Name: שליטה אופטית של תאי חיים פעילות חשמלית על ידי פולימרים מצומדות (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 16 s
Description: למד שיטה לשליטה אופטית בפעילות חשמלית של תאים באמצעות פולימרים מצומדים רגישים לאור. טכניקה זו מספקת חלופה לא-פולשנית לאופטוגנטיקה לחקר תאים חיים.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

העבודה נתמכה על ידי האיחוד האירופי באמצעות פרויקט FP7-PEOPLE-212-ITN 316832-OLIMPIA, 
Telethon - איטליה (מענקים GGP12033 ו-GGP14022), Fondazione Cariplo (מזהה מענק 2013-0738).

1. הכנת מצעי photoactive <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן P3HT: פתרון PCBM (1: 1 w / w) בchlorobenzene בריכוז P3HT של 20 גרם / ליטר. מערבבים את הפתרון עם בוחש מגנטי לפחות 4 שעות ב 60 ° C. שקול נפח של 150 μl של פתרון לכל מצע להיות מוכן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שקופיות נקיות מצופה איטו זכוכית (ים R = 10 Ω / מ&quot;ר, 18x18 מ&quot;מ 2, 170 מיקרומטר העובי) עם אמבטיות רצופות של מים ללא יונים, אצטון וisopropanol בsonicator (10 דקות לכל שלב). יבש coverslips עם אקדח חנקן. שים את הדגימות בשואב פלזמה ב 100 כוח W במשך 10 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להפקיד סרט דק של השכבה הפעילה במצעים ניקו באמצעות ספין ציפוי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם טיפ יהלום, לחתוך שקופיות זכוכית מיקרוסקופ, (עובי ≈ 1 מ&quot;מ) לאותו ממדי רוחב של מצעים מצופים איטו. הסר את P3HT: פתרון PCBM מהפלטה החשמלית ולתת לו להתקרר לטמפרטורת סביבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להגדיר שני-stתכנית eps ספין coater: i) 30 שניות ב 800 סל&quot;ד; ii) 30 שניות ב1,600 סל&quot;ד. מניחים את השקף על צ&#39;אק של הספין-coater ולהתחיל הוואקום כדי לתקן את זה. לשים טיפה של אצטון בשקופית ולאחר מכן המצע ניקה, עם הצד מצופה איטו יפנה כלפי מעלה. התחל את סיבוב הספין coater להיפטר מעודף אצטון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים 150 μl של P3HT: פתרון PCBM על מצעים ולהתחיל שוב את הספין-coater (משתמש באותו הפרוטוקול מתואר ב1.3.2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הספין-coater סיים, להסיר את המדגם ולנתק את המצע המצופה משקופיות הזכוכית בזהירות. נקה את החלק האחורי של המצע עם ספוגית חדר נקי הטבולה באצטון. הערה: מצעי photoactive יכולים להיות מאוחסנים במשך כמה ימים בקופסא חשוכה עד שימוש. לתקופות ארוכות יותר, לשמור אותם בתא כפפות עם גז אינרטי. </li></ol></li></ol> 2. הכנת פתרונות תרבית תאים בינוניים ואלקטרופיזיולוגיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את המדיום מלא צמיחה (CGM) לHEK-293 תאים: השתנה Dulbecco בינוני של הנשר (DMEM) בתוספת 10% בסרום שור עוברי (FBS) לא לחמם מומת, 100 U / פניצילין מיליליטר ו -100 מיקרוגרם / מיליליטר סטרפטומיצין. לעקר בינוני עם מערכת סינון 0.2 מיקרומטר וחנות על 4 מעלות צלזיוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את הפתרון תאי במי ultrapure (ריכוזים במ&quot;מ): 135 NaCl, 5.4 KCl, 5 HEPES, 10 גלוקוז, 1.8 CaCl 2, 1 MgCl 2. התאם ל- pH 7.4 עם NaOH. לעקר את הפתרון עם מערכת סינון 0.2 מיקרומטר וחנות על 4 מעלות צלזיוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את הפתרון תאיים במי ultrapure (ריכוזים במ&quot;מ): 12 KCl, 125 K-Gluconate, 1 MgCl 2, 0.1 CaCl 2, 10 EGTA, 10 HEPES, 10 ATP-Na 2. שים לב שה- ATP-Na 2 הוא רגיש לחום ולהוסיף אותו אחרון. התאם ל- pH 7.4 עם NaOH. לעקר את הפתרון עם מערכת 0.2 מיקרומטר סינון, aliquot ב 1 מיליליטר צינורות ולאחסן ב -20 ° C. </li></ol> 3. HEK-293 תאי ציפויעל מצעים הפעילים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את מצע photoactive בכוס זכוכית מכוסה באלומיניום או בצלחת פטרי סגורה ולשים בתנור על 120 מעלות צלזיוס במשך שעה 2 לעיקור. מרגע זה ואילך, לבצע את כל הפעולות בתנאים סטריליים. שים את הדגימות במנדף סטרילי ולתת להם להתקרר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעיל מצע photoactive עם שכבת הדבקה כדי להפחית את הידרופוביות פני השטח ולקדם הידבקות תא. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את מצעים הפעילים בצלחת פטרי P35 או צלחת multiwell 6. בהתחשב בהידרופוביות של שכבת הפולימר מצומדות, לעשות polydimethylsiloxane (PDMS) גם כדי לתקן את המדגם ולהגביל את הפתרונות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים PDMS וזרז ב- 10: חלק 1 עם מוט זכוכית להשיג slurry צמיג. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקים את slurry בצלחת multiwell 6, מחלק כמות מספקת לכיסוי מחצית מכל הטוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חכה לפילמור PDMS ב RT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את PDMS נרפא באמצע לobtaining צורת ריבוע של אותו הממד של מדגם הפולימר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר את בארות PDMS על ידי טבילה בתערובת של 70% אתנול-מים לפחות 30 דקות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם באמצעות PDMS גם, לגרד את שכבת photoactive לאורך כל הגבול של היטב עם פינצטה המחודדת, על מנת להימנע מניתוק של כל השכבה בעת הסרת PDMS גם לאחר culturing התא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסה את כל פני השטח של כל דגימה עם פתרון פיברונקטין (2 מ&quot;ג / ליטר בPBS). נפח בין 500-750 μl לדגימה הוא בדרך כלל מספיק אם PDMS גם משמש (משטח ברור של באר: מ&quot;מ 15x15 2). ללא PDMS גם, על 2 מיליליטר של פתרון פיברונקטין נחוץ כדי לטבול את המדגם לחלוטין; לשים לב שהמצע לא לצוף תוך הוספת הפתרון. דגירה הדגימות ב 37 מעלות צלזיוס במשך שעה לפחות 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את פתרון פיברונקטין עם טפטפת זכוכית ולשטוף פעם אחת עם 2 מיליליטר של PBS. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Plאכלתי HEK-293 תאים בדגימות שטופל פיברונקטין בצפיפות של 15,000 תאים / 2 סנטימטר במדיום גידול שלם. השתמש בנפח של 750-1,000 μl של CGM עבור כל דגימה אם PDMS גם משמש, אחרת 2-3 מיליליטר של CGM נחוצים. דגירה התאים ב 37 מעלות צלזיוס, 5% CO 2 ל24-48 שעות. </li></ol> 4. מדידות אופטיות גירוי פרוטוקול ואלקטרו <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים את הפתרון תאי באמבט מים ב 37 ° C לthermalize; להפשיר את הפתרון תאיים, לשים אותו במזרק 1 מיליליטר עם מחט 34 מד ולשמור אותו במגע עם קרח, כדי למנוע השפלה של ATP. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח מצע מצופה תא מן החממה, הסרת PDMS בזהירות גם אם קיימים. הסר את מדיום גידול עם טפטפת זכוכית ולשטוף את המדגם עם פתרון תאי. להתקדם לאט, כדי למנוע ניתוק תא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעביר את המכשיר לדוגמה-בעל תחנת אלקטרופיזיולוגיה עם solutio תאיn ואת האלקטרודה ההתייחסות. הכן micropipettes זכוכית הטרי לתיקון מהדק עם חולץ (התנגדות אידיאלית הוא בטווח 2-4 MΩ). מלא חצי של פיפטה עם פתרון תאיים ולהעלות אותו על micromanipulator. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חפש תא בריא לתיקון במכשיר. כדי להימנע מעירור לא רצוי של מצע photoactive, להשתמש תאורת IR עבור הדמיה, הצבת מסנן ארוך גל לעבור (לדוגמא, λ = 750 ננומטר אורך גל חתך יכול לשמש לקליטת פולימרים בגלוי) מול נורת מיקרוסקופ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תיקון התא הנבחר ולהחיל את הפרוטוקול הרצוי לגירוי אופטי על ידי מתן אור למדגם דרך השביל עירור הקרינה של מיקרוסקופ (איור 1). ניתן למצוא תיאור מפורט של פרוטוקול תיקון מהדק בהתייחסות 20. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את פיפטה התיקון בקרבת קרום התא עם מניפולטור מיקרומטרי. במהלך המיצוב, להחיל overpressurדואר לפיפטה כדי למנוע הידבקות לכלוך על הקצה. פיפטה צריכה להיות כמה מיקרונים מעל התא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התחל הורדת פיפטה לעבר קרום התא תוך שליטה על התנגדות פיפטה בתוכנת שליטת תיקון. כאשר התנגדות פיפטה גדלה על 1 MΩ, להסיר את לחץ היתר מפיפטה תוך יישום שאיבה עדינה, כדי ליצור את gigaseal בין פיפטה וקרום התא (כלומר, ההתנגדות הנמדדת צריכה להגדיל בערכים גדולים מ -1 GΩ) . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל פוטנציאל שלילי לפיפטה הקרובה לתא הצפוי פוטנציאל מנוחה (לHEK293 תא פוטנציאל של -40 יכול לשמש mV) כדי לעזור לייצב את החותם. לפצות ארעיים קיבולי בשל קיבול פיפטה עם פקודות יחסי על מגבר התיקון ו / או תוכנת שליטת תיקון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשבור את הקרום כדי לאפשר גישת חשמל לציטופלסמה התא על ידי החלת דופק יניקה קצרה ואינטנסיבילפיפטה. הגדר את מגבר התיקון למצב הנוכחי מהדק (אני = 0, כלומר, ללא נוכחית מוזרק לתוך התא) כדי לעקוב אחר פוטנציאל קרום תא. חכה כמה דקות כדי לראות אם פוטנציאל התא הוא יציב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל פרוטוקול התאורה הרצויה לתא ולהקליט את ההשפעה על פוטנציאל הממברנה. הערה: התאורה יכולה להיות מועברת למדגם או מלמטה או מלמעלה, בהתאם לארכיטקטורת מיקרוסקופ. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר גל עירור שנספג היטב על ידי החומר הפעיל; לP3HT: תערובת PCBM, ניתן להשתמש באורך גל בטווח 450-600 ננומטר. צפיפות photoexcitation מתאימה נמצאות ב10-100 mW / מ&quot;מ הטווח 2. הערה: פולסים קצרים של אור (להלן 10-20 אלפיות שנייה) תוצאה בשלילת קוטביות חולפת של התא, ואילו עם תאורה ממושכת (מאות אלפיות שנייה או פולסים ארוכים יותר) hyperpolarization מתמשך הוא ציין עד האור כבוי. </li></ol></li&gt; </ol></li></ol>

<ol><li>Alivisatos, A. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanotools+for+Neuroscience+and+Brain+Activity+Mapping%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Nano%22%5BJournal%5D)">Nanotools for Neuroscience and Brain Activity Mapping.</a> ACS Nano. 7 (3), 1850-1866 (2013).</li>
<li>Spira, M. E., Hai, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-electrode+array+technologies+for+neuroscience+and+cardiology%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Nanotechnol%22%5BJournal%5D)">Multi-electrode array technologies for neuroscience and cardiology.</a> Nat. Nanotechnol. 8 (2), 83-94 (2013).</li>
<li>Scanziani, M., Häusser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiology+in+the+age+of+light%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Electrophysiology in the age of light.</a> Nature. 461 (7266), 930-939 (2009).</li>
<li>Bareket-Keren, L., Hanein, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+interfaces+for+light+directed+neuronal+stimulation%3A+advances+and+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Nanomed%22%5BJournal%5D)">Novel interfaces for light directed neuronal stimulation: advances and challenges.</a> Int. J. Nanomed. 9 (1), 65-83 (2014).</li>
<li>Antognazza, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shedding+Light+on+Living+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Mater%22%5BJournal%5D)">Shedding Light on Living Cells.</a> Adv. Mater. , (2014).</li>
<li>Martino, N., Ghezzi, D., Benfenati, F., Lanzani, G., Antognazza, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organic+semiconductors+for+artificial+vision%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mater.+Chem.+B%22%5BJournal%5D)">Organic semiconductors for artificial vision.</a> J. Mater. Chem. B. 1 (31), 3768-3780 (2013).</li>
<li>Antognazza, M. R., Scherf, U., Monti, P., Lanzani, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organic-based+tristimuli+colorimeter%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Phys.+Lett%22%5BJournal%5D)">Organic-based tristimuli colorimeter.</a> Appl. Phys. Lett. 90 (16), 163509(2007).</li>
<li>Liao, C., Zhang, M., Yao, M. Y., Hua, T., Li, L., Yan, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flexible+Organic+Electronics+in+Biology%3A+Materials+and+Devices%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Mater%22%5BJournal%5D)">Flexible Organic Electronics in Biology: Materials and Devices.</a> Adv. Mater. , (2014).</li>
<li>Khodagholy, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NeuroGrid%3A+recording+action+potentials+from+the+surface+of+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">NeuroGrid: recording action potentials from the surface of the brain.</a> Nat. Neurosci. 18 (2), 310-315 (2015).</li>
<li>Campana, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrocardiographic+Recording+with+Conformable+Organic+Electrochemical+Transistor+Fabricated+on+Resorbable+Bioscaffold%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Mater%22%5BJournal%5D)">Electrocardiographic Recording with Conformable Organic Electrochemical Transistor Fabricated on Resorbable Bioscaffold.</a> Adv. Mater. 26 (23), 3874-3878 (2014).</li>
<li>Bonetti, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Lysinated+Thiophene-Based+Semiconductor+as+a+Multifunctional+Neural+Bioorganic+Interface%5BTitle%5D)+AND+%22+Adv.+Healthc.+Mater%22%5BJournal%5D)">A Lysinated Thiophene-Based Semiconductor as a Multifunctional Neural Bioorganic Interface.</a> Adv. Healthc. Mater. , (2015).</li>
<li>Benfenati, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+transparent+organic+transistor+structure+for+bidirectional+stimulation+and+recording+of+primary+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Mater%22%5BJournal%5D)">A transparent organic transistor structure for bidirectional stimulation and recording of primary neurons.</a> Nat. Mater. 12 (7), 672-680 (2013).</li>
<li>Rivnay, J., Owens, R. M., Malliaras, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Rise+of+Organic+Bioelectronics%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Mater%22%5BJournal%5D)">The Rise of Organic Bioelectronics.</a> Chem. Mater. 26 (1), 679-685 (2014).</li>
<li>Pires, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+stem+cell+differentiation+by+electrical+stimulation+using+a+cross-linked+PEDOT+substrate%3A+Expanding+the+use+of+biocompatible+conjugated+conductive+polymers+for+neural+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22BBA-Gen.+Subjects%22%5BJournal%5D)">Neural stem cell differentiation by electrical stimulation using a cross-linked PEDOT substrate: Expanding the use of biocompatible conjugated conductive polymers for neural tissue engineering.</a> BBA-Gen. Subjects. 1850 (6), 1158-1168 (2015).</li>
<li>Ghezzi, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+hybrid+bioorganic+interface+for+neuronal+photoactivation%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Commun%22%5BJournal%5D)">A hybrid bioorganic interface for neuronal photoactivation.</a> Nat. Commun. 2 (166), 1-7 (2011).</li>
<li>Ghezzi, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+polymer+optoelectronic+interface+restores+light+sensitivity+in+blind+rat+retinas%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Photonics%22%5BJournal%5D)">A polymer optoelectronic interface restores light sensitivity in blind rat retinas.</a> Nat. Photonics. 7 (5), 400-406 (2013).</li>
<li>Benfenati, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photostimulation+of+Whole-Cell+Conductance+in+Primary+Rat+Neocortical+Astrocytes+Mediated+by+Organic+Semiconducting+Thin+Films%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Healthc.+Mater%22%5BJournal%5D)">Photostimulation of Whole-Cell Conductance in Primary Rat Neocortical Astrocytes Mediated by Organic Semiconducting Thin Films.</a> Adv. Healthc. Mater. 3 (3), 392-399 (2014).</li>
<li>Martino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photothermal+cellular+stimulation+in+functional+bio-polymer+interfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">Photothermal cellular stimulation in functional bio-polymer interfaces.</a> Sci. Rep. 5 (8911), (2015).</li>
<li>Antognazza, M. R., Ghezzi, D., Musitelli, D., Garbugli, M., Lanzani, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+hybrid+solid-liquid+polymer+photodiode+for+the+bioenvironment%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Phys.+Lett%22%5BJournal%5D)">A hybrid solid-liquid polymer photodiode for the bioenvironment.</a> Appl. Phys. Lett. 94 (24), 243501(2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Essentials+of+Neuroscience.+Patch+Clamp+Electrophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE+Science+Education+Database%22%5BJournal%5D)">Essentials of Neuroscience. Patch Clamp Electrophysiology.</a> JoVE Science Education Database. , JoVE. Cambridge, MA. (2015).</li>
<li>Scarpa, G., Idzko, A. L., Götz, S., Thalhammer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biocompatibility+Studies+of+Functionalized+Regioregular+Poly%283-hexylthiophene%29+Layers+for+Sensing+Applications%5BTitle%5D)+AND+%22Macromol.+Biosci%22%5BJournal%5D)">Biocompatibility Studies of Functionalized Regioregular Poly(3-hexylthiophene) Layers for Sensing Applications.</a> Macromol. Biosci. 10 (4), 378-383 (2010).</li>
<li>Bellani, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+P3HT%2FOxygen+Charge+Transfer+Complex+Identification+in+Thin+Films+Exposed+to+Direct+Contact+with+Water%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Phys.+Chem.+C%22%5BJournal%5D)">Reversible P3HT/Oxygen Charge Transfer Complex Identification in Thin Films Exposed to Direct Contact with Water.</a> J. Phys. Chem. C. 118 (12), 6291-6299 (2014).</li>
<li>Wells, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+stimulation+of+neural+tissue+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Opt.+Lett%22%5BJournal%5D)">Optical stimulation of neural tissue in vivo.</a> Opt. Lett. 30 (5), 504-506 (2005).</li>
<li>Shapiro, M. G., Homma, K., Villarreal, S., Richter, C. P., Bezanilla, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infrared+light+excites+cells+by+changing+their+electrical+capacitance%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Commun%22%5BJournal%5D)">Infrared light excites cells by changing their electrical capacitance.</a> Nat. Commun. 3 (736), 1-10 (2012).</li>
<li>Duke, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+and+selective+suppression+of+neural+activity+with+infrared+light%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">Transient and selective suppression of neural activity with infrared light.</a> Sci. Rep. 3 (2600), 1-8 (2013).</li>
</ol>

למחברים אין מה לחשוף.

שלבים קריטיים של הפרוטוקול דיווח ב- מבחנה גירוי אופטי של תאים בעיקר נוגע לבחירה של הפולימר רגיש לאור, פרמטרים עיקור התרמיים, העצמה והמשך הזמן של גירויי אור. P3HT: סרט דק PCBM נבחר כאן, שכן הוא מבטיח יציבות זמנית ואלקטרוכימיים טובה. עם זאת, יש לשים לב שלא כל הפולימרים הרגישים לאור יכולים להציע הופעות אנלוגיות, 22 באופן ספציפי יותר על תאורה. בנוסף, במקרה זה נבחר עיקור תרמית פרמטרים לא יובילו להשפלה גדולה של תכונות אופטו פולימר; הודעה, עם זאת, במקרה שיטת העיקור או...

האפשרות לתפעל את הפעילות הסלולר עם רזולוציה מרחב ובזמן מדויקת מייצגת אסטרטגיה מרכזית במחקר נירולוגית מדעי ובטיפול בהפרעות נוירולוגיות ופסיכיאטריות. 1 שיטות מסורתיות מבוססות על גירוי חשמלי של תאים באמצעות אלקטרודות הממוקמים בקרבה או במגע עם המערכת ממוקדת, 2 אשר יכול להיות שונות של מורכבות (תא בודד, רשת סלולרית, פרוסות מוח, ב- vivo רקמות מוח). במאות השנים האחרונות, השימוש בתיקון מהדק, מתכת ואלקטרודות משולבות מצע סיפק תמונה מפורטת של הפיסיולוגיה ופתופיזיולוגיה של נוירונים בודדים ושל מנגנוני התפקוד של רשתות עצביות. עם זאת, גירוי חשמלי סובל ממגבלות חשובות. הראשון קשורה לרזולוציה מרחבית ירודה בדרך כלל עקב ממדיו הפיזיים של אלקטרודות והגיאומטריה הקבועה שלהם, שלא ניתן להתאים בקלותלמערכות מאורגנות מורכבות כמו רקמות ביולוגיות. כמו כן, בעיות הקשורות לעכבת אלקטרודות ודיבורים צולבים בין מערכות גירוי והקלטה עלולות להידרדר יחס אות לרעש הסופי של המדידות. 3 מצד השני, השימוש באור לגירוי עשוי לעזור להתגבר על מגבלות רבות של גישת החשמל. קודם כל, היא מציעה מרחבי חסרי תקדים (&lt;1 מיקרומטר) ורזולוציה של זמן (אלפיות שנייה &lt;1), מה שמאפשר למקד סוגי תאים ספציפיים או אפילו תאים תת-תא. בנוסף זה מאוד לא פולשנית שכן הוא נמנע מכל מגע פיזי עם הרקמה של עניין ומתיר גירוי מהקלטה. יתר על כן, שתי עוצמת אור באורך גל ויכולים להיות מוסדר דווקא וניתן ליישם פרוטוקולי גירוי כך מגוונים. 3,4 עם זאת, הרוב המכריע של תאים של בעלי חיים אינו מציג שום רגישות ספציפית לאור. כמה אסטרטגיות לstimulatio אופטיn יש לי כך הוצע, או ניצול מתווכים מולקולריים רגיש לאור סמוך או בתוך התאים, או באמצעות מכשיר photoactive להציב חיצוני, קרוב לתא. הקטגוריה לשעבר מתייחסת למנגנונים אנדוגניים כמו הגירוי באמצעות אור נראה או אינפרא אדום (IR), כמו גם השימוש בשני תרכובות photoisomerizable / photocleavable או הביטוי הגנטי של מפעילים רגישים מולקולריים (optogenetics). הכיתה האחרונה כוללת טכניקות לגירוי אקסוגני שהושג עם השימוש של ננו / מיקרו-חלקיקים אורגניים או מצעי סיליקון photoconductive. 5 עם זאת, יש את כל המערכות הללו צדדים וחסרונות בהירים. בפרט, קליטת אנדוגני של תאים בטווח הנראה לעין היא חלשה ולא אמינה, והדור הנלווה של מיני חמצן מגיבים עלולה להזיק לתא. באופן כללי, IR משמש לגרימת חימום תרמי מקומי עקב ספיגת מים, אבל מקדם ההכחדה של מים הוא קטן, ולכן דורש stאור אינפרא אדום רונג (מעשרות עד מאות W / 2 מ&quot;מ) שקשה לספק באמצעות אופטיקה מיקרוסקופ הרגילה ועלולים להוות חששות בטיחות עבור יישומים ב- vivo. מצד השני, יש לי תרכובות כליאת צילום החלפה מוגבלת פעולה בזמן ולעתים קרובות דורשות אור UV שקשה לספק בשל חדירת רקמה מוגבלת. בנוסף הם סובלים מבעיות דיפוזיה של התרכובות מופעלות על photolysis מחוץ לאזור המואר. לבסוף, כלים optogenetic אפשרו למדענים לכוון תת-אוכלוסייה סלולרית ספציפית ותת-תאים והם מתפתחים במהירות כאחת הטכנולוגיות המרכזיות במחקר נירולוגית מדעי. עם זאת, החדרת מקטע DNA אקסוגני באמצעות וקטור ויראלי מעלה סוגיות בטיחות חשובות, במיוחד לאור האימוץ בחולים אנושיים. 5,6 מסיבות אלה, מחקר על חומרים ומכשירים חדשים מסוגלים מניפולציה אופטית תא הוא נושא חם מאוד. לאחרונה, רומןהגישה מבוססת על השימוש בפולימרים מצומדות רגיש לאור, יוכלו transduce גירוי אופטי ביעילות לאפנון של פעילות החשמלית של תאים, הוצעה. גירוי התא על ידי פולימר Photoexcitation (CSPP) טכניקה מנצלת תכונות רבות המאפשרים מפתח האופייני של מוליכים למחצה אורגניים: הם מהותי רגישים לאור בטווח הנראה לעין; 7 הם ביולוגית, רכים וconformable והגמישות המכנית שלהם מאפשרת ממשק אינטימי עם רקמה גם במבחנה וב- vivo 8-10. חוץ מזה, הם יכולים להיות פונקציונליות בקלות טובה יותר להסתגל לממשק עם תאי חיים, ולאפשר לעירור ספציפי, חיטוט וחישת יכולות. 11,12 יתר על כן, הם תומכים אלקטרוניים, כמו גם תחבורה יונית, שהופך אותם אידיאליים לשילוב ביולוגיה מודעת אלקטרוניקה. 13,14 מעניין, הם יכולים לעבוד במצב פוטו, למנוע את הצורך ליישם F הטיה חיצוניאו גירוי אופטי תא יעיל. 15 האמינות של טכניקת CSPP כבר הוכיחה בעבר בכמה מערכות, כוללים נוירונים עיקריים, 15,16 האסטרוציטים, 17 קווים משניים תא 18 ורקמות רשתית explanted. 16 בעבודה זו, בכל הצעדים הדרושים כדי להמציא ביו-פולימר רגיש לאור ממשק 19 לגירוי אופטי של מערכות ב- מבחנה מתואר בפירוט. כמקרה מבחן, תערובת פוטו אורגנית טיפוסית של האזור-רגיל פולי (3-hexylthiophene) (RR-P3HT), מתפקד כתורם אלקטרונים, ואסתר פניל-C61-butyric-חומצה-מתיל (PCBM), הפועל כ מקבל אלקטרונים הוא מועסק. כמערכת הביולוגית, תאי כליה העוברית אנושי (HEK-293) משמשים. דוגמא לפרוטוקול photostimulation עם ההקלטה היחסית של פעילות תאים באמצעות מדידות אלקטרו מסופקת. הפלטפורמה תיארהעם זאת תוקף כללי, וניתן להאריכה בקלות לשימוש בפולימרים מצומדות אחרים (על ידי התאמת תהליך פתרון ההכנה ופרמטרי התצהיר כראוי), תאים מסוגים שונים (על ידי שינוי כראוי פרוטוקול תרבית תאים, ציפוי הליך ושעה רצוי לזריעת תאים והתפשטות) ופרוטוקולים שונים גירוי (אורך גל אור, תדירות ומשך זמן גירויים, צפיפות photoexcitation).

<table><tbody><tr><td>rr-P3HT</td><td>Sigma Aldrich</td><td>698989-5G</td><td></td></tr><tr><td>מצעים מצופים ITO</td><td>Nano-CS</td><td>IT10300100</td><td></td></tr><tr><td>פיברונקטין</td><td>סיגמא אולדריץ'</td><td>F1141</td><td></td></tr><tr><td>כלורובנזן</td>, <td>סיגמא אולדריץ'</td><td>319996</td><td></td></tr><tr><td>PCBM</td><td>Nano-C Nano-CPCBM-BF</td><td></td><td></td></tr><tr><td>אצטון&nbsp;</td><td>סיגמא אולדריץ'</td><td>270725</td><td></td></tr><tr><td>אלכוהול איזופרופיל</td><td>סיגמא אולדריץ'</td><td>563935</td><td></td></tr><tr><td>תאי</td><td>HEK תקני LGC srl</td><td>ATCC-CRL-1573</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>סיגמא אולדריץ'</td><td>H0887</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>סיגמא אולדריץ'</td><td>P5244</td><td></td></tr><tr><td>E-MEM</td><td>LGC תקני</td><td>SRL ATCC-30-2003</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>סיגמא אולדריץ'</td><td>E8008-FBS</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>תקני LGC srl</td><td>ATCC-30-2020</td><td></td></tr></tbody></table>

שליטה אופטית של תאי חיים פעילות חשמלית על ידי פולימרים מצומדות

Optical Control of Living Cells Electrical Activity by Conjugated Polymers

ממשקים היברידיים בין מוליכים למחצה אורגניים ורקמות חיות מייצגים כלי חדש ליישומי in-vitro ו-in-vivo. בפרט, פולימרים מצומדים מציגים מספר תכונות אופטימליות כמצעים למערכות ביולוגיות, כגון תאימות ביולוגית טובה, תכונות מכניות מצוינות, טכנולוגיית עיבוד זולה וקלה, ואפשרות לתצהיר על מצעים קלים, דקים וגמישים. חומרים אלה שימשו לממשקים תאיים כמו בדיקות עצביות, טרנזיסטורים לעירור ורישום של פעילות עצבית, חיישנים ביולוגיים ומפעילים לשחרור תרופות. ניסויים אחרונים הדגימו גם את האפשרות להשתמש בפולימרים מצומדים לאפנון אופטי של הפעילות החשמלית של תאים. דווח על מספר מקרי מחקר במבחנה, כולל רשתות עצביות ראשוניות, אסטרוציטים ותאי קו משניים. יתר על כן, הוכח כי העברת אותות בתיווך פולימרים אורגניים מחזירה את הרגישות לאור ברשתית מנוונת, מה שמרמז על כך שמכשירים אלה עשויים לשמש לתותבת רשתית מלאכותית בעתיד. בסך הכל, פולימרים מצומדים רגישים לאור מייצגים גישה חדשה לאפנון אופטי של פעילות תאית.
בעבודה זו מתוארים כל השלבים הנדרשים לייצור ממשק ביו-פולימר לעירור אופטי של תאים חיים. תפקידו של הממשק הפעיל הוא להמיר את גירוי האור לאפנון של פוטנציאל קרום התא. כמקרה מחקר, שימושי למחקרים במבחנה, סרט דק מפוליתיופן משמש כשכבה הפונקציונלית וסופגת האור, ותאי כליה עוברית אנושית (HEK-293) משמשים כמרכיב הביולוגי של הממשק. ניתנות דוגמאות מעשיות לשליטה מוצלחת בפוטנציאל קרום התא בעת גירוי עם פולסי אור במשכים שונים. בפרט, הוכח כי ניתן להשיג השפעות דה-פולריזציה והיפרפולריזציה על קרום התא בהתאם למשך גירוי האור. הפרוטוקול המדווח הוא בעל תוקף כללי וניתן להרחיב אותו ישירות לתכשירים ביולוגיים אחרים.

תאים יכולים להיות בקלות בתרבית על P3HT: מצעי PCBM, ובלבד ששכבת הדבקה מתאימה מופקדת (כמו פיברונקטין משמש בשלב 3.2 של הפרוטוקול המתואר). פסגות קליטה אופטי PCBM בחלק הירוק של הספקטרום הנראה;: P3HT עם זאת ניתן לבחור פולימרים מצומדות רגישים לאור אחרים, בהתאם לטווח אורכי גל photostimulation המועדף (איור 2). התאמה ביולוגית של מצעים אלה כבר הוכיחה לא רק עם שורות תאים 18,21 כמו HEK-293, אבל גם עם תרבויות עיקריות של נוירונים ...

מתוארת שיטה לגירוי פעילות חשמלית של תרביות תאים במבחנה עם אור נראה, המבוססת על שימוש בפולימרים אורגניים מוליכים למחצה.

Hybrid interfaces between organic semiconductors and living tissues represent a new tool for in-vitro and in-vivo applications. In particular, conjugated ...

המטרה הכללית של שיטה זו היא לשלוט בפוטנציאל ממברנת התא בעת גרייה באמצעות פולסים של אור נראה. תהליך התמרת האור (phototransduction) מתווך על ידי פולימר מצומד הרגיש לאור. שיטה זו מספקת כלי חדש בתחום הטכנולוגי, שכן היא מהווה חלופה בעלת ערך לשיטות קיימות כגון אופטוגנטיקה וגרייה תרמית לבקרה אופטית על פעילותם של תאים חיים.היתרונות העיקריים של טכניקה זו הם השילוב המהיר עם כל סוג של רישום אלקטרופיזיולוגי, רזולוציה מרחבית וזמנית פוטנציאלית גבוהה והפחתת הפולשנות. יתרה מכך, היא מאפשרת להימנע מהעברה גנטית הנדרשת באופטוגנטיקה. השיטה שלנו מתוארת כאן עבור פוטו-סטימולציה של תרביות תאים in vitro.אולם הדבר עשוי לפתוח גם הזדמנויות מעניינות ליישומים in vivo. את הפרוצדורה ידגימו קטרינה בוסיו וסוסנה ואקרו מוראטה, פוסט-דוקטורנטיות מהמעבדות שלנו עם רקע בביולוגיה ובכימיה פיזיקלית, בהתאמה. כדי להתחיל, הכינו תמיסה של הפולימר המצומד הרגיש לאור על ידי ערבוב P3HT ו-PCBM בתוך chlorobenzine בריכוז יחסי של אחד לאחד.ערבבו את התמיסה באמצעות בוחש מגנטי למשך ארבע שעות לפחות בטמפרטורה של 60 °C. לאחר מכן, נקו פרוסות זכוכית מצופות indium tin oxide באמצעות רחצונות עוקבים של 10 דקות במים דה-יוניים, אצטון ואיזופרופנול בתוך מכשיר סוניקטור. ייבשו את כיסויי הזכוכית באמצעות אקדח חנקן, ולאחר מכן התניקו את התשתיות באמצעות מנקה פלזמה.לאחר הניקוי, הניחו את הפסייד על הצ'אק של מכשיר ה-spincoater, כאשר הצד המצופה ב-ITO פונה כלפי מעלה. לאחר מכן, הוסיפו 150 µL של תמיסת P3HT PCBM לפסייד ובצעו spincoating לדגימה. עם סיום פעולת ה-spincoater, הוציאו את הדגימה והשתמשו במטב של חדר נקי טבול באצטון כדי לנקות את גב המצע.עקרו את התשתיות הפוטואקטיביות על ידי הנחתן בתוך מכל עמיד בחום ומכוסה וחימומן בטמפרטורה של 120 °C למשך שעתיים. לאחר מכן, העבירו את הדגימות למבוף סטרילי והניחו להן להתקרר. מנקודה זו ואילך, שמרו על סטריליות הדגימות.הניחו את התשתיות הפוטו-אקטיביות בתוך פלטה בעלת שישה בארות. לאור ההידרופוביות של שכבת הפולימר הצמוד, צרו בארת פולידימטילסילוקסאן (polydimethylsiloxane) כדי לקבע את הדגימה, והגבילו את התמיסות כפי שמתואר בפרוטוקול הטקסט המצורף. לאחר מכן, הניחו את התשתיות הפוטו-אקטיביות בתוך בארות הפלטה, וכסו את כל פני השטח של כל דגימה ב-500 עד 750 µL של תמיסת fibronectin בריכוז 2 mg/L ב-PBS.דגרו את הדגימות בטמפרטורה של 37 °C למשך שעה אחת לפחות. לאחר הדגירה, השתמשו בפיפטת זכוכית כדי להסיר את תמיסת ה-fibronectine, ולאחר מכן שטפו את התשתיות פעם אחת עם 2 mL של PBS. ראשית, הוסיפו נפח כולל של 750 עד 1,000 µL של מצע גידול מלא לכל באר.בשלב הבא, זרעו 15,000 תאי AGK293 לסנטימטר רבוע של מצע פוטואקטיבי בכל באר. לאחר מכן, דגרו את התאים למשך 24 עד 48 שעות. ניתן לתרבת תאים בקלות על המצעים הפוטואקטיביים, בתנאי שהורגש שכבת הידבקות מתאימה, כגון פיברונקטין.ראשית, הכינו את התמיסות החוץ-תאיות והתוך-תאיות כפי שמתואר בפרוטוקול הטקסט המצורף. סטריליזו את התמיסות על ידי העברתן דרך מסנן של 0.2 micron. לאחר מכן, חממו מראש את התמיסה החוץ-תאית על ידי הנחתה במקלחת מים בטמפרטורה של 37 °C.בנוסף, מלאו מזרק של 1 mL בתמיסה התוך-תאית וציידו אותו במחט בכיול 34-gauge. שמרו את התמיסה התוך-תאית במגע עם קרח כדי למנוע פירוק של ה-ATP. לאחר מכן, הוציאו מצע מצופה בתאים מהאינקובטור והסירו בזהירות את באר ה-PDMS.לאחר מכן, הסיר את מצע הגידול באמצעות פיפטת זכוכית ושטוף את הדגימה באיטיות עם תמיסה חוץ-תאית כדי למנוע התנתקות של תאים. הוסף 3 mL של תמיסה חוץ-תאית לכל באר, ולאחר מכן העבר את הפלטה למחזיק הדגימות של תחנת האלקטרופיזיולוגיה. לאחר שהפלטה במקומה, הנח את אלקטרודת הייחוס בתוך הבאר שברצונך לבחון.בשלב הבא, הכין מיקרופיפטה מזכוכית רעננה עבור patch clamp באמצעות מכשיר למשיכת מיקרופיפטות. מלא מחצית מהפיפטה בתמיסה תוך-תאית. השתמש במיקרו-מניפולטור כדי למקם את פיפטת ה-patch בקרבה רבה לממברנה של התא הנבחר.במהלך המיקום, הפעל לחץ יתר על הפ pipette כדי למנוע הצמדות של לכלוך לקצה. כאשר ה-pipette נמצאת מספר מיקרונים מעל התא, התחל להוריד את ה-pipette לכיוון ממברנת התא תוך כדי בקרה על התנגדות ה-pipette בתוכנת בקרת ה-patch. כאשר התנגדות ה-pipette עולה בכ-1 megaohm, הפסק את לחץ היתר והפעל יניקה עדינה כדי ליצור gigaseal בין ה-pipette לממברנת התא.בשלב הבא, החילו פוטנציאל שלילי של 40- millivolts על הפיפט כדי לסייע בייצוב האיטום. פצו על השרידות הקיבולית הנובעת מקיבולת הפיפט באמצעות הפקודות הרלוונטיות במגבר הפאץ' (patch amplifier) ו/או בתוכנת בקרת הפאץ'. החילו דחף יניקה קצר ועוצמתי על הפיפט כדי לקרוע את הממברנה ולאפשר גישה חשמלית לציטופלזמה של התא.לאחר מכן, הגדירו את מגבר הפאץ' (patch amplifier) למצב clamp של זרם (current clamp mode) כך שלא יוזרק זרם לתא. במצב current clamp, עקבו אחר פוטנציאל ממבקר התא והמתינו מספר דקות עד להתייצבותו. ברגע שהפוטנציאל יתייצב, החילו על התא את פרוטוקול ההארה הרצוי על ידי הארת הממברנה הפוטואקטיבית שמתחת לתא באור בטווח של 450 עד 600 ננומטרים.יש לתעד את השפעת האור על פוטנציאל הממברנה. פולסי אור קצרים של כ-10 עד 20 מילישניות גורמים לדפולריזציה חולפת של התא, בעוד שבהארה ממושכת של מאות מילישניות נצפה מצב של היפר-פולריזציה מתמשכת עד לכיבוי האור. גרייה אופטית של תאים המתווכת על ידי סובסטראטים פוטואקטיביים עשויה להוביל להשפעות שונות על ממברנת התא, בהתאם למשך גירוי האור.ספייק מהיר, כפי שמוצג כאן, מלווה בדפולריזציה חולפת בסדרי גודל של עשרות מילי-שניות. עבור פולסים קצרים של אור, בעת כיבוי האור, נצפית התנהגות הפוכה. אותות אלו יוחסו לשינוי בקיבול הממברנה עקב חימום מקומי בעקבות בליעת אור.בעת הארה ממושכת, הדפולריזציה הראשונית הופכת להיפר-פולריזציה של התא. לתופעה זו יש שוב מקור תרמי, אך במקרה זה היא קשורה לשינוי בפוטנציאל שיווי המשקל של הממברנה עקב שינוי במוליכות של תעלות היונים המושרה על ידי הטמפרטורה המוגברת. חשוב לציין כי טכניקה זו גמישה למדי וניתן להתאימה לצרכים הספציפיים של ניסוי מסוים, למשל, על ידי שינוי הפולימר הפוטוטוקסי, תהליך הייצור או פרוטוקול ההארה.עם זאת, לפני שינוי הפרוטוקול, יש לוודא תחילה את התכונות החשובות של הפולימר הפעיל, כגון התאימות הביולוגית שלו, התאמתו לתהליך הסטריליזציה, ויציבותו האלקטרוכימית והזמנית. לאחר צפייה בסרטון זה, אמורה להיות לכם הבנה טובה לגבי האופן שבו ניתן לממש ממשק היברידי בין פולימרים מוליכים לתאים חיים, וכיצד להשתמש בו לבקרה אופטית של פעילות תאית. אנו מאמינים כי טכניקה זו מבטיחה להפוך לכלי משלים במדעי המוח עבור מחקרים in vitro, וכן לפתוח פרספקטיבה חדשה ליישומים in vivo.עם זאת, כדי לשכלל את הפרוטוקול, נדרש מאמץ משותף ונחוש של מדעני חומרים, נוירולוגים, פיזיקאים ורופאים.

optical-control-living-cells-electrical-activity-conjugated

Research

JoVE Journal

Bioengineering

הנדסה ביולוגית

פרוטוקול זה מתאר כיצד להשתמש בחימום החולף הקשור לספיגה אופטית של ננו-מוטות זהב כדי לעורר התמיינות ופעילות סידן תוך תאית בתאי עצב. תוצאות אלה עשויות לפתוח יישומים חדשים בתותבות עצביות ומחקרים בסיסיים במדעי המוח.

זהב nanorod בסיוע גירוי אופטי של תאים עצביים

כאן, מוצג הליך להפעלה סלקטיבית של חלבון עצבי עם פולס קצר של אור על ידי קידוד גנטי של חומצת אמינו לא טבעית תגובתית-אור לחלבון עצבי מטרה המתבטא בתאי עצב בתרבית או in vivo.

שליטה אופטית של חלבון עצבי באמצעות חומצות אמינו לא טבעי מקודדים גנטיים בנוירונים

פרוטוקול לניתוח של ג'לים נוצר מעגל מצומדת פולימר poly(3-hexylthiophene-2,5-diyl) (P3HT) באמצעות קטנה והציג זווית אולטרה קטנה ניוטרון פיזור נוכחות וגם היעדר תאורה.

פיקוח על ההשפעות של תאורה על המבנה של פולימר מצומדת ג'לים באמצעות פיזור נייטרון

כאן, אנו מציגים פרוטוקול לנתח-לתא בהעברת מידע מתנדנדות על ידי שליטה optogenetic ולחיות ניטור של ביטוי גנים. גישה זו מספקת פלטפורמה ייחודית לבחון את משמעות תפקודית של תוכניות ביטוי גנים דינמי במערכות רב תאיים.

שיטת Optogenetic לשלוט ולנתח ג'ין תבניות ביטוי באינטראקציות לתא

כאן אנו מתארים רכישה אופטית ואפיון של פוטנציאל פעולה מתאי גזע פלוריפוטנטים המושרים שמקורם בקרדיומיוציטים באמצעות מערכת פוטומטריה מודולרית במהירות גבוהה.

מדידה פוטנציאלית לפעולה אופטית חד-תאית בקרדיומיוציטים שמקורם בתאי גזע מושרים על ידי תאי גזע אנושיים

שליטה אמינה בתאי יונקים מגיבים לאור דורשת סטנדרטיזציה של שיטות אופטוגנטיות. לקראת מטרה זו, מחקר זה מתאר צינור של בניית מעגלי גנים, הנדסת תאים, פעולת ציוד אופטוגנטי, ובדיקות אימות כדי לתקנן את המחקר של ביטוי גנים המושרה באור באמצעות מעגל גנים אופטוגנטי משוב שלילי כמקרה מבחן.

הנדסה אמינה ושליטה במעגלי גנים אופטוגנטיים יציבים בתאי יונקים

הפרוטוקול המוצג כאן מאפשר ייצור אוטומטי של מיקרופטרנים המתקננים את צורת התא כדי לחקור מבנים ציטוסקלטליים בתוך תאי יונקים. טכניקה ידידותית למשתמש זו ניתנת להגדרה עם מערכות הדמיה זמינות מסחרית ואינה דורשת ציוד מיוחד שאינו נגיש למעבדות סטנדרטיות לביולוגיה של התא.

שליטה בגיאומטריית התא באמצעות מיקרופטרנינג בסיוע לייזר אינפרא אדום

כאן אנו מציגים את שיטת הייצור של מערכת אופטרודה עם סיבים אופטיים להעברת אור ומערך אלקטרודות להקלטה עצבית. ניסויי In vivo עם עכברים מהונדסים המבטאים את channelrhodopsin-2 מראים את ההיתכנות של המערכת לגירוי אופטוגנטי סימולטני ורישום אלקטרופיזיולוגי.

מערך Optrode לאפנון אופטוגנטי סימולטני והקלטה עצבית חשמלית

פרוטוקול זה כולל טרנספקציה של חיישני cAMP ו-bPAC-nLuc, חלבון אופטוגנטי, כדי לעקוב במדויק אחר התפלגות התאים שלו ותגובתו לגירוי האור. הגישה החדשנית של יצירת מפת תגובה cAMP באמצעות מערכת סריקה נקודתית טומנת בחובה פוטנציאל לקידום המחקר עם חלבונים אופטוגנטיים בתחומים שונים.

מיפוי ההתפלגות התאית של חלבון אופטוגנטי באמצעות רשת גירוי אור

פרוטוקול זה מתאר את היישום של תחום מתג אלוסטרי מהונדס המופעל על ידי אור כחול (LightR) עבור בקרה מרחבית-טמפורלית הפיכה של פעילות החלבון. תוך שימוש ב-Src טירוזין קינאז כמודל, מחקר זה מציע פרוטוקול מפורט לפיתוח ואפיון Src מווסת אור (LightR-Src). הוא מדגים את הרבגוניות של גישה זו בכל סוגי האנזימים.

בקרה מרחבית-זמנית של פעילות החלבונים באמצעות ויסות אלוסטרי אופטוגנטי

השימוש באור לשליטה בתאי הלב והרקמות מאפשר גירוי ללא מגע, ובכך שומר על המצב והתפקוד הטבעיים של התאים, מה שהופך אותו לגישה בעלת ערך הן למחקר בסיסי והן ליישומים טיפוליים.

מערכת מיקרופיזיולוגית לבבית לחקר התפשטות Ca2+ באמצעות גירוי אופטי לא גנטי

למד שיטה לשליטה אופטית בפעילות חשמלית של תאים באמצעות פולימרים מצומדים רגישים לאור. טכניקה זו מספקת חלופה לא-פולשנית לאופטוגנטיקה לחקר תאים חיים.

שליטה אופטית של תאי חיים פעילות חשמלית על ידי פולימרים מצומדות

גלה סרטונים נוספים