כירורגית או השתלה. את הפרוצדורה תדגים קייט שוורץ, טכנאית סטודנטית מהמעבדה שלי. בצעו את כל הפרוצדורות הכירורגיות תחת הרדמה עם 2% עד 3% isof fluorine.יש לאשר את רמת ההרדמה המתאימה באמצעות צביטה בבהוות ובדיקת קצב הנשימה. ודאו שהחולדה אינה מגיבה בתנועת רתיעה לצביטה בבהוות. קבעו את בעל החיים כנדרש כדי למנוע תנועת ראש במהלך הפרוצדורה.לאחר מכן, הנח טיפה של lidocaine על העין המנותחת. השתמש בדמעות מלאכותיות מדי 10 דקות כדי למנוע התייבשות בזמן ההרדמה. תן זריקה של buprenorphine לפני הניתוח במינון של 0.01 milligrams per kilogram תת-עורית, ולאחר מכן כל שש עד שמונה שעות לפי הצורך.שמרו על חום גוף החיה באמצעות פד חימום. הרטיבו את פרוות הקרקפת באלכוהול, תוך הקפדה למנוע חשיפה של העיניים לחומר.יש להשתמש בכלים סטריליים ובטכניקה סטרילית כדי למזער את הסיכון לזיהומים לאחר הניתוח. לאחר מכן, יש להניח תפר 4-0 בקונונקטיבה הלטרלית ולקשור אותו עם מספיק אורך תפר כדי לאפשר משיכה עדינה. בצעו חתך של כאינץ' אחד בעור המכסה את הרכס האורביטלי.השתמש בסכין מנתחים (scalpel) גודל 10. הרחק את העור ואת הפסציה התת-עורית, ובצע דיסקציה זהירה להסרת הפסציה. הנח תפר אחד בעור שהורחק כדי לאפשר חשיפה של שק העפעף העליון (superior orbital sac) ולמנוע דימום מרובה לאזור הניתוח.הימנעו מחיתוך של כלי דם בעת דיסקציה של הפסציה. באמצעות מתיחה עדינה של הקונג'נקטיבה, תוך משיכת העין כלפי מטה ומחוץ למסלול העין, השריר האורביטלי העליון יבוא למראה. כדי לחשוף את העצב האופטי, יש להסיר את השומן הרטרו-אורביטלי ולחתון את שריר זה.ניתן להשליך את השומן ואין להחליפה לאחר ההזרקה. משלב זה, פאסיית העצב האופטי צריכה להיות גלויה כצרור של העצב האופטי עצמו, יחד עם כלי דם העטופים ב-dura. כדי לבצע את הדיסקציה העמוקה יותר, בצעו חתך קטן ב-DRA באמצעות סכין מנתחים או מחט משופעת בכיול 31 כדי להפחית את הטראומה של הדקירה; הכינו מיקרו-פיפטת זכוכית משוכה בעלת קוטר של 50 עד 100 מיקרון כדי לספק יציבות.הרכב את המיקרו-פיפט על מיקרו-מניפולטור וחבר אותו למזרק פלסטיק בנפח 20 cc. משוך באופן רטרוגרדי לתוך המיקרו-פיפט חרוזים או תאי גזע ששוחזרו ב-0.5 עד 1 µL, יחד עם 0.5 µL של תמיסת מתיל כחול (methyl blue), לפני ואחרי טעינת פיפט הזכוכית בצבע. באמצעות מזרק של 1 cc ומחט בדרגת עובי 30 gauge, הנח את קצה המיקרו-פיפט על העצב האופטי ממש מעל החריץ בקרומי העטיפה (dura).תנועה קטנה אך מהירה של קצה הזכוכית אל תוך העצב האופטי תביא לנזק המינימלי ביותר, תוך הפעלת לחץ איטי וקבוע על הבוכנה. צבע ה-Evans blue אמור להבליט את האזור שבו הוזרק העצב האופטי. הצבע צריך להישאר ממוקם בתוך העצב האופטי מבלי לדלוף אל החלל התת-עכבישי (subarachnoid space).עקבו אחר הפס השני של צבע Evan's Blue כדי לקבוע מתי הוזרקה כל כמות תאי הגזע. כאשר הנפח הנדרש הוזרק אל העצב האופטי, שחררו את הבוכנה. השאירו את המיקרו-פיפט נייח בתוך העצב האופטי למשך חמש דקות כדי למנוע פליטה עקב לחץ גבוה בעת נסיגת המיקרו-פיפט עם סיום ההזרקה.הסר את המיקרו-פיפט יחד עם כל טיפי הצמר ששימשו להשגת המוסטזיס. תפר את העור באמצעות משי 3.0 והסר את התפר מהלחמיה. שמור על החולדות חמות על משטח חימום עד להתעוררותן מההרדמה.אין להשאיר בעל חיים ללא השגחה עד שיחזור למצב הכרה מספיק כדי לשמור על שכיבה על הבטן (sternal recumbent). אם בעל החיים מראה סימני כאב, כולל רפיון מוגבר, אטקסיה או נשימה מאומצת, יש לתת משככי כאבים מתאימים באמצעות הזרקת buprenorphine תוך-שרירית עד שלוש פעמים ביום. לאחר הניסוי, חוללים החולדות ובוצע להן בישוף באמצעות paraldehyde.העצבים האופטיים נשחרו בזהירות והורכבו לחיתוך בקריוסטט; מוצג כאן דוגמה של עצב אופטי של חולדה בהגדלה נמוכה, שבו הוזרק צבע Evan's blue. כדי להמחיש את המקום, החץ מסמן את מיקום ההזרקה המדויק. נתיחה זו בוצעה תוך מספר ימים מההזרקה, כפי שמעידה הדיפוזיה המוגבלת של הצבע במורד העצב לאחר פיתוחו.טכניקה זו סללה את הדרך עבור חוקרים בתחום הנוירולוגיה הרגנרטיבית לחקור דרכים חדשות לשיקום העצב האופטי ופוטנציאלית להחזיר ראייה שאבדה במודל זה של מחלה דמיליניזבית בחולדה.

minimally-invasive-technique-for-injection-into-rat-optic-nerve

Research

JoVE Journal

Neuroscience

מדעי המוח

הזרקת Intravitreous היא טכניקה בשימוש נרחב במחקר מדעי חזותיים מחלות עיניים או כיישום ישירה של טיפול מקומי. סרט הווידאו הזה הוכיח פרוטוקול להזרקה intravitreous שימוש במזרק 1ml עם כוס פיפטה. טיפים שימושיים לגבי מניעת דימום מסיבי נזק העדשה מקבלים.

הזרקת Intravitreous להקמת Ocular דגם מחלות

חיתוך רוחב עצב הראייה הוא מודל בשימוש נרחב של פגיעה במערכת העצבים המרכזית מבוגר. מודל זה הוא אידיאלי עבור ביצוע מספר מניפולציות ניסיוני כי היעד של הרשתית גלובלי או ישירות ליעד אוכלוסייה של תאים עצביים נפצעו הגנגליון ברשתית.

שיטות מניפולציות ניסויית, לאחר חיתוך רוחב עצב הראייה של מערכת העצבים המרכזית היונקים

סרטון זה מדגים את ההליך של גישה כירורגית לעצב הראייה בחיה מורדמת ואספקה מדויקת של ליסולציטין כדי לגרום לדמיאלינציה מוקדית, יצירת תנאים נוירופתולוגיים למחקר נוסף.

גרימת דמיאלינציה מקומית בעצב הראייה באמצעות ליזולציטין

זריקות תת-רשתית הן הטכניקה הנפוצה ביותר להעברת חומרים טיפוליים גדולים כגון חלבונים ווקטורים נגיפיים לקולטני האור ולאפיתל הפיגמנט ברשתית. שיטה חלופית בעכברים המכוונת בהצלחה לחלל התת-רשתית עם נזק אגבי מינימלי וזמני התאוששות מהירים מתוארת כאן.

שיטת הזרקה אלטרנטיבית והמאומתת עבור גישת שטח subretinal<i&gt; דרך</i&gt; בגישה אחורית Transcleral

פרוטוקול זה נועד להדגים מסלול מתן ורידי הניתן לשחזור שניתן להשתמש בו בחולדות ובעכברים לאורך תקופת היילוד. הליך זה חשוב למחקרי מכרסמים פרה-קליניים המעוניינים לשקף מתן תרופתי ביחידות לטיפול בילודים בעיקר באמצעות מתן תוך ורידי.

מודל מכרסם יילוד של הזרקת ורידים רטרואורביטלית

פרוטוקול זה מתאר טכניקה להזרקה תוך-מצלמה בחולדות באמצעות חתך מרכזי בקרנית ומנהרה ארוכה לתוך החדר הקדמי. שיטת הזרקה זו ממזערת את הסיכון לגרימת נזק לא מכוון לרקמות ובכך משפרת את הדיוק והשחזור.

הזרקה תוך-מצלמה בחולדות עם סיכון נמוך לתופעות לוואי

אנו מציגים פרוטוקול להזרקה ישירה של עצב הנרתיק בחולדות, המאפשר העברת תרופות ישירות לעצב ללא סיבוכים לאחר ההזרקה. שיטה זו חלה על מחקרים נוירולוגיים פרה-קליניים הכוללים מניפולציה של מערכת העצבים האוטונומית. זה יכול לשמש להזרקת עצבים ישירה לעצבים אחרים בחולדות ובמינים אחרים, עם השינויים הנדרשים.

פרוטוקול הזרקת עצב תועה ישיר לחולדות

פרוטוקול זה מתאר טכניקה ייחודית המשתמשת בגישה טרנס-לחמית לגישה לעצב הראייה של החולדה לצורך זריקות.

גישה טרנס-לחמית להזרקה לעצב הראייה של החולדה

מחקר זה מציג מתודולוגיה להעברת טיפולים לרשתית ולעצבי הראייה של החולדה הבוגרת. בנוסף, מוצגת שיטה ייחודית לאחזור רקמות לאיסוף מלמעלה למטה של עצב הראייה והרשתית בחולדה בוגרת.

מתן טיפולי בעיניים ושליפת רקמות מתקדמת בחולדות בוגרות

זריקות תת-רשתית הן טכניקה הכרחית לפיתוח פרה-קליני של טיפולים למחלות קולטני אור ו-RPE. אנו מתארים טכניקת הזרקה תת-רשתית טרנססקלרלית אופטימלית בעכברים המשפרת את שיעורי ההצלחה תוך ניתוחיים וממזערת נזק לרשתית.

טכניקת הזרקה תת-רשתית טרנססקלרלית זעיר פולשנית אופטימלית בעכבר

למד טכניקה זעיר-פולשנית להזרקת תרופות או תאי גזע לעצב הראייה בעכברוש. השיטה מקטינה סיבוכים כירורגיים ומזרזת התאוששות לחקר מחדשות עצבית.

טכניקה זעיר-פולשני להזרקה לתוך עצב העכברוש אופטי

גלה סרטונים נוספים