Name: הקרנת כותנה גנוטיפים לעמידות בפני ההתנגדות של רנפורם (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-05-02T12:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 28 s
Description: חקור שיטה מהירה ולא הרסנית לסינון גנוטיפים של כותנה לעמידות בפני נמטודת הכליה באמצעות Gossypium hirsutum. השיטה מאפשרת הערכה יעילה של אוכלוסיות רבות ושיקום צמחים לפיטום נוסף.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

מחקר זה מומן על ידי מחלקת החקלאות של ארצות הברית, שירות המחקר החקלאי. ציון שמות המסחר והמוצרים המסחריים במאמר זה נועדו אך ורק לצורך מתן מידע ספציפי ואינם משתמע המלצות או הצהרות על ידי משרד החקלאות של ארצות הברית. משרד החקלאות הוא ספק הזדמנויות שווה ומעסיק. למחברים אין ניגוד אינטרסים להכריז. הסיוע הטכני סופק על ידי קריסטי ג'ורדן.

1. שמירה על מקור R. רנפורזה רשת
<ol><li>מילוי סירי חימר טרה כקוטה (15 ס"מ בקוטר, 13.5 ס מ בגובה) עם תערובת מפוסטר קיטור של 1-חלק חולית רקבובית ו 2 חלקים חול. הצמח עגבנייה חשופה (Solanum lycopersicon) מגוון בכל סיר ומניחים את הסירים בתוך החממה. הערה: סוגים אחרים של צמחים רגישים כגון כותנה ניתן להשתמש במקום עגבניה.</li>
	<li>איחסן את צמחי העגבניות בעזרת תוספתן נמטודות (ראה שלב 3.3). שמרו על הצמחים בחממה בטמפרטורה של כ -28 ° c.</li>
</ol>2. נטיעת גנוטיפים כותנה עבור R. רנפורזה הערכת התנגדות
<ol><li>הכינו קרקע על-ידי שילוב של 2 חלקים חול משובח עם 1-חלק חולית רקבובית שנאסף מהשדה.</li>
	<li>קיטור מפוסטר את תערובת הקרקע כדי להבטיח כי הקרקע היא חופשית של נמטודות ו הקרקע הנישאים פתוגנים צמחים.</li>
	<li>מוסיפים את תערובת האדמה לסירים מפלסטיק חרוטי (4 ס מ קוטר, 21 ס"מ גובה). לפני מילוי הסירים, מניחים כדור כותנה בתחתית הסיר כדי למנוע אובדן אדמה. ממלאים באופן חלקי את הסירים באדמה כ 2 ס מ מלמעלה.</li>
	<li>הכינו יתד פלסטיק עבור כל סיר כדי לייעד את גנוטיפ להיות נטוע.</li>
	<li>זרעי צמחי הכותנה שנבחרו להערכה.<ol>
<li>הצמח זרע אחד בכל סיר להערכת אוכלוסיות פנקסי, שבו כל זרע מייצג גנוטיפ ייחודי.</li>
		<li>עבור זנים של כותנה או האביזרים germplasm, צמח 2 כדי 3 זרעים בסיר אחד כדי להבטיח נביטה של צמח לפחות אחד עם שתילים אחרים הוסרו מן הסירים לפני נמטודות החיסון. הערה: לחילופין, זרעים יכולים להיות מונבטים עבור 24 כדי 72 h לפני שתילת כדי למזער את מספר הסירים עם זרעים לא קיימא.</li>
	</ol>
</li>
	<li>זרעי הצמח של גנוסוגים שנבחרו עמידים ורגישים. הערה: גנוטיפים של שליטה משוכפלים 5 כדי 10 פעמים כדי להעריך וריאציות טבעיות הטבועה למתודולוגיה ההקרנה.</li>
	<li>מילוי סירים עם אדמה נוספת כדי לכסות את הזרע בכל סיר.</li>
	<li>הניחו את הסירים בחדר הגידול. שמרו על טמפרטורה קבועה של 28 ° c, טמפרטורת אוויר סביבתית, לחדר הגידול. לספק תאורה מלאכותית עם תערובת של פלורסנט מנורות ליבון עם 16 h photoperiod.</li>
	<li>הניחו את המים בכל סיר, והמים את הסירים פעמיים ביום באמצעות מערכת השקיה אוטומטית. להתאים את מערכת השקיה כדי לספק מים נוספים כמו הצמח גדל.</li>
</ol>3. מפעלי כותנה והכנת דגימות שורש
<ol><li>תמצית תוספתן reniform נמטודות מתוחזק על צמחי עגבניות רגישים (ראה שלב 1) באמצעות משחררות19 ו ציפה צנטריפוגליים20 מתודולוגיות יום לפני החיסון. אחסן את הנמטודות המחולצים ב-4 ° c. הערה: הוצאת משפך ברמן21 היא שיטה חלופית להפקת נמטודות.</li>
	<li>לקבוע את מספר נמטודות שחולצו על ידי ספירת מספר של נמטודות במדגם 100 μl משנה ולהכין השעיה של 1,000 נמטודות/mL במים ברז עבור החיסונים.</li>
	<li>לחישוב שתילי כותנה 7 d לאחר שתילת עם ההשעיה נמטודות. ליצור דיכאון קטן באדמה ליד הצמח, ו פיפטה 1 מ ל של הבולם נמטודות של reniform לתוך הדיכאון.</li>
	<li>הסרת צמחים מסירים 28 d לאחר חיסון להערכת נמטודות. הערה: בשלב זה, צמחים הם כ 15 ס"מ גבוה עם 4 עד 6 עלים מורחב לחלוטין.<ol>
<li>הסר את רוב העלים מורחבת במלואו מן הצמחים באמצעות מספריים לפני הסרת הצמחים מן הסירים.</li>
		<li>כדי להסיר את הצמחים מן הסירים, לסחוט את הסיר ולהחליק את האדמה לתוך היד.</li>
		<li>בעדינות להסיר את הקרקע מן השורשים על ידי שורש מערכת השורש במי ברז במיכל 10 L. שטפו בקצרה את מערכת השורש במיכל של מי ברז נקיים.</li>
		<li>הסר את מערכת השורש מהמפעל כ 1 ס מ מתחת לקו הקרקע באמצעות מספריים.</li>
	</ol>
</li>
	<li>מניחים את מערכת השורש לתוך פלסטיק 120 mL, לא סטרילי, מכולה דגימה חד פעמית יחד עם יתד פלסטיק מן הסיר המשמש לזיהוי. הערה: דגימות מרובות מעובדות לפני שממשיכים לשלב 3.7. המשך לשלב 4 עבור התפשטות וגטטיבי של המפעל לירות.</li>
	<li>להכין 12.5% (v/v) פתרון של מזון אדום צבע17 ב ברז מים כדי כתם נמטודות המצורפת למערכת השורש.</li>
	<li>הוסף כ 30 מ ל של הפתרון האדום מזון צביעה למדגם השורש במיכל הדגימה כדי לכסות לחלוטין את מערכת השורש.</li>
	<li>מניחים את המיכל דגימה במיקרוגל ומחממים את דגימת השורש עד שהפתרון הכתים מתחיל לרתוח. הסירו את הדגימה מהתנור והניחו למדגם להתקרר בטמפרטורת החדר.</li>
	<li>Decant מזון אדום הפתרון צביעה ממדגם השורש ולהוסיף כ 100 mL של מי ברז למיכל הדגימה כדי להסיר את הכתם העודף. הניחו את המכסה על המיכל ואחסנו את המדגם במקרר ב-4 ° c. המשך לשלב 5 להערכת זיהום השורש. הערה: ניתן להשהות את הפרוטוקול כאן לפני שתמשיך לשלב 5.</li>
</ol>4. הפצת וגטטיבי לשחזור צמחים לייצור זרעים
<ol><li>מניחים כדור של כותנה בחלק התחתון של סיר פלסטיק חרוט (ראה שלב 2.3) ולמלא באופן חלקי את הסיר עם מדיה השתילה כבול איזוב. אז, המקום לירות וגטטיבי בסיר בחוזקה להוסיף מדיה השתילה כדי למלא את הסיר. מניחים יתד פלסטיק חדש בתווית בכל סיר כדי לייעד את גנוטיפ כותנה.</li>
	<li>מקום מגש של סירים במיכל פלסטיק (73.6 ס"מ אורך x 45.7 ס"מ רוחב x 15.2 ס"מ גובה) עם מים ולזמן קצר את הצמחים כדי להרטיב את המדיה השתילה. מניחים את הסירים בחדר הגידול עם טמפרטורה קבועה של 28 ° c באמצעות מדחס 16 h photoperiod. הוסיפו מים נוספים למיכל הפלסטיק בהתאם לצורך לשמירה על לחות הקרקע.</li>
	<li>להשתיל את הצמחים לסירים גדולים יותר לייצור זרעים לאחר כ 30 ד. מילוי חלקי 6 L סיר פלסטיק עם השתילה מדיה (ראה שלב 4.1), להסיר את הצמח מן הסיר הקטן, מקום הצמח לתוך 6 L סיר, ובחוזקה להוסיף מדיה השתילה כדי למלא את הסיר.</li>
	<li>מניחים את הצמחים בתוך החממה ולהוסיף מים כדי להרטיב את התקשורת השתילה. שמרו על טמפרטורת החממה בטמפרטורה של כ -28 ° צ' (אין צורך בתאורה מלאכותית).<ol>
<li>צמחי מים בעבודת יד לפי הצורך בערך 30 ד.</li>
		<li>כאשר כ 75% של הצמחים דורשים השקיה יומית, צמחי מים מדי יום באמצעות מערכת השקיה אוטומטית. להתאים את מערכת השקיה אוטומטית למים לעתים קרובות יותר לפי הצורך בצמיחה צמח.</li>
		<li>להוסיף כ 10 גרם של דשן איטי שחרור לכל סיר לפני תחילת החניכה פרחוני.</li>
	</ol>
</li>
	<li>הקציר צמחים בבגרות ולעבד את הדגימות כותנה זרע כדי להשיג זרעים להערכה נוספת.<ol>
<li>כדי לקצור זרעי כותנה, להסיר את הכותנה מן bolls פתוח על הצמח ביד ולמקם אותו בשקית נייר מתויג. הזרעים מחוברים לסיבי הכותנה שהוסרו בצעדים הבאים.</li>
		<li>הסירו סיבי מוך מדגימות הזרע. בעזרת ג'ין מעבדה של 10 מראות</li>
		<li>הסירו סיבי פלומה מדגימות הזרעים בעזרת חומצה גופרתית מרוכזת. לנטרל דגימות זרעים ב 15% (v/v) פתרון של נתרן פחמתי, לשטוף את הדגימות עם מי ברז, ולייבש דגימות במייבש האוויר כפויה.</li>
		<li>מקם את דגימות הזרעים במעטפות המסומנות בתווית עבור אחסון.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. הערכת R. רנפורזה דלקת בשורש
<ol><li>הסר את דגימת השורש ממיכל הדגימה וספור את מספר הנמטודות הנקביים המצורפים למערכת השורש באמצעות הגדלה stereomicroscope (20X). הערה: רק נמטודות הנשי מסוגלים להדביק שורש הצמח.</li>
	<li>מניחים את מערכת השורש על מגבות נייר כ 10 דקות כדי להסיר לחות עודפת. שוקלים את מערכת השורש כדי לקבוע את משקל השורש הצח.</li>
	<li>הזן את ספירת נמטודות ונתונים משקל טרי שורש לתוך תוכנית גיליון אלקטרוני מחשב ולחשב את מספר הנקבות לכל גרם של השורש.</li>
</ol>

<ol><li>Heald, C. M., Robinson, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survey+of+current+distribution+of+Rotylenchulus+reniformis.+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nematology%22%5BJournal%5D)">Survey of current distribution of Rotylenchulus reniformis. in the United States.</a> Journal of Nematology. 22 (4), 695-699 (1990).</li>
<li>Koenning, S. R., Wrather, J. A., Kirkpatrick, T. L., Walker, N. R., Starr, J. L., Mueller, J. D. <a target="_blank" href="http://www.apsnet.org/publications/plantdisease/2004/February/Pages/88_2_100.aspx">Plant-parasitic nematodes attacking cotton in the United States: old and emerging production challenges.</a> Plant Disease. 88 (2), 100-113 (2004).</li>
<li>Robinson, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reniform+in+U.S.+cotton%3A+when%2C+where%2C+why%2C+and+some+remedies%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Phytopathology%22%5BJournal%5D)">Reniform in U.S. cotton: when, where, why, and some remedies.</a> Annual Review of Phytopathology. 45, 263-288 (2007).</li>
<li>Robinson, A. F., Inserra, R. N., Caswell-Chen, E. P., Vovlas, N., Troccoli, A. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/287486592_Rotylenchulus_species_Identification_distribution_host_ranges_and_crop_plant_resistance">Rotylenchulus species: identification, distribution, host ranges, and crop plant resistance.</a> Nematropica. 27 (2), 127-180 (1997).</li>
<li>Davis, R. F., Koenning, S. R., Kemerait, R. C., Cummings, T. D., Hurley, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rotylenchulus+reniformis+management+in+cotton+with+crop+rotation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nematology%22%5BJournal%5D)">Rotylenchulus reniformis management in cotton with crop rotation.</a> Journal of Nematology. 35 (1), 58-64 (2003).</li>
<li>Starr, J. L., Koenning, S. R., Kirkpatrick, T. L., Robinson, A. F., Roberts, P. A., Nichols, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+future+of+nematode+management+in+cotton%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nematology%22%5BJournal%5D)">The future of nematode management in cotton.</a> Journal of Nematology. 39 (4), 283-294 (2007).</li>
<li>Weaver, D. B., Lawrence, K. S., van Santen, E. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/255648326_Reniform_Nematode_Resistance_in_Upland_Cotton_Germplasm">Reniform nematode resistance in upland cotton germplasm.</a> Crop Science. 47 (1), 19-24 (2007).</li>
<li>Robinson, A. F., Cook, C. G., Percival, A. E. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/250117962_Resistance_to_Rotylenchulus_reniformis_and_Meloidogyne_incognita_Race_3_in_the_Major_Cotton_Cultivars_Planted_Since_1950">Resistance to Rotylenchulus reniformis and Meloidogyne incognita race 3 in the major cotton cultivars planted since 1950.</a> Crop Science. 39 (3), 850-858 (1999).</li>
<li>Carter, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resistance+and+resistant+reaction+of+Gossypium+arboreum+to+the+reniform+nematode%2C+Rotylenchulus+reniformis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nematology%22%5BJournal%5D)">Resistance and resistant reaction of Gossypium arboreum to the reniform nematode, Rotylenchulus reniformis.</a> Journal of Nematology. 13 (3), 368-374 (1981).</li>
<li>Erpelding, J. E., Stetina, S. R. <a target="_blank" href="https://scinapse.io/papers/2101431983">Genetics of reniform nematode resistance in Gossypium arboreum germplasm line PI 529728.</a> World Journal of Agricultural Research. 1 (4), 48-53 (2013).</li>
<li>Robinson, A. F., Bridges, A. C., Percival, A. E. <a target="_blank" href="https://www.cotton.org/journal/2004-08/3/upload/jcs08-191.pdf">New sources of resistance to the reniform (Rotylenchulus reniformis) and root-knot (Meloidogyne incognita) nematode in upland (Gossypium hirsutum L.) and sea island (G. barbadense L.) cotton.</a> Journal of Cotton Science. 8 (3), 191-197 (2004).</li>
<li>Robinson, A. F., Percival, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resistance+to+Meloidogyne+incognita+race+3+and+Rotylenchulus+reniformis+in+wild+accessions+of+Gossypium+hirsutum+and+G.+barbadense+from+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nematology%22%5BJournal%5D)">Resistance to Meloidogyne incognita race 3 and Rotylenchulus reniformis in wild accessions of Gossypium hirsutum and G. barbadense from Mexico.</a> Journal of Nematology. 29 (4), 746-755 (1997).</li>
<li>Stetina, S. R., Young, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparisons+of+female+and+egg+assays+to+identify+Rotylenchulus+reniformis+resistance+in+cotton%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nematology%22%5BJournal%5D)">Comparisons of female and egg assays to identify Rotylenchulus reniformis resistance in cotton.</a> Journal of Nematology. 38 (3), 326-332 (2006).</li>
<li>Usery, S. R. Jr, Lawrence, K. S., Lawrence, G. W., Burmester, C. H. <a target="_blank" href="http://journals.fcla.edu/nematropica/article/view/69719">Evaluation of cotton cultivars for resistance and tolerance to Rotylenchulus reniformis.</a> Nematropica. 35 (2), 121-133 (2005).</li>
<li>Yik, C. -P., Birchfield, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resistant+germplasm+in+Gossypium+species+and+related+plants+to+Rotylenchulus+reniformis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nematology%22%5BJournal%5D)">Resistant germplasm in Gossypium species and related plants to Rotylenchulus reniformis.</a> Journal of Nematology. 16 (2), 146-153 (1984).</li>
<li>Stetina, S. R., Erpelding, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gossypium+arboreum+accessions+resistant+to+Rotylenchulus+reniformis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nematology%22%5BJournal%5D)">Gossypium arboreum accessions resistant to Rotylenchulus reniformis.</a> Journal of Nematology. 48 (4), 223-230 (2016).</li>
<li>Thies, J. A., Merrill, S. B., Corley, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Red+food+coloring+stain%3A+new%2C+safer+procedures+for+staining+nematodes+in+roots+and+egg+masses+on+root+surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nematology%22%5BJournal%5D)">Red food coloring stain: new, safer procedures for staining nematodes in roots and egg masses on root surfaces.</a> Journal of Nematology. 34 (2), 179-181 (2002).</li>
<li>Erpelding, J. E., Stetina, S. R. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1111/pbr.12560">Genetic characterization of reniform nematode resistance for Gossypium arboreum accession PI 417895.</a> Plant Breeding. 137 (1), 81-88 (2018).</li>
<li>Byrd, D. W. Jr, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+semi-automatic+elutriators+for+extracting+nematodes+and+certain+fungi+from+soil%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nematology%22%5BJournal%5D)">Two semi-automatic elutriators for extracting nematodes and certain fungi from soil.</a> Journal of Nematology. 8 (3), 206-212 (1976).</li>
<li>Jenkins, W. R. <a target="_blank" href="https://www.cabdirect.org/cabdirect/abstract/19650801105">A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes from soil.</a> Plant Disease Reporter. 48 (9), 692(1964).</li>
<li>Robinson, A. F., Heald, C. M. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/m/pubmed/19283091/">Carbon dioxide and temperature gradients in Baermann funnel extraction of Rotylenchulus reniformis.</a> Journal of Nematology. 23 (1), 28-38 (1991).</li>
<li>Williams, C., Gilman, D. F., Fontenot, D. S., Birchfield, W. A rapid technique for screening soybeans for reniform nematode resistance. Plant Disease Reporter. 63 (10), 827-829 (1979).</li>
<li>Schmitt, D. P., Shannon, G. <a target="_blank" href="https://dl.sciencesocieties.org/publications/cs/abstracts/32/1/CS0320010275">Differentiating soybean responses to Heterodera glycines races.</a> Crop Science. 32 (1), 275-277 (1992).</li>
</ol>

. למחברים אין מה לגלות

פרוטוקול סינון אפקטיבי נדרש עבור 1) זיהוי של R. reniformis כותנה עמידים הכותנה כדי להעריך את הגנטיקה של התנגדות 2) הרבייה של זנים עמידים. רוב הפרוטוקולים להעריך R. reniformis צפיפות אוכלוסין או שיעורי רבייה על ידי חילוץ תוספתן נמטודות או ביצים מן המערכת שורש כותנה או אדמת השתילה8,11,12,14,15 . גישות אלה לעתים קרובות יותר גוז...

Rotylenchulus רנזה (Linford ו אוליביירה), המכונה גם reniform נמטודות, הוא אחד של מינים נמטודות הגדול פרזיטים נוכח קרקעות של דרום מזרח ארצות הברית1,2,3. נמטודות הוא מחייב, למחצה, בלתי מוחלט לעין האתר המחייב צמח מארח להשלים את מחזור החיים שלה2,4. וורמיטופס טרום למבוגרים נקבה לחדור למערכת השורש המארח כדי להקים אתר האכלה באבן המצבות2,3. החלק האחורי שנשאר מחוץ לשורש המארח יתנפח על ייצור ביצים, ויוצר צורת כליה אופיינית (איור 1). Rotylenchulus reniformis מסוגל להאכיל על מערכת השורש של יותר מ-300 מינים צמח, כולל כותנה4. כותנה (Gossypium ) מעובדת באופן נרחב בדרום-מזרח ארצות הברית, אבל היעדר R. הטיפול בזנים עמידים מונע הנהלה של שתיים,3. אסטרטגיות ניהול כגון טיפול ורוטציה של מינים שאינם מארחים שימשו להפחתת הקרקע R. מדובר בצפיפות אוכלוסין של5,6, אך הפסדים בעלי תשואה כותנה של זרעים יכולים לנוע בין 1 ל -5%2. הסימפטומים של R. reniformis זיהום יכול לכלול המאסטטינג צמח, צמיחה שורש מודחק, ליקויים תזונתיים, הפלה פרי, ו עיכוב בגרות2. עם זאת, הסימפטומים לא ניתן לבירור בשל אחידות של הסימפטומים ברחבי השדה; לכן, גישות להערכת R. יש צורך בזיהום reniformis כדי לזהות ולפתח זנים הכותנה עמידים. הערכה של R. reniformis התנגדות כותנה נחשב קשה7, כי מערכת השורש נגוע עשוי להיראות נורמלי למרות הצמח עשוי להראות סימפטומים של זיהום8.
פרוטוקול סינון נמטודות אפקטיבי נדרש לזיהוי של R. reniformis החסינות עמידים מתוך אוסף כותנה germפלסטיות, ולקביעת הגנטיקה ההתנגדות עבור האביזרים האלה. פרוטוקול כזה יסייע בהעברת גנים ההתנגדות כדי לקשור כותנה. שיטות ביוגרפיות שונות שימשו להערכת R. , הזיהום בכותנה8,9,10,11,12,13,14,15 באופן כללי, נעשה שימוש בשתי גישות עיקריות לזיהוי של R. . בסדר. הגישה הנפוצה ביותר כרוכה בחילוץ ביצים ו/או תוספתן נמטודות מצמחים נגועים או אדמה8,11,12,14,15. המתודולוגיה הכללית עבור גישה זו כוללת נטיעת זרעים עבור גנוטיפים כותנה בודדים בסירים נפרדים, המאפשר לשתילים לפתח במשך 7 עד 14 ימים, התרת שתילים על ידי הוספת תערובת של שלבים תוספתן של R. reniformis על הקרקע, ומאפשר נמטודות להדביק את מערכת השורש עבור 30 עד 60 ימים. הבא, תוספתן נמטודות ו/או ביצים מופקים ממערכת השורש הנגוע של כל צמח או מאדמת השתילה. לאחר מכן נקבע כי מספר הביאודות או הביצים שחולצו ייקבע להעריך את צפיפות האוכלוסייה ואת קצב הרבייה, אשר מושווים לבקרת גנוטיפים כדי לזהות גנוטיפים עמידים.
גישה חלופית, כפי שמתואר כאן, כרוכה בבדיקת מאכל ערכת שורש הכותנה שנדבקה בנמטודות כדי לקבוע את מספר הנמטודות הנקביים הפרזיטיפיים10,16. בדומה גישות אחרות, גנוטיפים כותנה נטועים סירים נפרדים ומחוסן עם תוספתן נמטודות כ 7 ימים לאחר נטיעת. בתוך 30 ימים לאחר החיסון, המערכת מוסרת מצמחים בודדים והקרקע שטפה מן השורשים. לאחר מכן, נמטודות המצורפת למערכת השורש מוכתם עם מזון אדום צביעה17, ושורשים הם בדקו מאכל לקבוע את מספר אתרי זיהום עם גנוטיפים עמידים כותנה (מזוהה בהתבסס על מספר נמטודות לגרם של השורש) בהשוואה לפקד רגיש16. הגישה השנייה הזו יש את היתרון של תפוקה מוגברת על ידי הפחתת מספר הימים הדרושים להערכה והגדלת מספר גנוטיפים בודדים הוערכו בניסוי אחד. הקרנת מתודולוגיות הערכת צפיפות אוכלוסייה או שיעור רבייה הם לעתים קרובות יותר זמן רב יותר מאשר אלה המבוססים על תצפיות חזותיות של סימנים זיהום7. עם זאת, מגבלה אחת של גישה זו היא התנגדות צמח מארח המעכבת את רבייה נמטודות כפי שנקבע על ידי ייצור ביצים אינו מוערך13.
פרוטוקולי סינון עבור R. reniformis התנגדות לעתים קרובות להרוס את מערכת השורש במהלך ההערכה7 וכרוכים לירות וגטטיבי להיות מושלך. כדי להתגבר על מגבלה זו, שיטה של התפשטות וגטטיבי פותחה כדי לאפשר התאוששות של צמחים לייצור זרעים18. לאחר הסרת מערכת השורש עבור הערכת נמטודות, לירות וגטטיבי נטועים בקרקע השתילה כדי לאפשר את מערכת השורש כדי לצמוח מחדש. שיטה זו כוללת יישומים רחבים עבור רוב R. . בסדר. שיטה פשוטה ומהירה של התפשטות וגטטיבי היא בעלת חשיבות קריטית לרבייה R. reniformis וזנים עמידים כותנה, שם ההתאוששות של צאצאי נדרש כדי לקדם גנוטיפים עמידים לדור הבא.
פרוטוקול מוצג עבור הקרנת בקנה מידה גדול של גנוטיפים כותנה עבור התנגדות נמטודות. המטרה היא לפתח שיטת הקרנה פשוטה ומהירה שאינה הרסנית כדי להעריך אוכלוסיות הרבייה כותנה עבור עמידות נמטודות על מנת לסייע ברבייה של מינים עמידים הכותנה. באמצעות פרוטוקול זה, נתונים מתקבלים בדרך כלל בתוך 35 ימים, עם יותר מ 300 גנוטיפים מוערכים בניסוי יחיד. נתונים מוצגים עבור גנוטיפים עמידים ורגישים כדי להמחיש את הווריאציה בדרך כלל הנצפים באמצעות שיטות אלה.

<table><tbody><tr><td>ריי ליץ', קונוס סטיו</td><td>ובניו, בע"מ.</td><td>מגש חרוט SC10U</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Stuewe and Sons Inc.</td><td>RL98</td><td></td></tr> חול <tr><td>כדורי כותנה</td><td></td> שונים תוויות צמחים שונות <td></td><td></td></tr> של <tr><td>פילון 4 אינץ '(4 באורך x 5/8 במערב)</td> <td>Pylon Platics</td><td>L-4-W</td><td>כל מותג או ספק מקובל.</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4 אונקיות מיכלי דגימה</td><td>פישר סיינטיפיק</td><td>16-320-731</td><td>כל מותג או ספק מקובל.</td></tr><tr><td>צבע מאכל אדום</td><td>מקורמיק ושות', בע"מ</td><td></td><td></td></tr><tr><td>טיפים של 1 מ"ל Pipet</td> מיכל <td>10</td> ליטר שונים <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>דליים זולים שונים עובדים היטב.</td></tr><tr><td>6 סירים L</td><td>Nursery Supplies Inc.</td><td>פולי-טיינר-פחית No2A</td><td>כל מותג או ספק מקובל. ניתן להשתמש בעציצים בגדלים שונים</td></tr> מדיה <tr><td>לעציצים</td><td>Sun Gro Horticulture</td><td>Metro-Mix 360</td><td>כל מותג או ספק מקובל.</td></tr><tr><td>דשן</td><td>Everris NA Inc.</td><td>אוסמוקוט פלוס</td><td>כל מותג או ספק מקובל.</td></tr><tr><td>מיכל פלסטיק (אורך 73.6 ס"מ × רוחב 45.7 ס"מ × עומק 15.2 ס"מ)</td><td>Rubbermaid</td><td>3O29&nbsp;</td><td>כל מותג או ספק מקובל.</td></tr></tbody></table>

הקרנת כותנה גנוטיפים לעמידות בפני ההתנגדות של רנפורם

Screening Cotton Genotypes for Reniform Nematode Resistance

מהירה שאינה הרסנית נמטודות (Rotylenchulus reniformis) הפרוטוקול הקרנה נדרשת לפיתוח של כותנה עמידים (Gossypium שעירות) זנים כדי לשפר את ניהול נמטודות. רוב הפרוטוקולים כרוכים מחלץ תוספתן נמטודות או ביצים ממערכת השורש כותנה או אדמה השתילה כדי לקבוע צפיפות האוכלוסייה או שיעור רבייה. גישות אלה בדרך כלל צורכת זמן רב עם מספר קטן של גנוטיפים מוערכים. גישה חלופית מתוארת כאן, שבה מערכת השורש נבדקת ויזואלית עבור זיהום נמטודות. הפרוטוקול כרוך לאחר שתיל כותנה 7 ימים לאחר שתילת עם נמטודות ולקבוע את מספר הנקבות המצורפת למערכת השורש 28 ימים לאחר החיסון. הנתונים מבוטאים כמספר הנקבות לגרם של משקל שורש טרי להסתגל לווריאציה בצמיחת השורש. הפרוטוקול מספק שיטה מצוינת להערכת התנגדות צמח מארח הקשורים ליכולת של נמטודות להקים אתר זיהום; עם זאת, התנגדות המעכבת את הרבייה נמטודות לא מוערך. כמו בפרוטוקולים אחרים ההקרנה, וריאציה היא נצפתה בדרך כלל בזיהום נמטודות בין גנוטיפים בודדים בתוך ובין ניסויים. נתונים מוצגים כדי להמחיש את טווח הווריאציה שנצפתה באמצעות הפרוטוקול. כדי לכוונן את הווריאציה הזאת, גנוטיפים של השליטה נכללים בניסויים. עם זאת, הפרוטוקול מספק שיטה פשוטה ומהירה להערכת התנגדות צמח מארח. הפרוטוקול נעשה שימוש בהצלחה כדי לזהות הצטרפות עמידים מ- G. האוסף של העצים של germפלסטיות ולהעריך אוכלוסיות פנקסי של יותר מ 300 אנשים כדי לקבוע את הגנטיקה של התנגדות. שיטת התפשטות וגטטיבי עבור שחזור צמחים להתרבות ההתנגדות פותחה גם. לאחר הסרת מערכת השורש עבור הערכת נמטודות, וגטטיבי לירות מחדש כדי לאפשר פיתוח של מערכת שורש חדש. יותר מ 95% של נצרי בדרך כלל לפתח מערכת שורש חדשה עם צמחים המגיעים לבגרות.

Rotylenchulus reniformis זיהום של מערכת השורש עבור שני זנים מוצג באיור 1. באופן יחסי פחות נשי reniform מסוגלים להקים אתר האכלה של גנוטיפ כותנה עמידים לעומת גנוטיפ רגישים. הגיוון בצמיחת השורש נפוץ בין היתר, כפי שמודגם באיור 2. וריאציה זו כפי שנמדד על ידי משקל שורש טרי יכול להיות גם נצפתה בין הצמחים של אותו גנוטיפ (שולחן 1). Gossypium העצים מראים לעתים קרובות שיעורי צמיחה נמוכה יותר השורש מאשר של ...

כאן, פרוטוקול מוצג עבור הקרנה מהירה הלא הרסנית של גנוטיפים כותנה עבור התנגדות נמטודות. הפרוטוקול כולל בדיקה חזותית את השורשים של שתילי כותנה נגועים nematode כדי לקבוע תגובה זיהום. לירות וגטטיבי מכל צמח מופץ אז לשחזר צמחים לייצור זרעים.

A rapid non-destructive reniform nematode (Rotylenchulus reniformis) screening protocol is needed for the development of resistant cotton (Gossypium ...

שיטה זו יכולה לעזור בפיתוח של זני כותנה עמידים לנמטודה reniform. באמצעות זיהוי גנוטיפים עמידים ממין כותנה אחר והערכת אוכלוסיות רבייה. היתרון העיקרי של טכניקה זו הוא שהיא מספקת שיטה פשוטה ולא הרסנית להקרנה מחדש של נמטודה.התחל על ידי הצבת כדור כותנה בחלק התחתון של קוטר אחד ארבעה סנטימטר, 21 סיר פלסטיק חרוט גובה מרכזי לכל זרע. וממלאים את הסירים בתערובת אדמה מפוסטרת בקיטור לכ-2 ס"מ מהחלק העליון של הסיר. מניחים יתד פלסטיק לתוך כל סיר מייעד את הגנוטיפ להיות נטועים ולשתול זרע אחד של גנוטיפ כותנה המתאים לתוך כל סיר.ממלאים כל סיר באדמה נוספת כדי לכסות את הזרעים וממקמים את הסירים בתא צמיחה שנקבע לטמפרטורה קבועה של 28 מעלות צלזיוס עם תקופת צילום פלואורסצנטית ויבון של 16 שעות. לאחר מכן מניחים פולטי מים לתוך כל סיר ולהשתמש במערכת השקיה אוטומטית להשקות את הסירים פעמיים ביום. שבעה ימים לאחר השתלה, ליצור דיכאון קטן באדמה ליד כל צמח ולהוסיף מיליליטר אחד של השעיה nematode reniform לכל דיכאון.לאחר החיסון, יש לשלוט היטב במים בסיר על מנת למנוע שטיפת נמטודות באזור השורש. 28 ימים לאחר החיסון, להשתמש במספריים כדי להסיר את רוב העלים המורחבים לחלוטין מן הצמחים לפני לסחוט כל סיר מחליק את האדמה החוצה לתוך יד אחת כדי להסיר את הצמחים. בעדינות להתסיס את מערכת השורש במי ברז במיכל 10 ליטר כדי להסיר את הקרקע מן השורשים, ואחריו שטיפה קצרה במיכל של מי ברז נקיים.השתמש במספריים כדי להסיר את מערכת השורש ניקה מן הצמח כ סנטימטר אחד מתחת לקו הקרקע. מניחים את השורשים לתוך מיכל פלסטיק 120 מיליליטר חד פעמי לא סטרילי. לאחר מכן, לכסות לחלוטין את מערכת השורש עם כ 30 מיליליטר של פתרון צבעי מזון אדום ומניחים את מיכל הדגימה במיקרוגל לחימום של פתרון הכתמים עד שהוא מתחיל לרתיחה.כאשר המדגם התקרר לטמפרטורת החדר, החלף את פתרון צבעי המזון האדומים ב-100 מיליליטר של מי ברז כדי להסיר כתמים עודפים. לאחר מכן מניחים את הכיסוי על מיכל הדגימה ומאחסנים את המדגם בארבע מעלות צלזיוס עד לניתוח זיהום שורש. כדי לשחזר את הצמחים לייצור זרעים, מניחים כדור כותנה בתחתית סיר פלסטיק חרוטי חדש וממלאים חלקית את הסיר במדיום שתיית טחב כבול.מניחים מערכת שורש אחת שנקטפה לירות צמחי בסיר ולהוסיף בחוזקה בינוני השתירה כדי למלא את הסיר. מניחים יתד פלסטיק חדש שכותרתו לתוך כל סיר כדי לייעד את גנוטיפ כותנה ולהמקם את מגש הסירים לתוך מיכל פלסטיק של מים. בקצרה להשקות את הצמחים כדי להנחות את מדיום בעציצים ולמקם את הסירים בתא צמיחה להגדיר טמפרטורה קבועה של 28 מעלות צלזיוס ותהוכת צילום 16 שעות.לאחר כ-30 יום, ממלאים חלקית סיר פלסטיק אחד באורך שישה ליטרים לצמח בעציצים בינוניים. מעבירים כל צמח לסיר של שישה ליטרים, ומוסיפים בחוזקה מדיום לשתייה לכל סיר כאשר כל שתיל נטוע. לאחר מכן מניחים את הצמחים בבית זכוכית ומוסיפים מים כדי להרים את מדיום השתולות.כדי להעריך את זיהום השורש R.reniformis, הסר דגימת בסיס ממיכל הדגימה. השתמש במיקרוסקופ סטריאו כדי לספור את מספר nematodes הנשי מחובר למערכת השורש תחת הגדלה 20X. זיהום מוצלח במערכת שורש נמטודה יכול להיות מושפע ממספר גורמים, כולל הכדאיות של הנמטודה המשמשת לחיסון וריאציה עונתית, כמו nematodes פעילים פחות בחודשי החורף.לאחר מכן מניחים את מערכת השורש על מגבות נייר במשך כ 10 דקות כדי להסיר את הלחות העודפת. לשקול את מערכת השורש כדי לקבוע את משקל השורש הטרי. וריאציות בצמיחת השורש נפוצות בין כריתות.וריאציות אלה, כפי שנמדד על ידי משקל שורש טרי, ניתן לראות גם בין צמחים מאותו גנוטיפ. יחסית פחות נקבות reniform nematodes מסוגלים להקים אתר האכלה עבור גנוטיפ כותנה עמיד לעומת גנוטיפ רגישים. ניתן להשתמש בנתונים הטריים של משקל השורש כדי לחשב את מספר nematodes reniform הנשי לגרם של רקמת השורש עבור כל גנוטיפ.מספר nematodes reniform הנשי לגרם של שורש עבור גנוטיפים עמידים הוא בדרך כלל פחות מ 10, ואילו genotypes רגישים בדרך כלל יש יותר מ 30 nematodes לגרם של שורש. כאן מוצגת קבוצת משנה של נתונים מאוכלוסיית F2 מפרידה שכללה 300 צמחים. טווחים אלה וריאציה לצמיחת שורש וזיהום nematode של מערכות השורש נצפו בדרך כלל עבור הערכות nematode, הממחיש את היכולת של הליך זה לשמש כדי לסנן מספר רב של צמחים בניסוי אחד, כדי למזער וריאציה זו, כדי להקל על הערכה מדויקת של הגנטיקה של ההתנגדות.בעקבות הליך זה, ניתן לקבוע את הגנטיקה של עמידות לנמטוד reniform כדי לזהות את סמני ה- DNA הקשורים להתנגדות. סמנים אלה יכולים לשמש לאחר מכן לרבייה בסיוע סמן ולהעברת עמידות נמטודה כותנה במעלה הארץ. לאחר התפתחותה, טכניקה זו סיפקה שיטה לא הרסנית המאפשרת לחוקרים לשחזר צמחים לאחר סינון מחדש של נמטודה כדי לסייע ברביית זני כותנה עמידים.

screening-cotton-genotypes-for-reniform-nematode-resistance

Research

JoVE Journal

Genetics

גנטיקה

אנו מתארים שיטה רגיש לזהות הרגולטורים postembryonic של ביטוי חלבונים לוקליזציה...

RNAi הקרנת לזהות פנוטיפים Postembryonic ב ג elegans</em

שתי שיטות שונות על צמחים מסך עם השורש קושר את נמטודות מתוארים. הגישות שתוארו כוללות תפוקה גבוהה מסכים עם נמטודות באופן הורסות להקל על השימוש בצמחים אלה בתוכניות רבייה.

קצב העברה גבוה ונמוך מסכים עם השורש קושר את נמטודות Meloidogyne spp.</em

בסרטון זה אנו מדגימים בדיקת סקר לזיהוי היעילות של נמטידים של מולקולות קטנות נגד נמטודות. Nematicides נחשבים יעילים אם הם גורמים לירידה במספר הנמטודות הניידות במדגם לאחר החשיפה.

בדיקת סינון של מולקולות קטנות Nematicides: שיטת תפוקה בינונית לסינון נמטיקוטים פוטנציאליים נגד דיפסאצ'י דיפסאצ'י

השימוש בשיטת הזרקת מחט לחסן תירס וצמחי teosinte עם פתוגן ביוטרופי Ustilago maydis מתואר.  שיטת החיסון להזרקת מחט מקלה על מסירה מבוקרת של הפתוגן הפטרייתי בין עלי הצמח שבהם הפתוגן נכנס לצמח באמצעות היווצרות appresoria. שיטה זו יעילה ביותר, ומאפשרת חיסונים הניתנים לשחזור עם U. maydis.

שיטה מהירה ויעילה להערכת פתוגניות של מיאדי אוסטילגו על קווי תירס וטוסינטה

וירוס-Induced השתקת הגן היא כלי שימושי לזיהוי גני המעורבים בהתנגדות nonhost של צמחים. אנו מדגימים את השימוש בחיידקים פתוגנים המבטאים GFPuv בזיהוי גנים מושתקים צמחים רגישים לפתוגנים nonhost. גישה זו היא קלה, מהירה ומאפשרת הקרנה בקנה מידה גדולה ופרוטוקול דומה ניתן ליישם בחקר אינטראקציות צמח חיידק אחרים שונות.

הקרנת גנטיקה קדימה VIGS בתיווך לזיהוי גני המעורבים בהתנגדות Nonhost

פרוטוקול זה פותח כדי לסנן אוסף גדול של חסה צמחית עלים (Lactuca sativa L.) לסבילות ליובש, על מנת לזהות מאגר קטן של חסה לשימוש במחקרים פיזיולוגיים, מולקולרים וגנטיים לזיהוי תכונות עמידות ליובש יחד עם תוכניות רבייה.

הקרנת תפוקה למחצה גבוהה לבצורת סובלנות פוטנציאלית בחסה (<em&gt; Sativa Lactuca</em&gt; אוספים germplasm)

כאן, פרוטוקול מוצג עבור הקרנה יעילה ומדויקת של גנוטיפים טבק עבור Phytophthora nicotianae התנגדות שתילים. זוהי גישה מעשית לרבייה מדויקת, כמו גם מחקר מנגנון מולקולרי.

הקרנה של גנוטיפים טבק עבור התנגדות פיטופתורה nicotianae

ניהול Fusarium wilt של אבטיח דורש ידע על גזעי הפתוגנים הקיימים. כאן נתאר את טבילת השורשים, זריעת הגרעינים שורצי השורשים ושיטות החיסון המתוקנות של טבילת מגשים כדי להדגים את יעילותן בהקלדת גזע של הפטרייה הפתוגנית Fusarium oxysporum f. sp niveum (Fon).

ניגוד בין שלוש טכניקות חיסון המשמשות לקביעת הגזע של פוסאריום אוקסיספורום לא ידוע f.sp. niveum מבודד

הפרוטוקול הנוכחי מתאר שיטה אמינה ופשוטה לגידול, איסוף וסינון של Ditylenchus dipsaci.

גידול והקרנה של הנמטודה הטפילית הצמחית דיטלנכוס דיפסאצ'י

כאן, אנו ממחישים תהליכים שלב אחר שלב לפנוטיפ של נקטרי עלים וברקטיאלים בצמחי כותנה באמצעות תמונות שנוצרו במיקרוסקופיה דיגיטלית. זו שיטה יעילה לצביעת הצוף של העלים והברקטים של כותנה, שכן ניתן לאסוף ולשמר את המידע בצורת תמונות דיגיטליות.

המחשה של נקטרי עלים וברקטיאלים של כותנה באמצעות מיקרוסקופיה דיגיטלית לשיפור דיוק הניקוד ושימור הנתונים

חקור שיטה מהירה ולא הרסנית לסינון גנוטיפים של כותנה לעמידות בפני נמטודת הכליה באמצעות Gossypium hirsutum. השיטה מאפשרת הערכה יעילה של אוכלוסיות רבות ושיקום צמחים לפיטום נוסף.

הקרנת כותנה גנוטיפים לעמידות בפני ההתנגדות של רנפורם

גלה סרטונים נוספים