Name: Arteriovenous (AV) Loop במודל בעלי חיים קטנים לחקר אנגיוגנזה והנדסת רקמות כלי דם (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 53 s
Description: למד ליצור לולאה עורקית-ורידית בחיות מודל קטנות לחקר אנגיוגנזה והנדסת רקמות כלי דם. שיטת מיקרוכירורגיה זו מאפשרת הנדסת רקמות מותאמות אישית עם אספקת חמצן וחומרי מזון מיידית.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

ברצוננו להודות למוסדות הבאים לתמיכה במחקר לולאה AV שלנו: Staedtler Stiftung, ד&quot;ר פריץ Erler Fonds, Else קרונה Fesenius Stiftung, בקסטר בריאות GmbH, DFG, IZKF / ELAN / EFI / המשרד מגדר גיוון, את Forschungsstiftung Medizin , פרידריך אלכסנדר מאוניברסיטת ארלנגן-נירנברג (FAU), קרן AO, Stiftung מנפרד רוט, Xue הונג, קרן הנס גיאורג Geis, דויטשר Akademischer Austauschdienst (DAAD), גרמניה, ואת המשרד להשכלה גבוהה ולמחקר מדעי, עיראק. ברצוננו להודות סטפן פליישר, מרינה ומילךה, קתרין קוהן אילזה ארנולד-Herberth לקבלת התמיכה הטכנית המעולה שלהם.

ועדת טיפול בבעלי חיים של אוניברסיטת פרידריך אלכסנדר ארלנגן-נירנברג (FAU) וממשלת פרנקוניה התיכון, גרמניה, אישר את כל הניסויים. עבור הניסויים, חולדות לואיס זכרו עם משקל גוף של 300 - 350 גרם שמשו. 1. דגם Loop arteriovenous בחולדה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הליך ההשתלה (איור 2) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור הרדמה להשתמש בקופסת פלסטיק מיוחד המחובר באמצעות צינור אל מאדה isoflurane וסגר על ידי מכסה. הפעל גז אספקה ​​וזרימת מטר בין 0.8 - 1.5 ליטר / דקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החולדה בתיבת פלסטיק אינדוקציה ולאטום העליון. הפעל מאדה isoflurane עד 5%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אנא קראו בעיון את החולדה במהלך אינדוקציה של הרדמה. אחרי 3 - 4 דקות, החולדה תהיה מורדמת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אשר הרדמה תקינה: פסד של רפלקס ליישר, אובדן רפלקס palpebral, רפלקס נסיגה, רפלקס מצמוץ חיובי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ותיפטר מהתיבה ולבדוק שלהמשקל לחישוב של תרופות. החל העין משחה למניעת יובש לאחר הרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נהל משככי כאבים ואנטיביוטיקה (למשל., 7.5 מ&quot;ג / ק&quot;ג Enrofloxacin תת עורית (SC), 12.5 מ&quot;ג / ק&quot;ג tramadol 100 מ&quot;ג / ק&quot;ג דיפירון הן לווריד (iv)). נהל crystalloids המותאמות במשקל במהלך המבצע (למשל., 30 מ&quot;ל / ק&quot;ג SC). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החולדה על גבו על צלחת ההתחממות על 37 מעלות צלזיוס בהרדמה עם 1 - שאיפה isoflurane 2% מנוהל באמצעות מסכה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צג הרדמה כראוי ולהגדיל isoflurane אם רמת הרדמה היא נמוכה מדי (תנועה של העכברוש, בתגובה לכאב, טון לסת, אין אובדן הרפלקסים (ראה 1.1.4.), קצב לב הגדלה). היזהר שלא ממנה יתר isoflurane (אובדן הרפלקסים קרני, קצב לב גבוה, ירידת רוויון חמצן). השתמש oximetry דופק מיוחד לבעלי חיים קטנים לבדיקת ריווי החמצן (95 - 100%) וקצב לב (250 - 450 / min) של החולדה. במהלך operatiעל הטמפרטורה צג של עכברוש (36 - 40 ° C) ולהתאים הטמפרטורה של צלחת ההתחממות במידת הצורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח את הצדדים הפנימיים של הגפיים האחוריים עם סכין גילוח חשמלי ולחטא את האזור עם חומרים אנטיספטיים. מורחים את הגפיים האחוריות ולתקן אותן עם דבק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את העכברוש תחת מיקרוסקופ כירורגים ולכסות את העכברוש עם כורכת סטרילי. ודא כי הליך הניתוח כולו מתבצע בתנאים סטריליים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את העור באמצע הירך השמאלית עם חתך אורכים מהברך העליונה למפשעה באמצעות אזמל (מס &#39;10). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים את הרקמה התת עורית ו fascia בשכבות של כ 3 ס&quot;מ אורך באמצעות מספריים microforceps לנתח עד צרור וסקולרית הירך חשופה מהעורק האגן במפשעה אל הסתעפות של עורק הירך בברך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפרד את הכלי ולהסיר את adventitia באמצעות מספרי adventitia ואת microforceps. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להקריש את צד ב &#39;חוות באמצעות קרישה חשמלית. מכסה את שדה הפעולה עם רטייה לחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את העור בצד ימין כפי שתואר עבור בצד שמאל, 1.1.11 - 1.1.14. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקציר שתל הוורידים, ולקשור וריד הירך התקין ידי קרישה חשמלית על הפרוקסימלי ומסתיים הדיסטלי במרחק של 1 - 1.5 סנטימטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את שתל הוורידים עם microforceps ולשטוף את שתל הוורידים עם פתרון הפרין (50 IU / ml בתמיסת נתרן כלורי 0.9%) באמצעות צינורית השקיה ולהעביר אותו אל ירך השמאל. מכסה את שדה הפעולה בצד ימין עם רטייה לחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ולקשור וריד הירך בצד שמאל proximally בבית באזור מפשעתי עם מלחציים microvessel. להקריש וריד הירך distally ידי קרישה חשמלי, בברך העליונה לפני הסתעפות, במרחק של כ -2 ס&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור השקה חבר את הקצה הפרוקסימלי של שתל הוורידים עם סוף הפרוקסימלי של העורק על ידי השקת end-to-end עם 11-0 suturדואר. השתמש כ -8 תפרים קטע. בגין עם נחת שני התפרים הראשונים ב -12 בבוקר ו -6 העמדות בערב. לאחר מכן, לשים 2 עד 3 תפרים יותר בין נקודות אלה בצד הקדמי ולאחר מכן לשים 2 עד 3 תפרים יותר לתוך הצד האחורי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ולקשור את העורק הפמורלי באותו אופן שתואר עבור וריד הירך (1.1.18.). ודא כלי לולאה אינם מעוות. Anastomose בקצה הדיסטלי של שתל הוורידים עם סוף הפרוקסימלי של העורק כמתואר עבור וריד הירך (שלבי 1.1.19.). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נהל 25 IU הפרין לוריד. הפוך שוב בטוח כלי לולאה אינם מעוות, הסר את מהדק ולבדוק דליפה patency של הלולאה כ -5 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Papaverine לכדרר (למשל, 4 מ&quot;ג / מ&quot;ל) על כלי כדי למנוע התכווצויות כלי הדם. אם יש patency, הלולאה מתרחבת ואת הדופק של העורק ניתן לצפות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלא מראש בתא ההשתלה למחצית הראשונה (כ -500 μl) של המטריצה (למשל &lt;/ Em&gt;, הידרוג או מטריצת עצם עם או בלי תאים). הטמע את הלולאה לתוך תא ההשתלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ממלא את חדר ההשתלה עם המחצית השנייה של המטריצה ​​כדי בהיקף כולל של 1,000 μl. חותם את התא עם מכסה התא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תקן את תא ההשתלה על הירך עם תפר 6-0 שאינם נספגים. תקן את המכסה קאמרית עם תפר 6-0 שאינם נספגים. תפסיק דימום אפשרי עם קרישה חשמלית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את העור עם 4-0 תפרים נספגים. מכסים את הפצע עם ספריי אלומיניום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נהל אנטיביוטיקה ומשככי כאבים (למשל, 7.5 מ&quot;ג / ק&quot;ג Enrofloxacin SC, tramadol 12.5 מ&quot;ג / ק&quot;ג פומי (PO) (דרך מי השתייה) במשך 3 - 5 ימים ולאחר מכן בהתאם להתנהגות של עכברוש). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סובב את מאדה את ולאפשר החולדה לנשום גז אספקה ​​עד שהוא מתחיל להתעורר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החולדה בקופסה עם תמיכה תרמית ולבחון אותו בזהירות עד התאושש לחלוטין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אל תשאירו את העכברוש unהשתתפו עד שב להכרתו מספיק כדי לשמור שכיבה sternal. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אל תשלח את החולדה בחברת חיות אחרות עד התאושש לחלוטין. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נוהל explantation <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצעו את explantation לאחר ההשתלה קצרת זמן או זמן ארוך (בהתאם לעיצוב המחקר, לדוגמאות ראה הפניות 27-32). להרדים את העכברוש על פי שלבי 1.1.1.-1.1.9. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את העור של הבטן עם אזמל (מס &#39;10) ולהעביר את המעיים בצד עם רטייה. לחשוף את אבי העורקים בבטן ואת צמר גפן הווריד הנבוב caudalis משתמש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Cannulate אבי העורקים בבטן (למשל., 24 מד צינורית פלסטיק) וחתך את הווריד הנבוב caudalis במספריים לנתח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטוף את אב העורקים בבטן עם פתרון נתרן כלורי 0.9% המכיל הפרין 100 IU / ml עד שהנוזל הדולף ברור. Perfuse האאורטה עם 30 מ&quot;ל פתרון זלוף (למשל., בניגוד סוכן או הודויא). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את העכברוש על ידי הזרקה של מינון קטלני של embutramide, יודיד mebezonium, פתרון בזריקות hydrochloride tetracaine (0.1 - 0.2 מ&quot;ל / ק&quot;ג) ב הרדמה עמוקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ולקשור את אבי העורקים בבטן ואת הווריד הנבוב caudalis עם תפר 4-0 שאינם נספגים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את אזור הפצע הפתוח עם 1 - 2 מלחציים. אחסן את החולדה למשך 24 שעות ב 4 ° C (ריפוי של הפתרון זלוף). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החולדה על הגב שלה. מורחים את הגפיים האחוריות ולתקן אותן עם דבק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את העור מעל החדר עם חתך אורכי עם אזמל (מס &#39;10). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את רקמת החיבור של החדר ואת pedicle לולאה באמצעות מספריים microforceps לנתח. חותך את pedicle לולאת ממרחק של 1 סנטימטר מהפתח הקאמרי במספריים לנתח ולהסיר את קאמרית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את המכסה של התא ובזהירות להסיר את המבנה מהאולם עם מלקחיים ולתקן אותה בתמיסה שנאגרה פורמלין 4% למשך 24 שעות ב חדרטֶמפֶּרָטוּרָה. לאחר מכן להשתמש לבנות עבור טומוגרפיה מיקרו שחושב 3D או פרפין מוטבע לניתוח היסטולוגית 30. </li></ol></li></ol>

למחברים אין מה לחשוף.

במשך למעלה מעשור, יש לנו בהצלחה השתמשו arteriovenous (AV) לולאה למטרות הנדסת רקמות אנגיוגנזה הלומדים vivo במודל חיה קטנה. יכולנו להוכיח כי מודל מייקרו זה גם מאוד מתאים הנדסת רקמות שונות וכי הוא יכול לשמש גם ללימודי אנגיוגנזה או antiangiogenesis. משמעות של הטכניקה ביחס קיימים / שיטות חלופיות רקמות או איברים מהונדסים דורשים רשת כלי דם תפקודית כדי לספק את חומרי מזון וחמצן שהם צריכים ...

רוב הרקמות ואיברים בגוף האדם תלויות רשת כלי דם תפקודית המספקת חומרים מזינים, מחליף גזים ומסיר חומרי פסולת. תקלה במערכת הזו נגרמת על ידי בעיות בכלי דם מקומיות או מערכתיות יכולה להוביל למספר רב של מחלות קשות. יתר על כן, באזורי מחקר כגון הנדסת רקמות או רפואת רגנרטיבית, רשת כלי דם תפקודית בתוך רקמות שנוצרו באופן מלאכותי או איברים מושתלים היא הכרחית עבור יישומים קליניים מוצלחים. במשך עשרות שנים חוקרים כבר חוקרת את המנגנונים המדויקים המעורבים כלי הדם גדל כדי להבין טוב יותר למצבים פתולוגיים כדי למצוא התערבויות טיפוליות חדשניות ולספק מניעה טובה יותר של הפרעות בכלי הדם. בשלב הראשון, תהליכים בסיסיים כגון תאי תאי אינטראקציות או את ההשפעה של מולקולות על תאים של מערכת כלי הדם בדרך כלל נחקרים על ידי במבחנת 2D או 3Dניסויים. מודלי 2D מסורתיים הם קלים לביצוע, מבוססים היטב ותרמו רב להבנה טובה יותר של תהליכים אלה. בפעם הראשונה בשנת 1980, פולקמן ואח &#39;. דווח זריעת אנגיוגנזה חוץ גופייה של תאי אנדותל נימים על צלחות ג&#39;לטין מצופה 1. זה מיד פינתה פרסום של מספר רב של ניסויים אנגיוגנזה 2D נוסף על assay היווצרות צינור תא האנדותל 2, הגירה assay 3 ואת שיתוף culturing של סוגי תאים שונים 4, כמו גם אחרים. מבחנים אלו משמשים עד היום וקבלו כסטנדרט בשיטות במבחנה. עם זאת, התקנה ניסיונית זו אינה עולה תמיד מתאימה לחקר התנהגות תא in vivo מאז סוגי התאים ביותר דורשים סביבת 3D כדי ליצור מבני רקמות פיסיולוגיים רלוונטיים 5. זה יכול להיות הראה כי הארכיטקטורה של מטריקס 3D יש משקל מכריע morphogenesi נימיםים 6 וכי מטריקס הסלולר נוסף תא (ECM) אינטראקציות ותרבות 3D תנאים להסדיר גורמים חשובים מעורבי אנגיוגנזה גידול 7. מטריצת 3D מספקת תשומות מכאניות מורכבות, יכול לקשור חלבונים מפעילים ולהקים הדרגתיים ריכוז מומס בקנה מידת רקמות. יתר על כן, זה נחשב הכרחי על מנת לחקות המוךפו&quot;גנטי שהולך vivo וצעדי שיפוץ ברקמות מורכבות 5. במערכות אלה, הוא אנגיוגנזה vasculogenesis ניתן ללמוד. בעוד אנגיוגנזה מתאר נביטת נימים מן קודמות כלי הדם 8, vasculogenesis מתייחס היווצרות דה נובו של כלי הדם באמצעות תאי אנדותל או אבות שלהם 9,10. ההבשלה של כלי מתואר תהליך הנקרא &#39;arteriogenesis&#39; באמצעות גיוס של תאי שריר חלק 11. Angiogenic טיפוסי במודל חוץ גופית היא הנבטה של תאי האנדותל מן בשכבה הקיימתהים זורע כמו בשכבה על גבי משטחים ג&#39;ל, על פני שטח של microspheres מוטבע בתוך ג&#39;ל או ע&quot;י בניית spheroids תא האנדותל 12. במודלי vasculogenic יחידים בתאי האנדותל הם לכודים ג&#39;ל 3D. הם אינטראקציה עם תאי אנדותל סמוכים כדי ליצור מבנים וסקולרית ורשתות דה נובו, בדרך כלל בשילוב עם תאים תומכים 12. עם זאת, אפילו 3D מורכבים במודלים חוץ גופית לא יכול לחקות במסגרות vivo נתון לחלוטין ריבוי תאים תאים ותא-ECM קשרי הגומלין 13. חומרים בעלי פעילות גבוהה במבחנה לא מראים באופן אוטומטי את אותם אפקטים in vivo ולהיפך 14. לקבלת ניתוח מקיף של כלי הדם מעבד יש צורך דחוף לפתח במודלים vivo כי טוב לדמות את המצב בגוף. מגוון גדול של מבחני אנגיוגנזה vivo ב מתוארים בספרות, כוללassay קרום חומוס chorioallantoic (רמ&quot;א), מודל דג הזברה, assay אנגיוגנזה הקרני, מודל השק הגבה אוויר, תא skinfold הגבה, 14 דגמי הגידול תת עורית. עם זאת, מבחנים אלה קשורים בדרך כלל עם מגבלות, כגון שינויי מורפולוגיים מהירים, בעיות נימים חדשות המבדילות מקבוצות קיימות כבר ב assay CAM, או מספר המקומות המוגבלים assay אנגיוגנזה הקרני 15. יתר על כן, מערכות שאינן יונקים משמשות (למשל., מודל דג הזברה 16), מה שמוביל לבעיות ב השתלה שלא מבן-מיניתי 17. במודל הגידול תת עורית, אנגיוגנזה שמקורם רק מן הגידול עצמו לא ניתן לנתח מאז הרקמות הסמוכות תורמות רבות לתהליך כלי הדם. יתר על כן, את הרקמה שמסביב יכול להיות תפקיד מכריע בעיצוב במיקרו-סביבה של הגידול 18. לא רק ללימוד אנגיוגנזה או vasculogenesis האם יש ne חזקed עבור ב סטנדרטית היטב מאופיין מודל vivo אלא גם ללימוד אסטרטגיות כלי דם שונים בהנדסת רקמות ורפואה רגנרטיבית. היום, הדור של איברים מורכבים מלאכותיים או רקמות אפשרי הוא במבחנת in vivo. 3D bioprinting מספק טכניקת ייצור על פי דרישה להפקת רקמות מחייה שימושית 3D מורכב 19. יתר על כן, מתקני הגידול יכול לשמש להפקת רקמות 20 או אפילו הגוף עצמו יכול לשמש bioreactor 21. עם זאת, המכשול העיקרי ליישום מוצלח של רקמות שנוצרו באופן מלאכותי הוא חוסר כלי דם בתוך המבנים המהונדסים. חיבור מיידי של כלי דם המארח לאחר ההשתלה הוא תנאי הכרחי להישרדות, במיוחד במקרה של רקמות מלאכותיות בקנה מידה גדולה או איברים. שונה במבחנה או באסטרטגיות prevascularization vivo היה develOpEd להקים microvasculature תפקודית בונה לפני ההשתלה 22. השתלת פיגום עם נימים מהונדסים מתבצעות חוץ גופית על עור הגב של עכברים הביאה השקה מהירה של כלי הדם בעכברים תוך יום 23. לעומת זאת, אליפטית שיתוף תרבות המורכבת של אדם בתאי גזע mesenchymal ותאי אנדותל וריד אדם הטבור התאספו לתוך רשת prevascular תלת ממד פיתוח נוסף לאחר השתלת in vivo. עם זאת, השקה עם כלי דם המארח הוגבלה 24. מעל לכל, פגמים vascularized גרוע, כגון אזורים נמקי או מוקרן, כלי דם חיצוניים כביכול זה - ingrowth כלי מהאזור לתוך הפיגום - לעתים קרובות נכשל. כלי דם פנימיים, לעומת זאת, מבוסס על ציר כלי דם כמקור נימים החדשים הנבטה לתוך הפיגום 25. שימוש בגישת כלי הדם הציריניתן להשתיל, הרקמה המהונדסת עם ציר כלי הדם שלו ומחוברת כלי מקומי באתר הנמען. מיד לאחר ההשתלה, הרקמה נתמך כראוי על ידי חמצן וחומרים מזינים, אשר יוצר את התנאים המתאימים לשילוב אופטימלי. בשל זמינות מוגבלת של מודלים לחקירת in vivo אנגיוגנזה ומתוך הכרת החשיבות הגוברת של יצירת רקמת vascularized axially, פיתחנו את הגישה microsurgical של ארול ו Spira נוספת כדי ליצור לולאה arteriovenous (AV) במודל חיה 26. השימוש בתא השתלה סגור לחלוטין עושה שיטה זו מתאימה מאוד גם ללמוד כלי דם היווצרות תחת &quot;נשלט&quot;, גם מאופיין בתנאי vivo (איור 1). מודל זה הוא לא שימושי רק עבור החקירה של אנגיוגנזה אלא גם מתאים באופן אופטימלי עבור כלי הדם הציריים של פיגומי engin רקמותלמטרות eering.

<table><tbody><tr><td>0.9% נתרן כלורי</td><td>Berlin-Chemie AG</td><td>34592508</td><td></td></tr><tr><td>11-0 אתילון / פוליאמיד 6/6 Ethicon</td><td></td><td>EH7438G</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Vicryl / polygalactin 910</td><td>Ethicon</td><td>V392H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 פרולן / פוליפרופילן</td><td>Ethicon</td><td>8695H</td><td></td></tr><tr><td>ספריי אלומיניום</td><td>Pharma Partner Vertriebs-GmbH</td><td>1020</td><td></td></tr><tr><td>חומרי חיטוי&nbsp;</td><td>BODE Chemie GmbH&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>קטטר&nbsp;</td><td>B Braun Meslungen AG</td><td>4251612-02</td><td></td></tr><tr><td>חומר ניגוד</td><td>Flowtech</td><td>&nbsp; MV-122</td><td></td></tr><tr><td>אמבוטרמיד, מבזוניום יודיד, תמיסת הזרקה טטרקאין הידרוכלוריד&nbsp;</td><td>Intervet International GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>encre de chine אינטנסיבי דיו הודי</td><td>Lefranc & Bourgeois</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Enrofloxacin</td><td>Bayer AG</td><td></td><td></td></tr><tr><td>משחת עיניים</td><td>Bayer AG</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Formalin 4%</td> <td>Carl Roth GmbH & Co. KG</td><td>P087.4</td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Ratiopharm GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>isoflurane&nbsp;</td><td>מעבדות אבוט</td><td>6055482</td><td></td></tr><tr><td>חולדת לואיס, זכר</td><td>מעבדות</td><td></td><td></td>צ'ארלס ריבר</tr><tr><td>Metamizol-Natrium&nbsp;</td><td>Ratiopharm GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>פפאברין / Paveron N</td><td>Linden Arzneimittel-Vertrieb-GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>tramadol / Tramal</td><td>Gr&uuml; nenthal GmbH</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

arteriovenous (av) loop במודל בעלי חיים קטנים לחקר אנגיוגנזה והנדסת רקמות כלי דם

The Arteriovenous (AV) Loop in a Small Animal Model to Study Angiogenesis and Vascularized Tissue Engineering

רשת כלי דם פונקציונלית היא תנאי מוקדם להישרדות וצמיחה של כמעט כל הרקמות והאיברים בגוף האדם. יתר על כן, במצבים פתולוגיים כמו סרטן, כלי דם ממלאים תפקיד מוביל בהתקדמות המחלה. כתוצאה מכך, יש צורך חזק במודל in vivo סטנדרטי ומאופיין היטב על מנת להבהיר את מנגנוני הניאו-וסקולריזציה ולפתח גישות שונות של כלי דם להנדסת רקמות ורפואה רגנרטיבית.
אנו מתארים גישה מיקרוכירורגית למודל של בעלי חיים קטנים לאינדוקציה של ציר כלי דם המורכב מווריד ועורק העוברים אנסטומוזה ללולאה עורקית (AV). לולאת ה-AV מועברת לתא השתלה סגור ליצירת מיקרו-סביבה מבודדת in vivo, המחוברת לאורגניזם החי רק באמצעות ציר כלי הדם. באמצעות הדמיה תלת מימדית (MRI, מיקרו-CT) ואימונוהיסטולוגיה, ניתן לדמיין את כלי הדם הגדלים לאורך זמן. על ידי השתלת תאים, גורמי גדילה ומטריצות שונות, ניתן לנתח את תפקודם ביצירת רשת כלי הדם ללא השפעות מפריעות מהסביבה בסביבה הניתנת לשליטה היטב. 
בנוסף למחקרי אנגיוגנזה ואנטי-אנגיוגנזה, מודל לולאת ה-AV מתאים באופן מושלם גם להנדסת רקמות כלי דם. לאחר זמן קדם-וסקולריזציה מסוים, ניתן להשתיל את הרקמות שנוצרו לאתר הפגם ולחבר אותן מיקרו-כירורגית לכלי הדם המקומיים, ובכך להבטיח אספקת דם מיידית ואינטגרציה של הרקמה המהונדסת. על ידי שינוי המטריצות, התאים, גורמי הגדילה וארכיטקטורת החדר, ניתן ליצור רקמות שונות, אשר לאחר מכן ניתן להתאים לצרכיו האישיים של המטופל.

הנדסת רקמות למטרות הנדסת עצם רקמות, מספר תחליפי עצם שונים הושתלו ב 27,28,33,34 מודל לולאת AV חולדת חיה הקטנה. כלי הדם יכול להיות הפגינו בצורה מושלמת על ידי טומוגרפיה מיקרו שחושב 3D (מיקרו CT) (איור 3 א). כלי הדם של רקמת עצם ספוגי שור מעובד (PBCB) מטריקס היה גבוה משמעותית בקבוצת הלולאה בהשוואה לקבוצה ללא כלי דם. רשת כלי דם במגמת צמיחה מתמדת maturating שפותחה בתוך חדר ההשתלה במשך 8 שבועות. בין 4 ו -...

אנו מתארים גישה מיקרו עבור הדור של בלופ arteriovenous (AV) כמודל לניתוח כלי דם in vivo בסביבה מבודדת היטב מאופיין. מודל זה הוא לא רק שימושי עבור חקירת אנגיוגנזה, אלא גם מתאים באופן אופטימלי עבור הנדסה vascularized axially ורקמות להשתלה.

Arteriovenous (AV) Loop במודל בעלי חיים קטנים לחקר אנגיוגנזה והנדסת רקמות כלי דם

A functional blood vessel network is a prerequisite for the survival and growth of almost all tissues and organs in the human body. Moreover, in ...

המטרה הכללית של גישה מיקרו-כירורגית זו היא ליצור לולאה עורקית-ורידית (arteriovenous loop) לצורך הנדסת רקמות עם אספקה דמית צירית (axioli), מיוvסקולריזציה, ויכולת השתלה, וכן לניתוח של וסקולריזציה in vivo ובסביבה מבודדת ומאופיינת היטב. באמצעות שיטה זו, אנו יכולים להשתמש בגופנו כביוריאקטורים חיים ליצירת סוגים שונים של רקמות עם וסקולריזציה צירית המותאמות לדרישותיו של המטופל האינדיבידואלי. היתרון המרכזי של טכניקה זו הוא שניתן להשתיל את הרקמה הנוצרת יחד עם הגישה הוסקולרית שלה ולחברה אותה לכלי דם מקומיים בצד המקבל, כדי להבטיח אספקה מיידית של חמצן וחומרי הזנה.בנוסף למחקרי הנדסת רקמות, שיטה זו יכולה לספק תובנות לגבי תהליכי angiostenosis באורגניזם חי. ניתן ליישמה גם במצבים פתולוגיים, כגון angiogenesis בסרטן. באופן כללי, אנשים שאינם מנוסים בשיטה זו יתקשו בביצועה בשל המורכבות הגבוהה של הניתוח, כגון מיקרו-אנסטומוזיס (micro anastomosis) של כלי דם תת-מילימטרי.הרעיון לשיטה זו עלה לראשונה כאשר נתקלנו במקרים קליניים עם פגמים רחבי היקף ברקמה, אשר דרשו השתלה של רקמה עם אספקת דם (vascularized tissue) ויצרו מורביליות משמעותית בצד התורם. לאחר אישור של הרדמה תקינה, שקלו את החולדה כדי לחשב את מינוני התרופות. לאחר מכן, מרחו משחה לעיניים כדי למנוע התייבשות בזמן ההרדמה.לאחר מתן תרופות לשיכוך כאבים ואנטיביוטיקה, הניחו את החולדה על פד חימום והחילו איזופלורן ברציפות. לאחר מכן, ודאו שוב את רמת ההרדמה באמצעות צביטה בבהומה. במידת האפשר, השתמשו גם באוקסימטריית דופק כדי לבדוק את רמת ההרדמה של החולדה.המשיכו בגילוח הצדדים הפנימיים של הגפיים האחוריות. לאחר מכן, חטאו את אזור הניתוח באמצעות שפשופים לסירוגין של betadine ואלכוהול. לאחר מכן, פרסו את הגפיים האחוריות וקבעו אותן באמצעות סרט דביק.לבסוף, מקמו את החולדה תחת מיקרוסקופ כירורגי וכסו אותה בבד סטרילי. המשיכו בניתוח תוך שימוש בנהלי סטריליזציה. פתחו את העור במרכז הירך השמאלית באמצעות חתך אורכי מהברך העליונה ועד למפשעה בעזרת סקאלפל.בשלב הבא, בעזרת מספרי ניתוח ופינצטה מיקרוסקופית, גזרו את הרקמה התת-עורית והפציה בשכבות באורך של כ שלושה סנטימטרים. הפסיקו כאשר צרור כלי הדם הפמורלי נחשף מהעורק האובסיתי במפשעה ועד לברך. לאחר מכן, בעזרת מספרי רקמה ופינצטה מיקרוסקופית, הפרידו את כלי הדם והסירו את רקמת השומן.במידת הצורך, בצעו קואגולציה לענפים הצדדיים באמצעות קואגולציה חשמלית. עם סיום הפעולה, כסו את שטח הניתוח בקומפרס לח וחזרו על הפרוצדורה בצדו הימני של החולדה. כעת, כאשר הפרוצדורה הראשונה הושלמה באופן סימטרי, התחילו בקציר של השתל הוורידי.ראשית, קשרו את הווריד הפמורלי הימני באמצעות קואגולציה חשמלית בקצוות הפרוקסימליים והדיסטליים כדי להשיג גרפה של כ-1 עד 1.5 סנטימטרים. לאחר מכן, הסירו את גרפת הווריד באמצעות פינצטה מיקרוסקופית. להרחבת פתחה של גרפת הווריד, השתמשו במרחיב כלי דם.לאחר מכן, שטפו את השתל הוורידי באמצעות תמיסת heparin בעזרת קנולה להשקיה. העבירו את השתל השטוף לירך שמאל וכסו את שדה הניתוח בצד ימין בקומפרס לח. לאחר מכן, קשרו את הווריד הפמורלי בצד שמאל, באופן פרוקסימלי באזור המפשעה, באמצעות תפס כלי דם מיקרוסקופי.לאחר מכן, בצעו קואגולציה לווריד הפמורלי (femoral vein) באופן דיסטלי בחלק העליון של הברך, לפני הפיצול. עבור האנסטומוזה, חברו את הקצה הפרוקסימלי של השתל הוורידי לקצה הפרוקסימלי של הווריד באמצעות טכניקת קצה-לקצה (end to end) עם תפר 11-0. התחילו בהנחת שני התפרים הראשונים במיקומי השעה 12 והשעה 6.לאחר מכן, יש להניח שתיים עד שלוש תפרים נוספים בין נקודות אלו בצד הקדמי. לאחר מכן, יש להניח שתיים עד שלוש תפרים נוספים בצד האחורי. האנסטומוזיס של כלי הדם בלולאה הוא השלב הקריטי ביותר בפרוטוקול.חשוב לוודא שהתפרים מבוצעים במדויק ככל האפשר כדי להפחית את הסיכון לסגירה של כלי הדם בלולאה. לאחר מכן, קשרו את העורק הפמורלי באמצעות תפס מיקרו-כלי דם והשתמשו בקוואגולציה אלקטרונית, באופן דומה לקשירת הווריד הפמורלי. לפני ההמשך, ודאו שכלי הדם בלולאה אינם פיתולים.לאחר מכן, בצעו אנסטומוזה בין הקצה הדיסטלי של השתל הוורידי לבין הקצה הפרוקסימלי של העורק, תוך שימוש בטכניקת התפירה שהודגמה קודם לכן. לאחר האנסטומוזה השנייה, הגישו 25 iu של heparan באופן תוורידי. כעת, ודאו שוב שכלי הדם בלולאה אינם מסובבים ולאחר מכן הסירו את התפסנים.עקבו אחר הלולאה במשך כחמש דקות, ובדקו אם קיימת דליפה והאם היא פתוחה. אם הלולאה פתוחה, היא תתרחב ודופק העורק יהיה נראה. במהלך התצפית, טפטפו papaverine על כלי הדם כדי למנוע עוויתות של כלי הדם.לאחר מכן, מלאו מראש את תא ההשתלה עם החצי הראשון של תערובת המטריקס, כ-half a millileter. לאחר מכן, השקיעו את הלולאה בתוך תא ההשתלה. סגרו את פתח התא באמצעות שני קרישי פיברין ומלאו את התא עם החצי השני של תערובת המטריקס, לנפח כולל של one millileter.כעת, הצמידו את התא לירך, אטמו את התא באמצעות המכסה שלו, ואבטחו את המכסה באמצעות תפר 6-0 שאינו נספג. לאחר מכן, קבעו את תא ההשתלה לירך באמצעות תפר 6-0 נוסף שאינו נספג. עצרו כל דימום באמצעות קואגולציה חשמלית.לבסוף, סגרו את העור באמצעות תפרים נספגים 4-0 וכסו את הפצע בתרסיס אלומיניום. למטרות הנדסת רקמת עצם, הושתלו מספר תחליפי עצם שונים במודל לולאת A-V בחולדה. הווסקולריזציה נבדקה באמצעות מיקרו-טומוגרפיה ממוחשבת בתלת-ממד.ווסקולריזציה מקדימה של מטריקס עצם ספוגית בקר מעובדת למשך שישה שבועות הובילה להישרדות גבוהה יותר של האוסטאובלסטים שהוזרקו. לולאות נאספו, נחתכו ונצבעו בנקודות זמן שונות לאחר ההשתלה. לדוגמה, צביעת H and E הראתה כי שימוש בתחליף עצם של בטא טריקאלציום פוספט הידרוקסיאפטיט עם תאי גזע מזנכימליים הביא להיווצרות של חיבורים כליים רבים בתוך שישה שבועות.לאחר רכישת המיומנות, ניתן לבצע טכניקה זו בחמישה עד שישה שעות, במידה והיא מבוצעת כראוי. בעקבות הליך זה, ניתן להשתיל מגוון רחב של גורמי תאים או נוגנים שונים כדי לחקור קשת רחבה של תנאים. טכניקה זו יעילה גם במודל לולאת וריד כבשים בבעלי חיים גדולים.לכן, הדבר אמור לאפשר לחוקרים לייצר רקמות מועורקות בכמויות גדולות בעלות רלוונטיות קלינית. מודל זה עשוי לספק הזדמנות לבחון עורקות (vascularization) בתנאים פתולוגיים. לדוגמה, ניתן יהיה לחקור את השפעתם של גורמי גדילה ותאים שונים במהלך היווצרות רשת כלי דם בגידול

the-arteriovenous-av-loop-small-animal-model-to-study-angiogenesis

Research

JoVE Journal

Bioengineering

הנדסה ביולוגית

הרשתית העכברית הילוד מספקת מודל מאופיין היטב פיסיולוגי של אנגיוגנזה, המאפשר חקירה של התפקידים של גנים או תרופות שונים המווסתים אנגיוגנזה...

מכתים Immunofluorescent הר שלם של רשתית עכבר ילודים לחקר אנגיוגנזה<em&gt; בvivo</em

כלי דם הוא מפתח לגישות בהנדסת רקמות מוצלחת. לכן, טכנולוגיות אמינות נדרשות כדי להעריך את ההתפתחות של רשתות כלי דם ברקמות מבנים. כאן אנו מציגים שיטה פשוטה, יעיל וחסכונית כדי לחזות ולכמת כלי דם בגוף חי.

עור מלא פגמים דגם להערכת כלי דם של Biomaterials<em&gt; בVivo</em

כאן אנו מציגים מודל עכברי של כשל בפיסטולה עורקית (AVF) בו משולבת תצורה אנסטומוטית רלוונטית מבחינה קלינית. ניתן להשתמש במודל זה כדי לחקור את הפתופיזיולוגיה ולבחון התערבויות טיפוליות אפשריות.

מודל Murine רומן של אי מורסה arteriovenous: ההליך הכירורגי בהרחבה

זהו קו מנחה לבניית רקמת כלי דם in vivo באמצעות לולאה עורקית מיקרו-כירורגית או תצורת פדיקל זורם בתוך תא הנדסת רקמות. ניתן להשתמש ברקמות כלי הדם שנוצרות להתחדשות איברים והחלפת פגמים ברקמות, כמו גם לבדיקת תרופות ומודלים של מחלות.

הנדסת רקמות ידי עצמותי כלי דם בתוך<em&gt; In vivo</em&gt; הנדסת רקמות קאמרית

אנגיוגנזה כוללת אינטראקציות רב-תאיות ורב-מערכתיות שיש לחקור בסביבה רלוונטית מבחינה פיזיולוגית. מטרת מחקר זה היא להדגים את יכולתו של מודל תרבית המזנטריה של חולדות לבצע השוואות זמן-lapse של רשתות מיקרו-וסקולריות שלמות במהלך אנגיוגנזה.

<em&gt; Ex Vivo</em&gt; שיטת הדמיה זמן לשגות של רשתות כלי הדם Mesenteric עכברוש מתורבתות

כיום כל סוג של vascularized אלוגרפט ללא הפרדות צבע תלוי וארוך-טווח-החיסוני, קשה לתמוך עבור אינדיקציות לא החיים-קריטיות. אנו מציגים חזירי הטיביאלי VCA מודל חדש שניתן ללמוד עצם VCA ואף מדגימים את השימוש אנגיוגנזה כירורגית כדי לשמור על עצם הקיום ללא הצורך של החיסון לטווח ארוך-אפנון.

אנגיוגנזה כירורגי אלוגרפט הטיביאלי חזירי: עצם חדשים בעלי חיים גדולים Vascularized דגם אלוגרפט ללא הפרדות צבע

אנו מציגים פרוטוקול לבודד שברי כלי דם ברקמה שומני נגזרות המייצגים יחידות כלי דם הבטיח. הם יכולים להיות מבודדים במהירות, אינו דורש עיבוד במבחנה, ובכך, ניתן להשתמש prevascularization צעד אחד בתחומים שונים של הנדסת רקמות.

בידוד של נגזרות רקמה שומנית Murine כלי דם שבר כיחידות כלי דם של הנדסת רקמות

עבודה זו מדגימה גישה חדשנית להעריך את התפשטות, הבחנה, ואת היכולת להרכיב פוטנציאל של תאי גזע אנדותל כלי הדם (VESCs) באמצעות השתלת כרית שומן החלב ואחריו הכנת רקמות הר שלם עבור תצפית מיקרוסקופית. א השושלת מעקב אחר אסטרטגיה לחקור את ההתנהגות של VESCs in vivo מוצג גם.

רומן חדש פאט שומן טכניקת השתלת לדמיין את כלי השיט הדור של כלי הדם בתאי גזע אנדותל

בדיקה זו משתמשת בתאי גזע עובריים של עכברים המתמיינים לגופי עובר בתרבית בג'ל קולגן תלת-ממדי כדי לנתח את התהליכים הביולוגיים השולטים באנגיוגנזה נובטת במבחנה. הטכניקה יכולה להיות מיושמת לבדיקת תרופות, מידול מחלות, ולחקר גנים ספציפיים בהקשר של מחיקות קטלניות עוברית.

במבחנה בדיקת הנבטה תלת מימדית של אנגיוגנזה באמצעות תאי גזע עובריים של עכבר לצורך מידול מחלות כלי דם ובדיקות סמים

הפרוטוקול הנוכחי מציע יצירת פיסטולה עורקית בארנבים בטכניקה שונה ללא מגע. הטכניקה כוללת אנסטומוזה מצד לצד של עורק התרדמה המשותף ווריד הצוואר החיצוני ללא דיסקציה של רקמות perivenous או חיתוך העורק.

טכניקה שונה לבניית פיסטולה עורקית בארנבות

הנבטת אנגיוגנזה, הבסיסית להתפתחות ומחלות, כרוכה בתהליכים מולקולריים ומכניים מורכבים. אנו מציגים מודל 2.5D ex vivo רב-תכליתי המנתח נביטה תאית מעורקי הצוואר החזיריים, וחושף אנגיוגנזה תלוית קשיחות ומכניקת תאים מובילה-עוקב מובהקת. מודל זה מסייע בקידום אסטרטגיות הנדסת רקמות וגישות לטיפול בסרטן.

מודל 2.5D לאפיון מכני ex vivo של אנגיוגנזה מונבטת ברקמה חיה

למד ליצור לולאה עורקית-ורידית בחיות מודל קטנות לחקר אנגיוגנזה והנדסת רקמות כלי דם. שיטת מיקרוכירורגיה זו מאפשרת הנדסת רקמות מותאמות אישית עם אספקת חמצן וחומרי מזון מיידית.

Arteriovenous (AV) Loop במודל בעלי חיים קטנים לחקר אנגיוגנזה והנדסת רקמות כלי דם

גלה סרטונים נוספים