Name: וחזר אורוקנה אל בעכברים (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-03-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 26 s
Description: למד שיטת אינטובציה לא פולשנית בעכברים לניטור סדרתי של תפקודי נשימה. פרוטוקול זה מפחית שונות ניסויית ומאפשר מדידות חוזרות בבעלי חיים בודדים לחקר מחלות ריאה כרוניות.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

המחברים מודים לוצ Rosas, לורן דוליטל, ליסה ג'וזף ולינדזי פרגוסון על הסיוע הטכני שלהם ועל משאבי בעלי חיים מעבדה באוניברסיטה עבור תמיכה בבעלי חיים שלהם. עבודה זו ממומנת על ידי NIH T35OD010977 ו-R01-HL102469.

כל הפעילויות בעלי חיים המתוארים כאן אושרו על ידי הוועדה לטיפול בבעלי חיים מוסדיים (IACUC) של אוניברסיטת אוהיו ונערכו במתקנים מוסמכים AAALAC.
1. הכנה לפרוצדורה
<ol><li>. בנו את פלטפורמת הצנרור כדי להשיג את מדרון הפלטפורמה המתאים, השתמש באוגדן בגודל 3 אינץ ' (7.6 ס מ). מקפלים 15 כדי 20 ס מ באורך של 3-0 משי או חומר חוט אחר במחצית ולדבוק את קצות החוט לחלק העליון של פלטפורמת נוטה עם קלטת ליצור לולאה ההשעיה (איור 1).</li>
	<li>בחרו צינורית בגודל ובאורך המתאימים. הערה: עבור a 20-30 גרם עכבר, a 1-1.5 אינץ ' (2.5-3.8 ס מ) ארוך קטטר עד 18 G ניתן להשתמש. עבור מחקר זה, 18 שבוע נקבה BALB/c ו 10-שבוע-בן C57BL/6 עכברים (n = 3 של כל זן) שימשו. מעטפת קטטר לבן אטום מספק את ההדמיה הטוב ביותר טרנסעורית.</li>
	<li>חותכים שיקוע בקצה המרוחק של הצנתר ולהחליק את המשטח לחתוך עם נייר מחוספס כדי ליצור קצה משופע מעוגל. בעדינות ליצור עיקול קל בצינורית בערך 1 ס מ שיקוע (איור 2). הערה: קטטר חדש צריך לשמש עבור כל עכבר.</li>
	<li>להפחית את העכבר עם קטמין (5.4 mg/g משקל הגוף) ו xylazine (16 μg/g הגוף משקל) מנוהל intraperitoneally.  החלת משחה סטרילית בעיניים. הערה: עומק הרדמה נכונה מושגת על ידי חוסר תגובה של העכבר לצבוט הבוהן המשרד.</li>
	<li>להשעות את העכבר במיקום פרקדן על פלטפורמת צנרור ידי חיבור חותכות העליון סביב חוט המשי בחלק העליון של משטח זוויתי (איור 3). ברגע שהעכבר ממוקם במיקום הנכון, בעדינות לתפוס את הבסיס של הזנב ולמשוך את הזנב לכיוון השולחן. מניחים פיסת קלטת מעל בסיס הזנב כדי לאבטח את העכבר.</li>
	<li>החלת קרם להסרת (טבלת חומרים) לאזור צוואר הרחם הגחוני עבור 30-45 לאחר מכן להסיר את כל קרם דפילציה מאזור צוואר הרחם באמצעות גזה יבש. חזור על תהליך היישום במידת הצורך. לשטוף ביסודיות את העור עם מים מלוחים או מזוקקים כדי להסיר כל שאריות ואז לנגב יבש.</li>
</ol>2. נוהל צנרור
<ol><li>השתמש ישר, מלקחיים שטוח ביד לא דומיננטי כדי למשוך בעדינות את הלשון באופן מספיק פותח את הפה למבוא של צינורית. הערה: מלקחיים שן עכברוש לא צריך לשמש כמו זה יגרום נזק ללשון.</li>
	<li>עם היד הדומיננטית, הקדם את הצינורית לתוך הפה כך שהקצה המרוחק לעיקול הקטן הוא כנגד הגג של פיו של הנבדק.</li>
	<li>שחררו את הלשון והחליקו את הקצה השטוח של מלקחיים סגורים לאורך הצוואר הגחוני עד לנובריום. ומשטחת את השריר. המכסה את קנה הנשימה קנה הנשימה מופיע כtranscutaneously קו לבן (איור 3A). במקרה הצורך, לסובב את המלקחיים בכיוון הגולגולת תוך שמירה על המתח על העור בכיוון caudal כדי לגרום בלוטות הרוק החוצה למעלה לשיא. תמרון זה יוצר ניגוד רב יותר סביב קנה הנשימה (איור 3B). הערה: הימנע כוח מופרז על הצוואר הגחוני כפי שהוא יכול לכווץ את קנה הנשימה ולפגוע בנשימה.</li>
	<li>מראש את הצינורית תוך כדי לדוג את הקצה המרוחק של הצינורית באמצעות גמישות של היד הדומיננטית באופן סימולטני על פרק כף היד.</li>
	<li>המיקום הנכון של הצינורית מצוין על ידי ויזואליזציה של הצינורית האטומה בקנה הנשימה (איור 4ב, ד). אם הצינורית מתקדמת מעבר לרמה של מקור שריר הלעיסה וההדמיה של הצינורית בקנה הנשימה לא אושרה, משכי את הצינורית והתנסה שוב את התמרון.</li>
	<li>אשר מיקום הצינורית הנכונה על ידי חיבור הנורה האינפלציה הריאה לצינורית והתבוננות התרחבות בית החזה עם דיכאון בו של המכשיר.</li>
	<li>מבלי לחלק את הצינורית, שחרר בזהירות את החותכות של העכבר מפלטפורמת הצנרור. הזז את העכבר לפלטפורמה אופקית (טבלת חומרים) והכנס את הצינורית למתאם על המאוורר. בעקבות האינפלציה העמוקה, לאוורר את העכבר על 60 s ולאחר מכן למדוד עמידות לנשימה.</li>
</ol>3. שחזור
<ol><li>לאחר ההליך הושלם, להזיז את העכבר לפלטפורמה מחומם. לספק גירוי קבוע באמצעות הבוהן או הזנב צובט לעודד נשימה ספונטנית.</li>
	<li>האקסון יכול להתרחש כאשר העכבר רק מתחיל ללעוס. אחוז בצינורית ברמת הרכזת ומשוך בעדינות את גולגולת הצינור והרחק מהעכבר עד שהצינורית תוסר לחלוטין מפיו של הנבדק. הערה: עדיף לספק תמיכה בדרכי הנשימה עם צינורית נוקשה למשך זמן רב ככל האפשר במהלך תהליך ההחלמה.</li>
	<li>ברגע שהוא הועבר, להעביר את העכבר לכלוב שחזור נקי עם תמיכה בחום. ברציפות לפקח על העכבר עד שהוא אמבולטורי באופן מלא, והתאוששות הושלמה.</li>
</ol>

<ol><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Method+for+Endotracheal+Intubation+of+Mice+and+Rats+Used+in+Imaging+Studies%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).</li>
<li>Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refined+Intratracheal+Intubation+Technique+in+the+Mouse%2C+Complete+Protocol+Description+for+Lower+Airway+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Global+Journal+of+Animal+Scientific+Research%22%5BJournal%5D)">Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models.</a> Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).</li>
<li>Deyo, D. J., Wei, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Method+of+Intubation+and+Ventilation+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice.</a> Anesthesia & Analgesia. 88 (2), 179(1999).</li>
<li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Review+for+Medical+and+Pharmacological+Sciences%22%5BJournal%5D)">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).</li>
<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).</li>
<li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Simple+Method+of+Mouse+Lung+Intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Simple Method of Mouse Lung Intubation.</a> Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).</li>
<li>Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Instillation+and+Fixation+Methods+Useful+in+Mouse+Lung+Cancer+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52964(2015).</li>
<li>Qin, W., Baran, U., Wang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphatic+response+to+depilation-induced+inflammation+assessed+with+label-free+optical+lymphangiography%5BTitle%5D)+AND+%22Lasers+in+Surgery+and+Medicine%22%5BJournal%5D)">Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).</li>
<li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Respiratory+System+Mechanics+in+Mice+using+the+Forced+Oscillation+Technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (75), e50107(2013).</li>
</ol>

. למחברים אין מה לגלות

צנרור באמצעות טכניקת ההדמיה הטרנסעורית מציעה גישה מעודנת לשיטת חתך העור הסטנדרטית. בתשומת לב מיוחדת למספר שלבים מרכזיים, ניתן להשיג צנרור בקלות ובמהירות. החיה חייבת להיות ממוקם הגון בתוך שכיבה על פלטפורמת הצנרור עם העכבר מאובטח בנסיגה עדינה. זה יהיה להאריך את בעל החיים ליישור אנכי מיקום נכון עבור צנרור. בנוסף, הקרם לא צריך להישאר במגע עם העור של בעל החיים במשך יותר מ 30-45 ש ח ויש לשטוף ביסודיות כדי להסיר את כל שאריות. מגע העור המורחבת עם קרם להסרת שיער יגרום לכאב מיותרים עבור בעלי החיים והכאובים יכול לחסום את ההשקפה של ...

עכבר המעבדה הוא מודל נפוץ בעלי חיים למחלת הנשימה האנושית. לפיכך, ישנן מספר שיטות שפורסמו עבור צנרור העכבר לצורך הן החוסר של טיפולים ומדידה של מכניקת הנשימה. רוב ההליכים המתוארים דורשים ויזואליזציה של glottis דרך חלל הפה עם ציוד מיוחד כגון לרינגוסקופ או מקור האור סיבים אופטיים1,2,3,4,5,6,7. עם זאת, זה יכול להיות קשה כאשר צינורית גדולה יחסית נדרש, כפי שהוא יכול לטשטש את ההשקפה של החוקר. לימוזין ואח '8 התייחסו דאגה זו עם שיטה של צנרור שבו חתך עורית קטן מורכב לאורך קו האמצע של הצוואר הגחוני המאפשר ויזואליזציה של קנה הנשימה. בעקבות ההליך, החתך סגור עם דבק רקמה.
למחקרים הדורשים הזנה חוזרת ונשנית של האתר, מחייב ביתור וסגירה רצופים של שולי העור ופגיעת רקמות בצוואר הגחון. מטרת הגישה ויזואליזציה של קנה הנשימה הטרנסעורית לצנרור אוראלי היא לספק טכניקה מעודנת, לא פולשנית המתאימה במיוחד למחקרי צנרור חוזרות ולאירועי צנרור בודדים בעכברים.

<table><tbody><tr><td>18 גרם x 1 1/4 אינץ' קטטר תוך ורידי, Safelet</td><td>Fisher Scientific</td><td>#14-841-14</td><td>צינורית לאינטובציה</td></tr><tr><td>70% אתנול, 10 ליטר</td><td>Fisher Scientific</td><td>25467025</td><td>ניקוי צינורית</td></tr><tr><td>נייר שוחק (נייר זכוכית)</td><td>הכנת צינורית 74001201 Porter-Cable</td><td></td><td>הזרקת</td></tr><tr><td>AnaSed (תמיסה סטרילית קסילזין) (100 מ"ג/מ"ל)</td><td>Akorn Animal Health</td><td>NDC# 59399-111-50</td><td></td></tr><tr><td>סרט תיוג כחול הרדמה (0.5 אינץ' x 14 יארד)</td><td>Fisher Scientific</td><td>15966</td><td>ריסון על פלטפורמת אינטובציה</td></tr><tr><td>תפר משי קלוע ללא מחט, לא סטרילי, (3-0)</td><td>הנרי שיין</td><td>פריט #1007842</td><td>פלטפורמת אינטובציה</td></tr><tr><td>Deltaphase Isothermal Pad</td><td>Braintree Scientific</td><td>39DP</td><td>ויסות חום והתאוששות עכבר</td></tr><tr><td>Deltaphase הפעלה Board</td><td>Braintree Scientific</td><td>39OP</td><td>התאוששות עכבר (לפני הוצאת צינורות)</td></tr> <tr><td>מים מזוקקים</td><td>ThermoFisher</td><td>15230253</td><td>ניקוי עכבר לאחר אפילציה</td></tr><tr><td>מספריים לעיניים, זוויתית, חדה/חדה</td><td>מכשיר הרווארד</td><td>72-8437</td><td>הכנת צינורית</td></tr><tr><td>FlexiVent (מודול FX 2)</td> <td>Scireq</td><td>N/A</td><td>רשום נתוני תפקודי ריאות (לא נדרש לביצוע הליך, המשמש במחקר זה לאימות הליך)</td></tr> <tr><td>ספוגי גזה</td><td>פישר מדעי</td><td>13-761-52</td><td>הסרת שיער</td></tr><tr><td>כבד 3 אינץ' 3 טבעות View קלסרים</td><td>סיכות</td><td>24690CT</td><td>פלטפורמת אינטובציה</td></tr><tr><td>תוכנת Instat</td><td>Graphpad</td><td>N/A</td><td>תוכנת ניתוח סטטיסטי</td></tr><tr><td>מזרק אינסולין (0.5 סמ"ק, U100)</td><td>פישר </td><td>מינהל הרדמה</td>מדעי <td>329461</td></tr><tr><td>הזרקת קטמין HCl, USP (100 מ"ג/מ"ל)</td> רשימת <td>Llyod Laoratories</td><td>מס' 4871</td><td></td></tr><tr><td>נורת ניפוח ריאות</td> הרדמה <td>מכשיר הרווארד</td><td>72-9083</td><td>אשר את מיקום הצינורית</td></tr><tr><td>מיקרו מלקחיים, מעוקל וחלק</td><td>מכשיר הרווארד</td><td>72-0445</td><td>החזר את הלשון וצור מתח על הצוואר להדמיית צינורית</td></tr><tr><td>Nair (תחליב להסרת שיער), בקבוק 9 אונקיות</td><td>Church & דווייט</td><td>42010440</td><td>הסרת שיער</td></tr> מי <tr><td>מלח סטריליים (0.9%), 10 מ"ל</td><td>פישר סיינטיפיק</td><td>NC9054335</td><td>הרדמה, ניקוי העור לאחר הסרת שיער</td></tr></tbody></table>

וחזר אורוקנה אל בעכברים

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

הספרות מתארת מספר שיטות לצנרור העכבר המחייב הדמיה של הגלוטיס דרך חלל הפה או החתך בצוואר הגחוני לאישור ישיר של צינורית המיקום בקנה הנשימה. הקושי היחסי או טראומת הרקמה הנגרמת לנושא על ידי הליכים כאלה יכול להיות מכשול ליכולת של חוקר לבצע לימודי אורך. מאמר זה ממחיש טכניקה שבה מניפולציה פיזית של העכבר בעקבות השימוש דפילציה כדי להסיר שיער מפני הצוואר הגחוני היתרי ויזואליזציה של קנה הנשימה עבור צנרור הקנה מידה ללא קשר למידת העור פיגמנטציה. שיטה זו אינה מזיק לנושא ומושגת בקלות בהבנה מוגבלת של אנטומיה מורבית. גישה מעודנת זו מקלה על צנרור חוזר, אשר עשוי להיות נחוץ לניטור ההתקדמות של המחלה או החוסר הטיפול בטיפולים. שימוש בשיטה זו עלול לגרום לירידה של מספר בעלי החיים והמיומנות הטכנית נדרש למדוד את תפקוד הריאות בדגמי העכבר של מחלת הנשימה.

ניטור טורי של פונקציית הריאות הבסיסית שמונה עשר שבועות נקבה BALB/c ו 10-שבוע בן C57BL/6 עכברים (n = 3 של כל זן) השתמשו בשיטה המתוארת ביום 0, 3, 10, ו -17. בעקבות צנרור בכל יום, הנושא היה מחובר מאוורר מכני שסופקו עם 100% חמצן (טבלת חומרים). עמידות בדרכי הנשימה (Rrs) נמדדה באמצעות טכניקת התנודה הנכפית עבור 60 s בעקבות אינפלציה עמוקה ל -25 ס"מ בגודל2O שנערך עבור 5 s. אין שגיאות תוכנה המשויכות לנשימה מתמשכת זו יחד עם ערכי Rrs בטווח הפיסיולוגי מספקים תמיכה נוספת למיקום תקין של ה...

המטרה של מאמר זה היא לתאר שיטה מעודנת של צנרור העכבר המעבדה. השיטה אינה פולשנית, ולכן אידיאלית למחקרים הדורשים ניטור סדרתי של תפקודי הנשימה ו/או הערכת טיפולים בריאה.

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

פרוטוקול זה יאפשר לחוקרים לבצע מדידות חוזרות של תפקוד הריאות בעכברים בודדים, הפחתת השונות הניסיונית והפחתת מספר העכברים הדרושים לכל ניסוי. היתרון העיקרי של פרוטוקול זה הוא שהוא אינו דורש הדמיה של קנה הנשימה דרך חלל הפה או ניתוח טראומטי של הצוואר לצנרור. שיטה זו תהיה בעל ערך מיוחד לחוקרים החוקרים מחלות ריאה כרוניות ומתקדמים כגון אסטמה, COPD, נפחת ופיברוזיס ריאתי.הדגמה חזותית של פרוטוקול זה היא קריטית, כי הבנה כיצד לזהות את קנה הנשימה דרך העור של הצוואר הגחוני הוא מרכזי בשיטה. הפגנת הטכניקה עם אנדרו נלסון תהיה קייט נולאן, וטרינרית מהמעבדה שלי. כדי ליצור פלטפורמת צנרור, קפל אורך של 15 עד 20 ס"מ של משי 3-0 לשניים והקלט את קצות החוט לראש קלסר שלוש טבעות בגודל 3 אינץ'.בחר cannula של הגודל והאורך המתאימים לחתוך שיפה בקצה הדיסטלי של הקטטר. מחליקים את המשטח החתוך בנייר שוחק כדי ליצור קצה מעוגל ולעשות בעדינות עיקול קל ב cannula כ סנטימטר אחד מן השיפוע. כאשר החומרים מוכנים, לאשר חוסר תגובה קמצוץ בוהן בעכבר הרדמה וו החותכים העליונים סביב חוט המשי בחלק העליון של המשטח הזוויתי של הפלטפורמה כדי להשעות את העכבר במצב סופין.ברגע שהעכבר ממוקם בריבוע בהפוגה הגבית, תופסים בעדינות את בסיס הזנב ומסוגלים את הזנב לכיוון השולחן. מניחים פיסת סרט על בסיס הזנב כדי לאבטח את העכבר ולהחיל קרם depilatory על אזור צוואר הרחם הגחוני. לאחר 30 עד 45 שניות, השתמש גזה יבשה כדי להסיר את השמנת ולשטוף ביסודיות את העור עם מלוחים או מים מזוקקים.באמצעות מדפים ביד הלא דומיננטית, בעדינות לסגת הלשון באופן שפותח את הפה מספיק כדי להציג את cannula. עם היד הדומיננטית, לקדם את cannula לתוך הפה, כך הסוף כי הוא דיסטלי לעיקול קל הוא על גג הפה של החיה. שחררו את הלשון והחליקו את הקצה השטוח של המדחפים הסגורים באופן סיבתי לאורך צוואר הגחון עד להגעה למנובריום כדי לעקור באופן כללי את בלוטות הרוק ולשטח את השריר המכסה את קנה הנשימה.קנה הנשימה יופיע באופן טרנס-עורי כקו לבן. במידת הצורך, לסובב את המטלפים בכיוון craniodorsal תוך שמירה על מתח על העור בכיוון caudal כדי לגרום בלוטות הרוק עקורים מאוחר לשיא וליצור ניגודיות יותר סביב קנה הנשימה. לתבוע את היד הדומיננטית עם כיפוף בו זמנית של פרק כף היד, לקדם את cannula בעת ובעונה אחת לדוג את הקצה הדיסטלי של cannula ventrally.אם cannula כבר ממוקם כראוי, זה יצפה בתוך קנה הנשימה. כדי לאשר מיקום תקין, לחבר נורת אינפלציה ריאות לתרבולת ולצפות התרחבות בית החזה עם דיכאון בו זמנית של המכשיר. מבלי לעקור את ה cannula, בזהירות להסיר את החותכים של העכבר מפלטפורמת הצנרור ולהעביר את העכבר על פלטפורמה אופקית, ולאחר מכן לחבר את cannula למתאם על מכונת ההנשמה, בעקבות אינפלציה עמוקה, לאוורר את העכבר במשך 60 שניות לפני מדידת ההתנגדות הנשימתית.לאחר השלמת ההליך, מעבירים את העכבר לפלטפורמה מחוממת ומספקים גירוי מתמיד באמצעות קמצוץ קל או זנב כדי לעודד נשימה ספונטנית. לאחר הנשימה הספונטנית הוא ציין, להמשיך לפקח חזותית על החיה. כאשר קצב הנשימה חוזר לנורמלי, לתפוס את הצינורית ברמה של הרכזת בעדינות למשוך את הצינור בקרניאלית הרחק מהעכבר עד הצינור מוסר לחלוטין מפיו של החיה.לאחר ההתרגשות, מעבירים את העכבר לכלוב התאוששות נקי עם תמיכה בחום עם ניטור עד אמבולטורי לחלוטין. בניסוי מייצג זה נמדדה ההתנגדות הנשימתית בימים 0, 3, 10 ו-17, תוך שימוש בטכניקת התנודות הכפויה לאחר אינפלציה עמוקה ל-25 ס"מ מים שהוחזקו במשך חמש ו-60 שניות של אוורור מכני. לא נצפו הבדלים משמעותיים בהתנגדות הנשימתית הנמדדת בין נקודות הזמן בתוך כל זן, דבר המצביע על כך שהיעדר עלייה בהתנגדות הנשימה לאורך זמן מצביע על היעדר דלקת משמעותית מבחינה תפקודית הקשורה לטראומה במערכת הנשימה במשך ארבע נקודות זמן רצופות.הליך צנרור זה יכול לשמש כדי לספק גישה קנה הנשימה להתקנת חומרים ניסיוניים ניטור סדרתי של תפקוד הנשימה. טכניקה זו מאפשרת הערכה של תפקוד הריאות ללא tracheostomy פולשנית, להקל על ניטור בנקודות זמן מרובות במחלות כרוניות ומתקדמות בתוך אותו עכבר.

Research

JoVE Journal

Medicine

רפואה

מדידות חוזרות של הפיזיולוגיה מכרסם הנשימה דגימה של תאים דלקתיים בדרכי האוויר רצויות, אבל בדרך כלל לא ריאלי. כאן אנו מתארים את שיטת הדיר עבור בעל פה intubating עכברים המאפשר מדידות חוזרות של דרכי הנשימה ואת hyperreactivity דגימה של תאים דלקתיים בדרכי האוויר.

הפיך, לא פולשני שיטת ההתנגדות מדידות דרכי הנשימה ואת נוזל שטיפה ברונכואלוואולרית דגימה של עכברים

אנחנו פיתחנו שיטה פשוטה, אמינה, וזולה יחסית לאינטובציה endotracheal בעכברים באמצעות laryngoscopy הישיר באמצעות אוטוסקופ עם ספקולום 2.0 מ"מ. טכניקה זו היא atraumatic ויכולה לשמש למדידות חוזרות בניסויים כרוניים. אנחנו מוצאים את זה מעולה להנשמה או בעבר דיווח טכניקות נזקקה לניתוח.

Endotracheal אינטובציה בעכברים<em&gt; דרך</em&gt; ישיר laryngoscopy באמצעות אוטוסקופ

מאמר זה מתאר שיטת striaghforward ויעילה של intubating עכברים למדידת תפקוד הריאתי או החדרה ריאתי, שמאפשרת לעכברים להתאושש ולהיחקר בתקופות מאוחרות יותר. ההליך כרוך מקור אור סיב אופטי יקר שמאיר ישירות לקנה נשימה.

שיטה פשוטה של ​​אינטובציה ריאות המאוסות

השימוש במודל המחקה את המצב של מחלות ריאה בבני האדם הוא קריטי ללימוד הפתופיזיולוגיה ו / או אטיולוגיה של מחלה מסוימת ולפתח התערבות טיפולית. הנה שיטת אינטובציה intratracheal לא פולשנית שיכול ישירות לספק חומרים אקסוגניים לריאות עכבר מוצגת.

פולשנית Intratracheal אינטובציה ללמוד פתולוגיה והפיזיולוגיה של עכבר ריאות

מאמר זה מציג שיטה מהירה ופשוטה לניהול בליאומיצין ישירות לתוך קנה הנשימה העכבר באמצעות אינטובציה. יתרונות עיקריים של שיטה זו הם כי הוא מאוד לשחזור, קל לשלוט, ואינו דורשים ציוד מיוחד או פעמי החלמה ממושכות.

שיטה משופרת עבור אינטובציה מהירה של קנה הנשימה של עכברים

כאן, אנו מציגים פרוטוקול של אבי העורקים רוחבי הכיווץ (טק) באמצעות ניקור לרוחב. טכניקה זו היא הליך ניתוחי החזה פולשנית, סגור במטרה לדמות עומס ואי ספיקת לב בעכברים ניצול ההגדרות הרגילות של מעבדה טק.

דגם סגור-החזה לזירוז רוחבי. התרחבות אבי העורקים בעכברים

מודל ניתוחי בעכבר ליצירת פגיעה באיסכמיה של הריאה השמאלית (IR) תוך שמירה על אוורור והימנעות מהיפוקסיה.

מודל עכברי של אינטובציה אורוטרכאלית וניתוח איסכמיה ריאה מונשמת

כאן, אנו מציעים פרוטוקול להעברת ליפופוליסכריד תוך טרכאלי (LPS) באמצעות אינטובציה אנדוטרכאלית אורופרכאלית לא פולשנית. שיטה זו ממזערת את הטראומה של ההליך הכירורגי עבור החיה ומעבירה LPS מדויק לקנה הנשימה ולאחר מכן לריאות.

החדרת ליפופוליסכריד תוך טרכאלי לא פולשני בעכברים

כאן אנו מציגים הליך סטנדרטי לאינטובציה אנדוטרכאלית באמצעות טרכאוטומיה ואחריה בית החזה בחולדות, שמטרתו לשפר את הדיוק והשחזור של יישומים שאינם הישרדותיים הדורשים הנשמה פולשנית וחשיפה של איברי בית החזה במודלים של חולדות in vivo .

אינטובציה אנדוטרכאלית באמצעות טרכאוטומיה ולאחר מכן ניתוחי בית החזה בחולדות ליישומים שאינם הישרדותיים

אנו מתארים מודל מוריני של עומס יתר על לחץ החדר הימני המושרה על ידי רצועות גזע ריאתי. פרוטוקולים מפורטים לאינטובציה, ניתוח ופנוטיפ על ידי אקוקרדיוגרפיה כלולים במאמר. מכשירים בהתאמה אישית משמשים לאינטובציה וניתוח, המאפשרים שכפול מהיר וזול של הדגם.

מודל מורין של היפרטרופיה של חדר ימין הנגרמת על ידי עומס יתר וכישלון על ידי רצועות גזע ריאתי

פרוטוקול זה מציג כיצד מיקום אופטימלי של עכבר והחדרת אוטוסקופ מבוסס מצלמה באופן טרנסאורלי מאפשר הדמיה של הגלוטיס, אינטובציה מהירה עם טראומה מינימלית לרקמות ואספקת נוזלים עקבית לריאות.

מתודולוגיה משופרת לאספקת נוזלים לריאת העכבר: אינטובציה באמצעות אוטוסקופ צרכני

למד שיטת אינטובציה לא פולשנית בעכברים לניטור סדרתי של תפקודי נשימה. פרוטוקול זה מפחית שונות ניסויית ומאפשר מדידות חוזרות בבעלי חיים בודדים לחקר מחלות ריאה כרוניות.

וחזר אורוקנה אל בעכברים

גלה סרטונים נוספים