Name: הערכת הנוהל לביצוע Cystometry ער במודל עכבר (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 31 s
Description: למדו שיטת ציסטומטריה ערה בעכברים באמצעות השתלת צינור תוך-שלפוחיתי. טכניקת מיקרוכירורגיה זו מאפשרת מדידה מדויקת של תפקוד מערכת השתן התחתונה במודלים בריאים וחולים.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

מחקר זה מומן על ידי המחלקה לכירורגיה באוניברסיטת ורמונט, המועצה הדנית למחקר עצמאי ועל ידי בית החולים האוניברסיטאי אודנסה.

בעלי החיים שוכנו במכון לטיפול בבעלי חיים של אוניברסיטת ורמונט על פי הנחיות מוסדיות. כל הניסויים בבעלי חיים בוצעו על פי המכון הלאומי לבריאות מדריך לטיפול ושימוש של חיות מעבדה. 1. Intravesical Tube להשתלה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנת צינורות ומכשירים להליך הכירורגי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים חתיכת 7 ס&quot;מ של צינורות PE10 לעשות את הקטטר להשתלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יצירת התלקחות בקצה אחד של צינור PE10 על ידי התקדמות איטית את הקצה לעבר להבה פתוחה. הערה: משוך במהירות את הצינור ברגע שהתלקח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל שלוש טיפות של כל מטרה דבק חם, באמצעות הגדרת חום נמוך על אקדח דבק, ב 4.5, 5, ו 5.5 ס&quot;מ מן קצה מתרחבים בצד החיצוני של צינור PE10. אלה יסייעו לאבטח את הצינור על הגב של החיה. ( איור 1 ) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר את צינורות ידי השריית אותו 70%אתנול ולאחר מכן לשטוף אותו עם NaCl 0.9% סטרילית לפני השימוש. השאירו את הצינור מלא כדי למנוע הצגת בועות אוויר לתוך המערכת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יצירת תקע 30-מד לאטום את הקצה של PE10 קטטר ידי הפרדת מחט 30-מד מהרכזת על ידי מניפולציה ידנית בצד הקצה הפרוקסימלי לצד. החל טיפה של דבק חם עד הסוף. ודא כי החותם הוא אטום למים. ( איור 2 ) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בכלים הבאים microsurgical: שני זוגות של דומון # 7 מעוקל microforceps, שני זוגות של microforceps Dumont # 5 מעוקל, מחט 21 G, המוסט היישר Ultrafine, מספריים מיקרו, מספריים לנתח קטן, מחזיק מחט מיקרו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר את כל המכשירים לפני תחילת ההליך. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנת החיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הרדמה החיה, לגלח את החלק התחתון של הבטן הראשונה, ולאחר מכן להפוך את בעל החיים נוטה לגלח ולנקות את האזור על הגב העליון עם אלכוהול 70% ואחריו betadine. החל משחה וטרינר לעיניים כדי למנוע יובש. לאחר מכן, השתמש זוג ישר, בוטה מספריים זוג דומונט # 7 מעוקל microforceps לעשות חתך 1.5 ס&quot;מ עור ארוך בין scapulae ומקום חזית החיה על גבי כרית חימום (37 ° C) מכוסה וילונות סטריליים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבסוף, לנקות את הבטן עם אלכוהול betadine. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הליך ניתוחי הערה: בצע את כל ההליכים כירורגית תחת מיקרוסקופ הפעלה עם הגדלה החל 3.15X ל 20X. לאחר הנחת החיה על הווילונות סטרילי, ללבוש כפפות סטריליות. המשך באמצעות נהלים סטריליים לאורך כל הניתוח. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החיה בתיבה אינדוקציה להרדים באמצעות isoflurane בשאיפה 2% עם נושאת חמצן (1 L / min). לשמור על הרדמה לאורך ההליך על ידי הנחת הראש של החיה בתוך חרוט האף באמצעות 2% inofal isoflurane עם נושאת חמצן (1 L / min). להתחיל את הניתוח לאחר קבלת שליליתתגובה ative מן הבוהן מבחן קמצוץ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש זוג ישר, בוטה מספריים זוג Dumont # 7 מעוקל microforceps לעשות חתך 1.5 ס&quot;מ נמוך, חתך הבטן באמצע הדרך דרך העור. לאחר מכן, ליצור חתך תואם דרך fascia לאורך alba linea שריר לחשוף את הכיפה ואת החלק העליון של שלפוחית ​​השתן. הימנע פציעה שלפוחית ​​השתן על ידי הפעלת המתיחה כלפי מעלה לשכבת רקמות כל באמצעות זוג של דומון # 7 מעוקל microforceps. שמור את הקרביים הבטן מן הייבוש על ידי הוספת טיפות של מלוחים פיזיולוגיים חמים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סובב את החיה על צדה כדי לגשת את החתך על עורפה. לדחוף heustat צר מתחת לעור למרות החתך. הערוץ תת עורי צריך להתחיל על הגב, ולהמשיך לאורך הצד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע קצה המכשיר מגיע לתחתית כלוב הצלעות, להפוך את קצה לכיוון קו האמצע ובתוך הבטן (לא יהיה פופ קל כאשר חודרים את שרירי דופן הבטן). המשך לקדם את המוסטאט עד קצה חשוף על החתך בטן מתחת לשכבת השרירים. ( איור 3 ) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתפוס את &quot;הלא מתלקח&quot; סוף הצינור עם המוסטאט ולאט לאט לחזור על הכלי, מושך את קצה הצינור החוצה דרך החתך בחלק האחורי של הצוואר. התאם את קצה מתרחבים של צינורות כך שהוא שוכב ישירות מעל הכיפה של שלפוחית ​​השתן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך עניבה רופף של תפר monofilament 6-0 (שאינם absorbable) ומניחים אותו על כיפה שלפוחית ​​השתן. קשר זה ישמש מאוחר יותר כדי לאבטח את הצינור בשלפוחית ​​השתן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים גליל קטן של רקמה נטולת מוך בבטן ומאחורי שלפוחית ​​השתן כדי לעזור לייצב ולהרים אותו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> היכונו כדי להכניס את קצה מתרחבים של קטטר PE10 לתוך שלפוחית ​​השתן. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביד הלא דומיננטית, להחזיק את הכיפה של שלפוחית ​​השתן עם דומון # 7 מעוקל microforceps ולשמור על אחיזה זו עד קטטר ממוקם בשלפוחית ​​השתן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש מחט 21-מד לאO לעשות ציסטוטומיה בקודקוד הכיפה. בעדינות לבדוק את cystotomy עם זוג סגור של # 5 microforceps מעוקל כדי לוודא את הקטטר יכול בקלות לעבור דרך החור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעוד עדיין מחזיק את כיפה שלפוחית ​​השתן ביד הלא דומיננטי, במקום את קצה מתרחבים של קטטר PE10 לתוך שלפוחית ​​השתן (לדחוף את התלקחות עד הצוואר שלפוחית ​​השתן כך שהוא לא להחליק החוצה תוך אבטחת אותו). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקשור את תפר 6-0 monofilament סביב הכיפה של שלפוחית ​​השתן ואת צינורות עם עניבה ממוקם הקדמי לצינור. הקפד לקשור את תפר גבוה על השלפוחית ​​ככל האפשר, כדי למנוע באופן מלאכותי הפחתת קיבולת שלפוחית ​​השתן. ( איור 4 ) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחלופין, לאבטח את הקטטר באמצעות תפר מחרוזת הארנק כדלקמן. הפוך תפר מחרוזת ארנק רופף על הכיפה של שלפוחית ​​השתן באמצעות monofilament 6-0. בצע את השלבים 1.3.8.1 - 1.3.8.3 לביצוע הציסטומיה והכנסת הקטטר. אבטח את הצינור על ידי קשירת תפר מחרוזת הארנק. ( איור 5 )</li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק את הפטנט ואת החותם של הצינור בשלפוחית ​​השתן על ידי הצמדת מזרק 0.5 מ&quot;ל אינסולין עם מחט 30-מד לקצה הדיסטלי של הצינור. לאט לאט למלא את שלפוחית ​​השתן עם 0.1-0 0.2 מ&quot;ל של 0.9% NaCl עד טיפה מופיע פתח פתח השופכה, ולאחר מכן לרוקן את השלפוחית ​​על ידי שאיפה. חשוב שהשלפוחית ​​יכולה להיות מלאה ומרוקנת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם לא דליפות להתרחש בכיפה, את השלפוחית ​​של השלפוחית ​​עם זוג microforceps מעוקל בעדינות למשוך את הצינור עד ההתלקחות נח על החלק הפנימי של כיפה שלפוחית ​​השתן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני הסגירה, להסיר את גליל קטן של רקמות, ולוודא כי שלפוחית ​​השתן נמצאת במצב הרגיל שלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את דופן הבטן בשתי שכבות (שריר ועור) עם תפר 6-0 ריצה. עדיף לשער את שריר הבטן על ידי תפירה רק את הקצוות של fascia הבטן הקדמי (הקיר הקדמי של נדן רקטוס). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לאבטח את צינורות החיה בחזרה, בעדינות roאת החיה על הבטן. הכנס את החלק תת עורי של עוגן מתכת לתוך חתך interscapular. ( איור 12 ) השתמש תפר 6-0 כדי לאבטח את הצינור ואת העוגן על ידי אפיפת אותם עם תפר מזרן אנכי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא הבועה דבק נשאר מעל ומתחת לעור כדי למנוע את הצינור מ מושך החוצה. חותכים את הצינור כ 2 ס&quot;מ מעל העור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס בעדינות את תקע 30-מד (שלב 1.1.5) לתוך קצה הצינור כדי למנוע שתן דולף החוצה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק 0.5 מ&quot;ל 0.9% NaCl תת עורית עבור הידרציה. תן שלאחר הניתוח כאבים מיד לאחר הניתוח ולשמור על 48 שעות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החיה בחזרה לתוך הכלוב שלה ממוקם מתחת מנורה אינפרא אדום. לשמור על תצפית מתמדת עד החיה נע סביב הכלוב בחופשיות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפקח על החיה היומי ולאפשר לו להתאושש במשך 5 ימים לפני ההקלטה. </li></ol> 2. התעוררות ציסטהOmetry הקלטה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנת תוכנית ההקלטה, מתמר לחץ ומשאבה אינפוזיה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני הרדמה החיה, לחבר את משאבת עירוי, מתמר הלחץ, ו 22 סיבוב G באמצעות צינורות PE50. ( איור 6 ) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את תוכנית ההקלטה (ראה טבלת חומרים לדוגמה), במחשב כדי לכייל את לחץ המערכת ולהיערך להקלטות. הקפד להשתמש באותן הגדרות במהלך הכיול וההקלטה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ממלאים מזרק 20 מ&quot;ל עם 10-15 מ&quot;ל של טמפרטורת החדר 0.9% NaCl לטעון לתוך משאבת עירוי. תוכנית המשאבה כדי להחדיר בקצב של 0.6 מ&quot;ל / שעה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אבטח את מתמר הלחץ באותו גובה כמו שלפוחית ​​השתן של החיה או התחתון של כלוב ההקלטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף את המחוון 22-מד לסוף מתמר הלחץ (PE50 - צינורות - מתמר לחץ לסיבוב) הערה: המסתובב משמש כדי למנוע מהצינור מלהסתובב או להידלקS תנועות החיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקדם את המשאבה מזרק לשטוף 0.9% NaCl דרך המערכת. הקפד להסיר את כל בועות האוויר לפני כיול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר תוכנית ההקלטה פועלת, השתמש בסרגל לכיול הלחץ (cm / H 2 O). לאט להזיז את הקצה של קשירה PE50 מ 0 עד 30 ס&quot;מ. כוונן את האפס במידת הצורך. הערה: סימן 0 ס&quot;מ צריך להיות בגובה זהה לרצפה של כלוב ההקלטה ומתמר לחץ. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשעות את 22-מד סיבוב מעל מרכז כלוב ההקלטה. ודא כי תחתית הכלוב מאפשר שתן ליפול על מכשיר האיזון של האיזון ממוקם מתחת לכלוב. להתאים את גובה הקשר כך העכבר יכול לנוע בחופשיות סביב הכלוב ללא מאמץ או מתיחה של צינורות. ( איור 7 ) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בסיום, לבדוק כדי לוודא את המערכת PE50 צינורות חיצוני מלאים של NaCl 0.9% וכל בועות אוויר הוסרו. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> PrepAration של החיה להקלטות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את החיה עם isoflurane בשאיפה 2% ומניחים אותו על בטנה. הסר את תקע 30-מד ולהחליק את צינורות PE10 (catheter שלפוחית ​​השתן) לתוך קצה של PE50 קשירה. השתמש דבק חם ליצירת חותם אטום למים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכבות את ההרדמה ולמקם את החיה בתוך cagewith ההקלטה מקביל חוט, אשר יאפשר שתן ליפול ישירות על גבי מכשיר איסוף ממוקם על גבי איזון אנליטי. ( איור 7 ) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התחל את ההקלטה פעם החיה נמצאת בכלוב, אבל לא להתחיל infuse. לפקח על החיה עד שהוא מתאושש במלואו מן ההרדמה. לאחר הלחץ שלפוחית ​​השתן מייצב, להתחיל infusing 0.9% NaCl בשיעור של 0.6 מ&quot;ל / שעה. הערה: רשום את תוכנית ההקלטה בעת ביצוע שינויים כלשהם. חשוב שיהיה רישום של מתי מתחיל עירוי, מפסיק או מתרחשות אי סדרים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק את המערכת עבור דליפות ולוודא החיה יש accEss המזון ומים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המשך ההקלטה בחדר שקט עד שלושה מחזורי micturition לשחזור מתקבלים. הערה: החיה צריכה להיות מופרעת לחלוטין במהלך ההקלטה. רצוי, להשתמש ניטור וידאו מרחוק כדי להתבונן התנהגות. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Perez, L. M., Webster, G. D. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/nau.1930110102/abstract">The History of Urodynamics.</a> Neurourol Urodyn. 11 (1), 1-21 (1992).</li>
<li>Fry, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+and+their+use+in+understanding+lower+urinary+tract+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Animal models and their use in understanding lower urinary tract dysfunction.</a> Neurourol Urodyn. 29 (4), 603-608 (2010).</li>
<li>Maggi, C. A., Santicioli, P., Meli, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+nonstop+transvesical+cystometrogram+in+urethane-anesthetized+rats%3A+a+simple+procedure+for+quantitative+studies+on+the+various+phases+of+urinary+bladder+voiding+cycle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Methods%22%5BJournal%5D)">The nonstop transvesical cystometrogram in urethane-anesthetized rats: a simple procedure for quantitative studies on the various phases of urinary bladder voiding cycle.</a> J Pharmacol Methods. 15 (2), 157-167 (1986).</li>
<li>Malmgren, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cystometrical+evaluation+of+bladder+instability+in+rats+with+infravesical+outflow+obstruction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Cystometrical evaluation of bladder instability in rats with infravesical outflow obstruction.</a> J Urol. 137 (6), 1291-1294 (1987).</li>
<li>Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cystometric+evaluation+of+bladder+function+in+non-anesthetized+mice+with+and+without+bladder+outlet+obstruction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction.</a> J Urol. 164 (4), 1385-1389 (2000).</li>
<li>Chang, H. Y., Havton, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+effects+of+urethane+and+isoflurane+on+external+urethral+sphincter+electromyography+and+cystometry+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Differential effects of urethane and isoflurane on external urethral sphincter electromyography and cystometry in rats.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 295 (4), F1248-F1253 (2008).</li>
<li>Matsuura, S., Downie, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+anesthetics+on+reflex+micturition+in+the+chronic+cannula-implanted+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat.</a> Neurourol Urodyn. 19 (1), 87-99 (2000).</li>
<li>DePaul, M. A., Lin, C. Y., Silver, J., Lee, Y. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+Nerve+Transplantation+Combined+with+Acidic+Fibroblast+Growth+Factor+and+Chondroitinase+Induces+Regeneration+and+Improves+Urinary+Function+in+Complete+Spinal+Cord+Transected+Adult+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Peripheral Nerve Transplantation Combined with Acidic Fibroblast Growth Factor and Chondroitinase Induces Regeneration and Improves Urinary Function in Complete Spinal Cord Transected Adult Mice.</a> PLoS One. 10 (10), e0139335(2015).</li>
<li>Kadekawa, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+bladder+and+external+urethral+activity+in+mice+with+or+without+spinal+cord+injury--a+comparison+study+with+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Regul+Integr+Comp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Characterization of bladder and external urethral activity in mice with or without spinal cord injury--a comparison study with rats.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 310 (8), R752-R758 (2016).</li>
<li>Uvin, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+cystometry+in+small+rodents%3A+a+study+of+bladder+chemosensation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">The use of cystometry in small rodents: a study of bladder chemosensation.</a> J Vis Exp. (66), (2012).</li>
<li>Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+for+urodynamic+investigation%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Rodent models for urodynamic investigation.</a> Neurourol Urodyn. 30 (5), 636-646 (2011).</li>
<li>Smith, P. P., Kuchel, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+uroflow+cystometry+in+the+urethane-anesthetized+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Continuous uroflow cystometry in the urethane-anesthetized mouse.</a> Neurourol Urodyn. 29 (7), 1344-1349 (2010).</li>
<li>Aizawa, N., Homma, Y., Igawa, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+High+Fat+Diet+Feeding+for+20+Weeks+on+Lower+Urinary+Tract+Function+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Low+Urin+Tract+Symptoms%22%5BJournal%5D)">Influence of High Fat Diet Feeding for 20 Weeks on Lower Urinary Tract Function in Mice.</a> Low Urin Tract Symptoms. 5 (2), 101-108 (2013).</li>
<li>Bjorling, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+voiding+assays+in+mice%3A+impact+of+genetic+strains+and+sex%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Evaluation of voiding assays in mice: impact of genetic strains and sex.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 308 (12), F1369-F1378 (2015).</li>
<li>Morikawa, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+various+drugs+on+bladder+function+in+conscious+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Jpn+J+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Effects of various drugs on bladder function in conscious rats.</a> Jpn J Pharmacol. 50 (4), 369-376 (1989).</li>
<li>Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micturition+in+rats%3A+a+chronic+model+for+study+of+bladder+function+and+effect+of+anesthetics%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics.</a> Am J Physiol. 251 (6 Pt 2), R1177-R1185 (1986).</li>
<li>Cornelissen, L. L., Misajet, B., Brooks, D. P., Hicks, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+genetic+background+and+gender+on+bladder+function+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Auton+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Influence of genetic background and gender on bladder function in the mouse.</a> Auton Neurosci. 140 (1-2), 53-58 (2008).</li>
<li>Lemack, G. E., Zimmern, P. E., Vazquez, D., Connell, J. D., Lin, V. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+response+to+partial+bladder+outlet+obstruction+in+mice+lacking+inducible+nitric+oxide+synthase%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Altered response to partial bladder outlet obstruction in mice lacking inducible nitric oxide synthase.</a> J Urol. 163 (6), 1981-1987 (2000).</li>
</ol>

למחברים אין מה לחשוף.

חומר אופטימלי וגודל של צינור intraveical כדי לקבוע את השפעת צינור קוטר יש על הקלטות לחץ, בדקנו צינורות microfluidic שונים; PE50 (מזהה 0.58 מ&quot;מ), פוליאוריטן PU027 (0.4 מ&quot;מ מזהה), PE25 (0.46 מ&quot;מ ID), ו PE10 (0.28 מ&quot;מ מזהה). עבור כל צינור, לחץ נרשמה עם משאבת אינפוזיה פועל 1 מ&quot;ל / שעה, תוך זז במהירות את הצינור אנכית מ 0 עד 30 ס&quot;מ. בתחילה ניסויים vivo ניסו להשתמש צינורות PE50, אך לא הצליחו ב...

מילוי cystometry (FC) היא שיטת אבחון הכרוכה הצבת קטטר לתוך שלפוחית ​​השתן כדי להקליט לחץ במהלך מילוי שלפוחית ​​השתן. הציג לראשונה בשנת 1927 כשיטת אבחון קלינית כדי להעריך את תפקוד מערכת השתן התחתונה, הוא נשאר בשימוש נרחב. 1 ביישומי מחקר, FC יכול לשמש כדי לבדוק את תפקוד שלפוחית ​​השתן במודלים של בעלי חיים בריאים וחולים ולחקור את ההשפעות של סוכני התרופות. מודלים בעלי חיים מכרסמים משמשים בדרך כלל כדי לחקור את תפקוד מערכת השתן התחתונה. 2 בקבוצה זו של יונקים, FC פותחה לראשונה לשימוש חולדות. 3 כאן, המתודולוגיה להשתיל צינור לתוך שלפוחית ​​השתן ולבצע FC תוארה היטב בשימוש על ידי חוקרים רבים עם רמה מקובלת של reproducibility. 4 הזמינות של זנים מהונדס לזרום החוצה להפוך עכברים מינים חשובים עבור תחומי מחקר רבים,כולל השדה של דלקת בתפקוד השתן התחתונה. המתודולוגיה המשמשת לביצוע cystometry העכבר משתנה במידה ניכרת בין מעבדות, מה שהופך את זה קשה להשוות את התוצאות. 5 בהשוואה למודלים של vivo לשעבר , FC משמר אנטומיה של דרכי השתן התחתונות, ומאפשר להעריך את הפונקציה המתואמת בין שלפוחית ​​השתן לשקע שלה במהלך שלבי האחסון וההפרדה של מחזור המיתרים. מחקרים קודמים מראים כי רבים, הרדמה נפוץ לדכא התכווצות micturition. סוכנים כי לשמר את שלפוחית ​​השתן חלקה התכווצות שרירים (urethane, α-chloralose, קטמין ו xylazine), המאפשר החיה כדי micturate, עדיין להפחית באופן משמעותי את יכולת תפקוד שלפוחית ​​השתן ו לדכא את הנוירוטרנסמינציה. 6 , 7 , 8 , 9 למרות טכנית יותר מאתגר, FC ביצע awAke ambulating בעלי חיים משמר את שלמות פונקציונלית של רפלקס micurition. תפקוד מערכת השתן התחתונה מושפע מגורמים רבים, כולל נפיחות שלפוחית ​​השתן לאחר הניתוח, מתח בשל כאב ואי נוחות, והשפעות סביבתיות. באמצעות טכניקה כירורגית הממזער נזק לרקמות במהלך השתלת צינור ושיטות הקלטה להפחית את התנועה צינור, ובמקביל לאפשר את החיה אמבולט בחופשיות, חיוניים להשגת הקלטות מדויקות לשחזור. אם ביצע כראוי, in vivo FC בבעלי חיים נעים באופן חופשי יכול לספק נתונים המשפיעים באופן אמין על תפקוד שלפוחית ​​השתן. 10 FC בבעלי חיים נעים באופן חופשי יכול לספק נתונים על הפרמטרים הבאים; לחץ בזאלי או בסיסי: לחץ מינימלי בין שתי תמונות. לחץ בין שתי צורות. לחץ סף: לחץ intravesical immלפני ההמנון. לחץ מקסימלי: לחץ מרבי בשלפוחית ​​השתן במהלך מחזור micurition. פעילות ספונטנית (או לחץ בין תנודות מתמשך): לחץ intermicturition מינוס לחץ בסיסי. התכווצויות שאינן מבוטלות: עלייה בלחץ תוך-תוךתי במהלך שלב המילוי, שאינה קשורה לשחרור הנוזל. שלפוחית ​​השתן: יכולת שלפוחית ​​השתן מחולקת בלחץ הסף מינוס לחץ בסיסי. תדר Micturition: מספר התצלומים ליחידת זמן. מרווח intermicturition: תקופה בין שני לחצים הרקה מקסימלית. יכולת שלפוחית ​​השתן: נפח חד פעמי מחולק במספר התצלומים. תיאור מפורט של פרמטרים אלה וטרמינולוגיה מתוקננת פורסם בעבר. 11 FC יכול להתבצע באמצעות שיטת עירוי מתמשך או יחיד עירוי intravesical. רציפות cystometry מאפשר הקלטה של ​​מחזורי micurition מרובים ובחירת נתונים נציג מבוססעל שחזור. הדיוק שלה במדידת יכולת שלפוחית ​​השתן מוגבל בשל נפח שיורית לא ידוע. בנוסף, זה מאתגר לאסוף כרכים קטנים מבטל (אשר מבוסס על זן ומין להשתנות בין 30 ו 184 μL) בעכברים ambulating בחופשיות. שימוש בשיטה זו כדי להקליט נפח נמנע הוא פחות מדויק לעומת הכנה הרדים, אבל זה עדיף בכך שהוא ימנע את ההשפעות המדכאות של הרדמה על תפקוד שלפוחית ​​השתן. סיסטומטריה מחזור יחיד צריך לשמש כדי להעריך את יכולת השלפוחית. בשיטה זו, שלפוחית ​​השתן מתרוקן על ידי שאיפה לפני אינפוזיה ויכולת מחושב כפונקציה של קצב עירוי כפול הזמן ללחץ מקסימלי. למרות הטכניקה של ביצוע cystometry במכרסמים קטנים פורסמה, הוא תיאר את הניתוח שבוצעה חולדה והמליץ ​​cystometry העכבר צריך להתבצע תחת הרדמה urethane. 10 מטרתה של תקשורת זו היא לאO לתאר את שתי הטכניקות microsurgical המשמש להשתיל צינור intravesical לתוך הכיפה של שלפוחית ​​השתן ואת הגדרת הניסוי המשמש להקליט תפקוד מערכת השתן התחתונה, in vivo , במהלך מילוי שלפוחית ​​השתן רצוף ומילוט בעכבר נע בחופשיות ערים. בנוסף, בוצעו ניסויים כדי לענות על אורך הצינור, הקוטר והחומר, כמו גם המתודולוגיה לביצוע ב- vivo FC, משפיעים על ההקלטה. פרוטוקול ניסיוני זה מסכם את הטכניקות שפורסמו בעבר ומציע מספר שינויים המבוססים על תוצאות הניסוי.

<table><tbody><tr><td>פוליאתילן (PE) 10 צינורות</td><td>Instech</td><td>BTPE-10</td><td>מתאים למחברים/תקעים 30G</td></tr><tr><td>פוליאתילן (PE) 50 צינורות</td><td>Instech</td><td>BTPE-50</td><td>מתאים למחברים/תקעים 22G</td></tr><tr><td>22 G מסתובב נירוסטה חד ערוץ</td><td>Instech</td><td>375/22</td><td></td></tr><tr><td>קפיץ הארכת שירות מפלדת פחמן גבוהה (9/64 אינץ' OD)</td><td>Grainger</td><td>1NAH1</td><td>מגן על צינורות PE50 - חתוך לאורך</td></tr><tr><td>מחבר 22 G</td><td>Instech</td><td>SP22/12</td><td></td></tr><tr><td>Yutaoz Professional Hot Melt דבק דבק אקדח</td><td>Yutaoz</td><td></td><td>השתמש בהגדרת טמפרטורה נמוכה (100 & deg; ג) - כל אקדח דבק נמס חם עם טווח טמפרטורות מתכוונן יעבוד</td></tr><tr><td>Surebonder DT-2010 מקל דבק לכל מטרה</td><td>Surebonder</td><td></td><td>כל דבק חם לכל מטרה יעבוד</td></tr><tr><td>Dumont #5 מיקרו-מלקחיים מעוקלים</td><td>מכשירי דיוק עולמיים</td><td>500232</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 מיקרו-מלקחיים מעוקלים</td><td>מכשירי דיוק עולמיים</td><td>14188</td><td></td></tr><tr><td>מספריים מיני חיתוך - ישר</td><td>World Precision Instruments</td><td>503240</td><td></td></tr><tr><td>מיקרו מלקחיים נגד יתושים (12.5 ס"מ)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500451</td><td></td></tr><tr><td>מספריים לניתוח- ישר</td><td>World Precision Instruments</td><td>14393</td><td></td></tr><tr><td>מחזיק מחט Castroviejo</td> World <td>Precision Instruments</td><td>503258</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane, USP</td><td>Phoenix</td><td></td><td>2%, קצב זרימה של 1 ליטר לדקה</td></tr><tr><td>בופרנורפין</td><td></td><td></td><td>0.05 מ"ג/ק"ג</td></tr><tr><td>0.9% השקיית נתרן כלורי, USP</td><td>בקסטר</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 מונופילמנט שחור אתילון, תפר שאינו נספג</td><td>עניבת שלפוחית השתן</td><td>אתיקון</td><td></td></tr><tr><td>6-0 סגול ויקריל קלוע, תפר נספג</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Muscle, ריצה</td></tr><tr><td>6-0 מונופילמנט כחול פרולן, תפר לא נספג</td><td>Ethicon</td><td></td><td>תפר עור, מזרן אנכי, קבור מופרע</td></tr><tr><td>KD Legato 210 משאבת עירוי/נסיגה</td><td>KD Scientific</td><td></td><td>1.5 מ"ל/שעה</td></tr><tr><td>מתמר לחץ חד פעמי</td><td>Digitimer</td><td>NL108T2</td><td></td></tr><tr><td>מגבר לחץ</td><td>Digitimer</td><td>NL108A</td><td></td></tr><tr><td>Power1401-3 ממשק רכישת נתונים</td><td>Digitimer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spike2&nbsp;</td><td>קיימברידג' עיצוב אלקטרוני מוגבל</td><td></td><td>תוכנת הקלטת לחץ למחשב</td></tr><tr><td>Leica MZ6 מיקרוסקופ ניתוח כירורגי (3.2 - 20X)</td><td>הגדלה</td> <td>של Leica Microsystems</td><td></td></tr></tbody></table>

הערכת הנוהל לביצוע cystometry ער במודל עכבר

Evaluating the Procedure for Performing Awake Cystometry in a Mouse Model

ערעור מילוי cystometry שימש במשך זמן רב כדי להעריך את תפקוד שלפוחית ​​השתן בעכברים נעים באופן חופשי, עם זאת, השיטות הספציפיות בשימוש, להשתנות בין מעבדות. מטרת מחקר זה הייתה לתאר את הפרוצדורה המיקרו-כירורגית המשמשת להשתלת צינור תוך-עיני ואת הטכניקה הניסויית להקלטת לחץ שלפוחית ​​השתן בשתן ער, נע בחופשיות. בנוסף, נתונים ניסיוניים מוצג כדי להראות כיצד ניתוח, כמו גם סוג צינור וגודל, להשפיע על תפקוד מערכת השתן התחתונה ורגישות ההקלטה. ההשפעה של קוטר צינור על הקלטת הלחץ הוערכה צינורות פוליאתילן ו פוליאוריטן עם קוטר פנימי שונים. לאחר מכן, הצינור הטוב ביותר הביצועים משני החומרים היה מושתל כירורגי לתוך הכיפה של שלפוחית ​​השתן של C57BL זכר / 6 עכברים. שתים-עשרה שעות, תדר ההלבשה בן לילה נרשמה אצל בעלי חיים בריאים, שלמים ובעלי חיים, 2, 3, 5 ו- 7 ימים לאחר הניתוח. בשעה הקציר, שלפוחית ​​השתן wהחוקרים העריכו סימני נפיחות באמצעות תצפית גסה ועובדו לאחר מכן לניתוח פתולוגי. ההיקף הגדול ביותר של נפיחות בשלפוחית ​​השתן נצפתה ביום 2 ו -3, אשר מתואמים עם נתוני הימנעות התנהגותית, המראים תפקוד שלפוחית ​​השתן פגום. ביום 5, היסטולוגיה של שלפוחית ​​השתן ואת תדירות הידרדרות מנורמל. בהתבסס על הספרות והראיות שסופקו על ידי המחקרים שלנו, אנו מציעים את הצעדים הבאים עבור הקלטה vivo של הלחץ intravesical נפח נפח בוטל בערה ער: 1) לבצע את הניתוח באמצעות מיקרוסקופ הפעלה וכלים microsurgical, 2) השתמש פוליאתילן -10 צינורות כדי למזער את התנועה חפצים, 3) ביצוע cystometry ביום שלאחר הניתוח 5, כאשר נפיחות בשלפוחית ​​השתן.

לא היה הבדל משמעותי בין חומרי הצינור וקטרים ​​בעקביות של עליית לחץ ונופל בתוך המערכת במהלך חסימת הצינור. שלפוחית ​​השתן קיר נפיחות שלאחר השתלת צינור intravesical היה משמעותי הן פוליאתילן (PE) ו פוליאוריטן (PU) חומרים. ביום 2, התפתחה התנפחות חמורה. הוא הכיל חצי חתך של שלפוחית ​​השתן, והוביל לחסימת הלומן. ביום 5, הבצקת נפתרה לחלוטין, משאיר את האזורים subucosal שחדר עם תאים דלקתיים אשר פלשו חלקית את השרירים. ביום 7, חדירת דלקת הופחת באופן משמעותי את ה...

מחקר זה מתאר את ההליכים כירורגית וטכניקות ניסיוני לביצוע cystometry ער בעכבר נע בחופשיות. בנוסף, הוא מספק ראיות ניסוייות לתמוך אופטימיזציה וסטנדרטיזציה.

הערכת הנוהל לביצוע Cystometry ער במודל עכבר

Awake filling cystometry has been used for a long time to evaluate bladder function in freely moving mice, however, the specific methods used, vary among ...

המטרה הכללית של הליך מיקרו-כירורגי זה היא להשתיל צינור תוך-שלפוחיות בתוך שלפוחית השתן ולהקליט את תפקוד דרכי השתן התחתונות בעכבר ער. שיטה זו יכולה לסייע בהשגת נתונים ניסיוניים הניתנים לשחזור מציסטומטריה בעכברים ערים ובבדיקת תפקוד השלפוחית במודלים של עכברים בריאים וחולים. המטרה העיקרית של טכניקה זו היא לספק שיטה סטנדרטית המבוססת על נתונים ניסיוניים לביצוע ציסטומטריה של מילוי במודל עכבר.כדי להכין את הצינור להשתלה, חתכו תחילה חתיכה של שבעה סנטימטרים של צינור pe10, והקיפו לאט קצה אחד לעבר להבה גלויה כדי ליצור הרחבה (flare), תוך נסיגה מהירה של הצינור ברגע שההרחבה נוצרה. לאחר מכן, השתמשו בהגדרת חום נמוכה של אקדח דבק כדי למרוח שלוש טיפות של דבק חם רב-תכליתי במרחקים של 4.5, 5 ו-5.5 סנטימטרים מהקצה המורחב של הצינור. השתמשו במספריים כדי לקצץ בליטות לא סדירות מבועות הדבק.מרחו דבק חם על קצה אחד של מחט בכילייב (gauge) 30, שתשמש לסתימת צינורית ה-pe10 לאחר השתלתה. לאחר מכן, ודאו היעדר תגובה לצביטה בבהוות ומרחו משחה על עיני בעל החיים. לאחר חיטוי הגב העליון והבטן התחתונה באמצעות אלכוהול ובטדין, בצעו חתך של 1.5 סנטימטר בין השכמות, והניחו את בעל החיים במצב שכיבה על הגב (supine) על גבי פד חימום של 37 degree celsius המכוסה בסדינים סטריליים, תחת מיקרוסקופ דיסקציה.כעת בצעו חתך עורי של 1.5 סנטימטר במרכז הבטן התחתונה. לאחר מכן, בצעו חתך תואם דרך הפסציה לאורך ה-linea alba והשריר כדי לחשוף את כיפת השלפוחית השתןית ואת מחציתה העליונה. תוך שמירה על לחות איברי הבטן באמצעות תמיסת סליין פיזיולוגית חמה, סובבו את בעל החיים על צדו כדי לגשת לחתך בעורף.החדירו המוסטט צר באופן תת-עורי דרך החתך כדי ליצור תעלה תת-עורית בגב, והמשיכו לאורך צדו של בעל החיים. ברגע שקצה המכשיר מגיע לחלק התחתון של כלוב הצלעות, הפנו את הקצה לכיוון קו האמצע בחלקו הפנימי של הבטן והמשיכו להחדיר את ההמוסטט עד שקצהו ייחשף בחתך הבטני מתחת לשכבת השריר. ברגע שקצה ההמוסטט נמצא בתוך החתך, צבטו את העור מעל הכתף והפעילו מתיחה כדי לסייע בייצוב בעל החיים עד שקצה המכשיר ייראה בחתך הבטני.כעת השתמשו במלקחיים (hemostat) כדי לתפוס את הקצה שאינו מורחב של הפחית והסיטו את המלקחיים באיטיות, תוך משיכת קצה הפחית החוצה מהחתך בחלק האחורי של הצוואר, וכיוונו את הקצה המורחב של הפחית כך שישב ישירות מעל כיפת השלפוחית. ייצבו את השלפוחית באמצעות גליל קטן של נייר סופג נטול סיבים. הניחו תפר מונופילמנט 6-O שאינו נספג, קשור באופן רפוי, על גבי כיפת השלפוחית.בעזרת היד הלא-דומיננטית ופינצטת מיקרו מעוקלת Dumont מספר שבע, אחזו בכיפת השלפוחית והשתמשו במחט 21 gauge ביד הדומיננטית כדי לבצע ציסטוטומיה (cystotomy) בשיא הכיפה. גששו בעדינות את פתח הציסטוטומיה עם פינצטת מיקרו מעוקלת מספר חמש סגורה כדי לוודא שהקתטר יכול לעבור בקלות דרך החור, והכניסו את הקצה המורחב של קתטר pe10 אל השלפוחית, תוך דחיפת ההרחבה מטה לעבר צוואר השלפוחית כדי שלא תחליק החוצה בזמן הקיבוע. כאשר קשרי המונופילמנט ממוקם קדמית לצינורית, הדקו את התפר 6-O סביב כיפת השלפוחית והצינורית בגובה המקסימלי האפשרי על השלפוחית, כדי למנוע הפחתה מלאכותית של קיבול השלפוחית.לחלופין, ניתן לבצע תפר מסוג purse-string באופן רפוי על כיפת השלפוחית, לבצע ציסטוטומיה (cystotomy) כפי שהודגם זה עתה, ולהחדיר את הקצה המורחב של הקטטר אל חור הניקור. לאחר מכן, קשרו את התפר סביב הכיפה והצינור כפי שהודגם עבור התפר השטוח. בכל מקרה, הקפידו לאבטח את הצינור מבלי לגרום לפגיעה נרחבת בדופן השלפוחית.אם תילקח כמות גדולה מדי של רקמה, קיבולת השלפוחית תקטן. אם תילקח כמות קטנה מדי, החיבור ידליף. כדי לבחון את האיטום ואת מיקום הצינור בשלפוחית, חברו מזרק אינסולין של 0.5 milliliter המצויד במחט gauge 30 לקצה הדיסטלי של הצינור, ומלאו באיטיות את השלפוחית ב-0.1 עד 0.2 milliliters של 0.9% sodium chloride עד להופעת טיפה בפתח השופכה.אם האיטום אינו שלם, יש להשחיל את קצות התפרים מסביב לשלפוחית ולקשור אותם שוב. לאחר מכן, יש לרוקן את השלפוחית באמצעות שאיבה. אם לא נצפו דליפות בכיפת השלפוחית, יש לתמוך בשלפוחית באמצעות זוג מיקרו-פינצטות מעוקלות ולמשוך בעדינות את הצינורית עד שההתרחבות (flare) נשענת על הדופן הפנימית של כיפת השלפוחית.בדקו שוב את האיטום באמצעות השיטה שתוארה קודם לכן. גזרו את קצוות התפר, הסירו את גליל הרקמה והחזירו את השלפוחית למקומה הרגיל. לאחר מכן, השתמשו בתפר רציף 6-O כדי לסגור את דופן הבטן בשתי שכבות.סובבו בעדינות את בעל החיים על בטנו. הכניסו את החלק התת-עורי של העוגן המתכתי לתוך החתך הבין-שכמתי (intrascopular), והשתמשו בחוט מונופילמנט 6-O כדי לקבע את הצינור ואת העוגן באמצעות תפר מזרן אנכי (vertical mattress suture). ודאו שבועת דבק נשארת מעל ומתחת לעור כדי למנוע את תלישתו של הצינור, וחתכו את הצינור כ-2 cm מעל העור.לאחר מכן, הכנס בעדינות פקק בדרגת 30 gauge לקצה הפרוטובולה כדי למנוע דליפת שתן. לפני ביצוע הקריאה, השתמש בצינור pe50 כדי לחבר את משאבת ההזרקה, את המתמר של הלחץ ואת המצמד המסתובב (swivel) בדרגת 22 gauge. לאחר מכן, הנח את חיית הניסוי המורדמת במצב שכיבה על הבטן והסר את הפקק בדרגת 30 gauge.חברו את רצועת הקישור לעיגון, החליקו את קטטר השלפוחית אל קצה ה-pe50, והשתמשו בדבק חם ליצירת איטום אטום למים. הניחו את העכבר על רצפת התיל והתחילו בהקלטה.לאחר שהבעל חיים מתעורר מההרדמה ולחץ השלפוחית מתייצב, התחל בעירוי של 0.9% sodium chloride בקצב של 0.6 milliliters לשעה. בדרך כלל, ביום השני לאחר הכנסת הקטטר, מתפתח נפיחות תת-רירית חמורה התופסת מחצית מחתך השלפוחית, דבר המוביל לחסימה של הלומן. ביום החמישי הבצקת נספגת לחלוטין ומותירה את האזורים התת-ריריים עם חדירה של תאי דלקת שפלשו חלקית לשריר (muscularis).המידה המרבית של נפיחות הרקמה שנצפתה ביום השני וביום השלישי תואמת להפסקת ההשתנה התנהגותית המקבילה, כאשר בעלי החיים הפגינו תפקוד שלפוחית פגוע באופן משמעותי בנקודות זמן אלו. כפי שנצפה מהנתונים ההיסטולוגיים, תדירות ההשתנה חוזרת למצב נורמלי עד היום החמישי לאחר הניתוח. לחץ תוך-שלפוחיתי בבעל חיים ער הנע בחופשיות עם מינימום של ארטיפקטים של תנועה מאופיין בלחץ בסיס של 10 עד 15 centimeters of water, אשר עשוי להישאר ללא שינוי או לעלות בהדרגה בלבד עד ל-10 centimeters of water במהלך מחזור המילוי.לאחר מכן, ביצוע העלאה והורדה פתאומית של הלחץ בסגנון פולס במהלך הריקון. ברגע שהטכניקה נלמדת, ניתן להשלים אותה בתוך 30 דקות אם היא מבוצעת כראוי. בעת ניסיון ביצוע פרוצדורה זו, חשוב לזכור למזער את הנזק לשלפוחית השתן כדי לשמר את הפיזיולוגיה של הרקמה.בעקבות הליך זה, ניתן לבצע שיטות אחרות, כגון ציסטומטריה של מילוי במחזור בודד, כדי לענות על שאלות נוספות בנוגע לנפח התפקודי של שלפוחית השתן. לאחר צפייה בסרטון זה, תרכשו הבנה טובה לגבי האופן שבו ניתן להשתיל צינור בשלפוחית השתן באמצעות מיקרו-כירורגיה, וכיצד להשתמש בציסטומטריה של מילוי במצב ערות להערכת תפקודי השתן התחתונים בעכברים.

evaluating-procedure-for-performing-awake-cystometry-mouse

Research

JoVE Journal

Medicine

רפואה

Cystometry היא טכניקה יעילה למדידת תפקוד שלפוחית ​​שתן של בעלי חיים...

השימוש בCystometry במכרסמים קטנים: חקר Chemosensation שלפוחית ​​השתן

שלבי ניתוח של הגדלת שלפוחית ​​השתן מתוארים באמצעות 3-D פיגומים במודלים Murine וחולדה. כדי לבדוק את היעילות של תצורות ביולוגי לשימוש הגדלת שלפוחית ​​השתן, טכניקות cystometry הן ער הרדים מוצגים.

הערכת Biomaterials עבור הגדלת שלפוחית ​​השתן באמצעות ניתוח Cystometric על מודלים מכרסם שונים

בסרטון זה, אנו מתארים הליך מבוסס קטטר לריקון ושטיפה של שלפוחית השתן של מודל עכבר. לאחר מכן ניתן להשתמש בעכבר המוכן להליכים ניסיוניים נוספים.

דלדול שתן ושטיפת שלפוחית השתן בעכבר מודל: הליך מבוסס קטטר לריקון ושטיפת שלפוחית השתן

סרטון זה מדגים טכניקה להערכת הפעילות האנטי-סרטנית של חלבון מפעיל נויטרופילים הליקובקטר פילורי, או HP-NAP, במודל סרטן שלפוחית השתן של עכבר. HP-NAP מקיים אינטראקציה עם נויטרופילים של תאי גידול כדי לייצר ציטוקינים מעודדי דלקת, וגורם להתמיינות של תאי T נאיביים לפנוטיפים של תאי T מסוג 1 (Th1) וציטוטוקסיים מסוג 1 (Tc1). תאי Th1 ו-Tc1 מפרישים אינטרפרון-גמא, מעכבים אנגיוגנזה של הגידול ומקדמים הרס גידול בתיווך תאי T ציטוטוקסיים, תוך הפחתת נפח הגידול.

הערכת היעילות האנטי-סרטנית של חלבון אימונומודולטורי חיידקי במודל מורין

כ 3-8,000,000 אנשים בארצות הברית סובלים מתסמונת כאב ביניים דלקת שלפוחית ​​השתן / שלפוחית ​​השתן (IC / BPS), מצב של חולשה מתאפיינת בחלקו על ידי כאבים באגן. על מנת ללמוד תרומות מערכת עצבים למצב, מודל פיסיולוגי של כאב שלפוחית ​​שתן נמצא בשימוש בעכברים וחולדות.

תגובות שתן בשלפוחית ​​השתן ההתנפחות העוררת Visceromotor כמודל לשלפוחית ​​שתן כאב בעכברים

היכולת למדל דלקות בדרכי השתן (UTI) היא חיונית על מנת להיות מסוגל להבין פתוגנזה חיידקית ולהוליד פיתוח של טיפולים חדשים. מטרת עבודה זו היא להדגים מודלים עכבריים של UTI ניסיוני ודלקת בדרכי השתן הקשורה לצנתר המסכמים ומנבאים ממצאים שנראו בבני אדם.

ההקמה ואפיון של UTI וCAUTI במודל עכבר

פרוטוקול זה מתאר את הדור של גידולים בשלפוחית ​​השתן בעכברים orthotopic אצל נקבות עכברים C57BL / 6J ועל ניטור של הגידול.

מודל גידול Murine Orthotopic שלפוחית ​​השתן סרטן מערכת איתור

פרוטוקול זה מתאר לראשונה את הליך כירורגי של השתלה קבועה של צנתור שלפוחית השתן בשילוב עם אלקטרודות חיצוניות סוגר השופכה, ואת השני, את המדידה של הפונקציה של שלפוחית השתן או השופכה חיצוני טבעתי בבעלי ער מושתל.

מדידות סוגר השופכה Cystometric או חיצוני בחולדות ער עם קטטר מושתל ואלקטרודות ומאפשר למדידות חוזרות

פרוטוקול זה מתאר את ההליך למדידת ריכוזי ATP בלומן של שלפוחית השתן במכרסם מורדם.

ב Vivo מדידה לומינלית של שחרור ATP אורותלי מעורר התנפחות במכרסמים

פרוטוקול זה מספק מדריך לאיטום העור עם ציאנואקרילט למניעת ספיגת שתן על ידי פרווה ועור. הוא כולל הוראות למריחת הדבק על העור, השתלת קטטר שלפוחית השתן ואלקטרודות לציסטומטריה ורישום אלקטרומיוגרפיה של סוגר שופכה חיצוני בעכברים ערים.

אופטימיזציה של טכניקות אורודינמיות בעכבר לשיפור הדיוק 

למדו שיטת ציסטומטריה ערה בעכברים באמצעות השתלת צינור תוך-שלפוחיתי. טכניקת מיקרוכירורגיה זו מאפשרת מדידה מדויקת של תפקוד מערכת השתן התחתונה במודלים בריאים וחולים.

הערכת הנוהל לביצוע Cystometry ער במודל עכבר

גלה סרטונים נוספים