Name: שימוש במכשיר אידוי משולב בעל זרימה נמוכה, מאוורר ומערכת ניטור פיזיולוגית למכרסמים (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
Description: למדו פרוטוקול הרדמה בזרימה נמוכה לעכברים עם מאוורר משולב ומערכת ניטור פיזיולוגי. שיטה זו מפחיתה בזבוז גזים ומספקת ניטור יציב של דופק וחמצן בדם במעבדות עם מקום מוגבל.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

למחברים אין אישורים.

כל המחקרים בבעלי חיים אושרו על ידי ועדת הטיפול והשימוש בבעלי חיים של Purdue.
1. הגדרת מאדה הזרימה הנמוכה
<ol><li>מסירת איסופלוראן או סבולורן<ol>
<li>בחר מקור גז של נושאת מטוסים. כדי להשתמש במשאבת האוויר הפנימית, הסר את המכסה האדום מיציאת הכניסה בגב המערכת, מה שמאפשר למערכת צריכת אוויר בחדר. כדי להשתמש בגז דחוס, השתמש בווסת לחץ או במפחית לחץ המוגדר ל- 15 PSI, והתחבר ליציאת הגז הדחוס בגב המערכת.</li>
		<li>חבר את מיכל הפחם ליציאת הפליטה.</li>
		<li>חבר את מחבר האביזר ליציאות מעוררות ההשראה ותפוגה בחזית המערכת. חבר את תא האינדוקציה לענפים עם קליפים כחולים ואת חרוט האף לענפים עם קליפים לבנים (איור 1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>לאוורור מכני<ol>
<li>חבר את צינורות מחבר הצנרור לסרטונים המקודדים הצהובים (איור 2).</li>
		<li>כייל את מאוורר ההנשמה על-ידי ביצוע כיול שטח מת. ממסך ההפעלה של פתח האוורור, הגדרתמגע ולאחר מכן Calib & Tests. בחר כיול Deadspace והקש Dial B.</li>
	</ol>
</li>
	<li>עבור אוקסימטריית דופק<ol>
<li>חבר את החיישן ליציאה שבגב המערכת, הנקראת MouseSTAT.</li>
	</ol>
</li>
	<li>להתחממות<ol>
<li>חבר את כרית החימום ליציאת 'Pad Power' בחזית המערכת.</li>
		<li>חבר חיישן אחד ליציאת "חיישן הגוף", והשני ליציאת 'חיישן כרית'. אבטחו את חיישן הפד למשטח החימום.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. קביעת התצורה של ההגדרות
<ol><li>להרדמה<ol>
<li>כוח על מערכת ההרדמה. ממסך ההפעלה ההסטה ביותר, כווןמגע .</li>
		<li>בחר את חומר ההרדמה. גע בסוג Anestולאחר מכן הפעל את חייג B כדי לבחור Isoflurane או Sevoflurane.</li>
		<li>הגדר את גודל המזרק. גע בגודל מזרקולאחר מכן הפעל את חייג B כדי לבחור גודל.</li>
		<li>גע ב-Back כדי לחזור למסך ההפעלה של Anest.</li>
		<li>באמצעות המתאם העליון בקבוק, למלא את המזרק עם הרדמה.</li>
		<li>חבר את המזרק למערכת ההרדמה. מגע הסר כדי להזיז את בלוק הדוחף לאחור במידת הצורך.</li>
		<li>ראש המזרק. לגעת ולהחזיק פריים כדי להזיז את בלוק דוחף קדימה עד בלוק דוחף נוגע בחלק העליון של בוכנה מזרק. סיבוב B תוך כדי לחיצה על לחצן פריים מסדיר את מהירות חסימת הדחיפה.</li>
	</ol>
</li>
	<li>לאוורור מכני<ol>
<li>גע בכרטיסיה מסך הפעלה של פתח אוורור ולאחר מכן הגדרה.</li>
		<li>לגעת במשקל הגוף ולהיכנס למשקל של החיה.</li>
		<li>עדיפות מגע לבחירת נפח או אוורור מבוקר לחץ. ההגדרה 'משקל גוף' מגדירה באופן אוטומטי את קצב הנשימה המתאים ואת נפחי הגאות והשפל.</li>
	</ol>
</li>
	<li>עבור אוקסימטריית דופק<ol>
<li>גע בכרטיסיה מסך הפעלה של Oxi ולאחר מכן הגדרה.</li>
		<li>גע ב- HR והפעל את חייג B כדי להגדיר את קריאת הדופק המינימלית המותרת. קביעות מוגדרות מראש זמינות.</li>
	</ol>
</li>
	<li>להתחממות<ol>
<li>ממסך הפעלה חמה, הגדרתמגע . בחרו שיטת חימום והגדרת טמפרטורת יעד.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. בגין משלוח הרדמה
<ol><li>המשך את העכבר<ol>
<li>ממסך ההפעלה Anest, גע ב'התחל אינדוקציה' כדי להתחיל בזרימת האוויר. קצב זרימת האינדוקציה המוגדר כברירת מחדל הוא 500 מ"ל/דקה. סיבוב חיוג A מתאים את קצב הזרימה לפי הצורך.</li>
		<li>מניחים את העכבר בתא האינדוקציה, סוגרים את המכסה בחוזקה. התאם את ריכוז חומר ההרדמה ל- 3% עבור isoflurane.</li>
		<li>לפקח עד העכבר הגיע למישור ההרדמה הרצוי, נקבע על ידי ירידה בקצב הנשימה ואובדן רפלקס תיקון כאשר התא הוא הטה. כוונן את חוגת ריכוז חומר ההרדמה לפי הצורך.</li>
		<li>ברגע שהחיה איבדה רפלקס ימני והיא מורדמת מספיק, גע ב-Stop Induction.</li>
		<li>אם תרצה, לגעת תא סומק כדי לרוקן את התא של גז הרדמה שיורית.</li>
		<li>פתח את המהדקים המובילים לקונוס האף, וסגור את המהדקים המובילים לתא.</li>
		<li>מגע התחל חרוט האף. ההגדרה 'משקל גוף' קובעת את קצב הזרימה של חרוט האף, אם כי ניתן לכוונן אותו ידנית על-ידי סיבוב חיוג A.</li>
		<li>מיד להתאים את חרוט האף, ולמרכז את החיה על כרית התחממות אינפרא אדום.</li>
		<li>הכנס את חיישן בעלי החיים כגשוש רקטלי.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. להתחיל אוורור מכני
<ol><li>צנרור את החיה.<ol>
<li>מעבירים את החיה לשלב הצנרור תוך שמירה על החיה מורדמת.</li>
		<li>השעה את החיה מהחותכים העליונים שלה באמצעות חוט קבוע על שלב הצנרור האנכי (איור 3).</li>
		<li>בעדינות לעקור את הלשון של החיה לצד לדמיין את קנה הנשימה באמצעות האורות המסופקים בערכת הצנרור.</li>
		<li>בזהירות להכניס צינור קנה הנשימה ולאמת את המיקום הנכון על ידי חיבור שלפוחית השתן אוויר קטן לצינור ולבדוק אם הריאות לנפח.</li>
	</ol>
</li>
	<li>חברו את הצינור האנדוטרא-צ'לי לצינורות האוורור.</li>
	<li>מגע עצור חרוט האף, ולאחר מכן לגעת התחל מאוורר. הערה: ההגדרה 'משקל גוף' קובעת באופן אוטומטי את קצב הנשימה הנכון ואת נפחי הגאות והשפל. כדי לבצע אוורור מבוקר לחץ, הגדר את לחץ השראה היעד בין 15-18 ס"מ H2O. בצע התאמות להגדרות ההנשמה לפי הצורך לפי פרוטוקולים כירורגיים.</li>
</ol>5. התחל ניטור פיזיולוגי
<ol><li>הניחו את החיישן על כף הרגל האחורית של החיה(איור 4). אוקסימטר הדופק יתחיל לקרוא HR ו SpO2 באופן אוטומטי. גע בלשונית מסך ההפעלה של Oxi כדי להציג נתוני אוקסימטריה של דופק.</li>
</ol>

<ol><li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li>
<li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li>
<li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dose-regulated+automated+anesthesia+%28Abstract%29%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Clinical+Pharmacologyl%22%5BJournal%5D)">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> British Journal of Clinical Pharmacologyl. 12 (2), 281-282 (1971).</li>
<li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li>
<li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane%3A+a+new+dimension+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anesthesia & Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).</li>
<li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li>
<li>Kelly, J. M., Kong, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+of+ten+isoflurane+vaporisers+in+current+clinical+use%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use.</a> Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).</li>
<li>Soro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+accuracy+of+the+anesthetic+conserving+device+%28Anaconda%29+as+an+alternative+to+the+classical+vaporizer+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia.</a> Anesthesia & Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).</li>
<li>Ward, C. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWard%2C+CS+%22Physical+principles+and+maintenance.+Anaesthetic+equipment%22">Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment</a>. , W. B. Saunders. London. (1985).</li>
<li>Ambrisko, T. D., Klide, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+isoflurane+and+Sevoflurane+vaporizers+over+a+wide+range+of+oxygen+flow+rates%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Veterinary+Research%22%5BJournal%5D)">Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates.</a> American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).</li>
<li>Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+traditional+and+integrated+digital+anesthetic+vaporizers%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).</li>
<li>Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+Low-flow+Digital+Anesthesia+System+for+Mice+and+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (115), e54436(2016).</li>
<li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlecknell%2C+P+%22Laboratory+animal+anaesthesia%22">Laboratory animal anaesthesia</a>. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).</li>
<li>Mapleson, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+elimination+of+rebreathing+in+various+semiclosed+anaesthetic+systems%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems.</a> British Journal of Anaesthesia. 26 (5), 323-332 (1954).</li>
<li>Chakravarti, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modern+Anaesthesia+Vapourisers%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Modern Anaesthesia Vapourisers.</a> Indian Journal of Anaesthesia. 57 (5), 464-471 (2013).</li>
<li>Mullin, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+anesthesia+carrier+gas+on+in+vivo+circulation+times+of+ultrasound+microbubble+contrast+agents+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Contrast+Media+%26+Molecular+Imaging%22%5BJournal%5D)">Effect of anesthesia carrier gas on in vivo circulation times of ultrasound microbubble contrast agents in rats.</a> Contrast Media & Molecular Imaging. 6 (3), 126-131 (2011).</li>
<li>Flores, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+anesthetic+agent+and+carrier+gas+on+blood+glucose+and+tissue+uptake+in+mice+undergoing+dynamic+FDG-PET+imaging%3A+sevoflurane+and+isoflurane+compared+in+air+and+in+oxygen%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Imaging+and+Biology%22%5BJournal%5D)">The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen.</a> Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192(2008).</li>
<li>Carroll, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCarroll%2C+G+%22Small+Animal+Anesthesia+and+Analgesia%22">Small Animal Anesthesia and Analgesia</a>. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).</li>
<li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aThomas%2C+J+%22Anesthesia+and+Analgesia+for+Veterinary+Technicians%2C+4th+ed%22">Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed</a>. 335, Mosby. St. Louis, MI. (2011).</li>
<li>McKelvey, D. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMcKelvey%2C+DH+%22Veterinary+Anesthesia+and+Analgesia%22">Veterinary Anesthesia and Analgesia</a>. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).</li>
<li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTranquilli%2C+WJ+%22Lumb+and+Jones%27+veterinary+anesthesia+and+analgesia%22">Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia</a>. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+newly+developed+inhalation+anesthesia+system+and+intraperitoneal+anesthesia+on+the+hemodynamic+state+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+and+Pharmaceutical+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice.</a> Biological and Pharmaceutical Bulletin. 30 (9), 1716-1720 (2007).</li>
<li>Garber, J., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGarber%2C+J+%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals.+8th+edn%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edn</a>. , The National Academic Press. Washington DC. (2011).</li>
<li>Zarndt, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+far-infrared+active+warming+device+in+Guinea+pigs+%28Cavia+porcellus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Use of a far-infrared active warming device in Guinea pigs (Cavia porcellus).</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 779-782 (2015).</li>
<li>Wolforth, J., Dyson, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flushing+induction+chambers+used+for+rodent+anesthesia+to+reduce+waste+anesthetic+gas%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas.</a> Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).</li>
</ol>

פרויקט זה נתמך בציוד ובמימון של התאגיד המדעי קנט. המחברים קריסטה Bigiarelli ודייב FitzMiller הם עובדים של קנט מדעי תאגיד המייצרת ציוד המשמש במאמר זה. פרסום גישה פתוחה של מאמר זה ממומן על ידי התאגיד המדעי קנט.

מערכת הרדמה דיגיטלית זו בעלת זרימה נמוכה משלבת מערכות הרדמה, אוורור, התחממות וניטור פיזיולוגי בפיסת ציוד אחת. בנוסף, המערכת מכילה משאבה פנימית, המאפשרת לה למשוך אוויר סביבתי לשימוש כגז נושא, ומבטלת את הצורך במקור של גז דחוס.
בהליך זה, המערכת משמשת כחתיכת ציוד יחידה להחלפת מאדה הרדמה, מאוורר מכני, אוקסימטר דופק וכיתת חימום. הדגמנו בעבר מסירת הרדמה בקצב זרימה של 100 מ"ל / דקה2. הגדרות קצב הזרימה הן קריטיות עבור טכניקת מסירה הרדמה זו, כמו קצב הזרימה שולט ישירות על נפח ההרדמה הנוזלית בשימוש. הדגמנו גם בעבר כיצד שימוש בשיעורי זרימה נמוכים חוסך נוזל הרדמה1,2. כאשר מכשיר אידוי מסורתי מחובר לאוורור מכני, מכשיר האידוי חייב לפעול ברציפות בזמן שמפרצון ההנשמה דגימות מזרם הגז. במקרה של מאדה דיגיטלי עם מאוורר משולב, רק הגז הדרוש להנשמה הוא פלט על ידי מאוורר. פעולה זו מפחיתה את העלויות הכרוכות בנוזל הרדמה, גזי נושא ומסנני פחם.
למרות שיש יתרונות רבים לשימוש באידוי דיגיטלי בזרימה נמוכה, יש גם מגבלות. מערכת זו מתוכננת לפעול בקצב זרימה נמוך אידיאלי עבור מכרסמים ויונקים קטנים אחרים, אך אינה מספקת הרדמה מעל קצבי זרימה של 1000 מ"ל / דקה. לפיכך, מערכת מסוימת זו מתאימה רק למינים קטנים של בעלי חיים. אוקסימטר הדופק המשולב כולל חיישן לשימוש כפות רגליים בלבד. החיישן אינו מומלץ לשימוש על הזנב, אשר עשוי להיות מגבלה עבור הליכים כירורגיים מסוימים. יתר על כן, בעוד קצב הנשימה ניתן לפקח באמצעות מערכת זו באמצעות חיישן הכפות, זה יכול להיות קשה להשיג הקלטות נשימתיות עקביות על פני תקופה ארוכה של זמן. לבסוף, שלא כמו מאדה מסורתי, מערכת דיגיטלית זו דורשת חשמל. סוללות זמינות לשימוש במקרים שבהם חשמל אינו זמין או במקרה של הפסקת חשמל, ויכול להפעיל את המערכת באמצעות מספר שעות של שימוש.
התקנה ופרוטוקול אלה מדגימים שימוש בטוח ויעיל במערכת הרדמה דיגיטלית בזרימה נמוכה עם מכונות הנשמה משולבות ומודולי ניטור פיזיולוגיים. התקנה זו תהיה שימושית עבור כל מעבדות עם חללי ספסל מוגבלים, או כאשר זה לא ריאלי לאכסן חתיכות מרובות של ציוד צינורות ליד שדה כירורגי. ישנם יתרונות רבים למערכת All-in-One, כולל חיסול מיכלי גז דחוסים וציוד ניטור פיזיולוגי נפרד. בסך הכל, מערכת משולבת זו יכולה להיחשב על ידי קבוצות שבהן השימוש באידוי מסורתי אינו אידיאלי.

מחקר המערב מודלים של בעלי חיים דורש לעתים קרובות ציוד איסוף נתונים מיוחד. ישנם שני סוגים נפוצים של מאדה הרדמה נפוץ עבור ניתוח בעלי חיים קטנים. מכשירי אידוי הרדמה מסורתיים מסתמכים על אידוי פסיבי של חומרי הרדמה נדיפים המבוססים על לחץ אטמוספרי וזרימת גז1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. הם נועדו לפעול בקצבי זרימה של 0.5 L / min עד 10 L / min, מה שהופך אותם אידיאליים עבור מודלים בעלי חיים גדולים11.
לאחרונה הדגמנו את ההשפעות של מאדה דיגיטלי בזרימה נמוכה בהשוואה לאייד מסורתי12,13. מערכת הרדמה דיגיטלית בזרימה נמוכה יכולה לשמש לתחזוקת בעל חיים על חרוט אף בשיעורי זרימה נמוכים מאוד של פי 1.5-2.2 מנפח הדקה של החיה14,15,16.
ישנם יתרונות רבים לשימוש במערכת הרדמה דיגיטלית. הוא משלב משאבה מובנית, אשר שואבת אוויר הסביבה להשתמש כגז נושאת. זה מאפשר למשתמש לנהל הרדמה ללא שימוש בגז דחוס. מחקרים שנעשו לאחרונה17,18 הראו כי שימוש באוויר במקום חמצן כגז נושא עשוי להיות מועיל עבור הליכים רבים.
ניתן להתקין יכולות ניטור וחימום פיזיולוגיות גם במערכת ההרדמה הדיגיטלית בעלת הזרימה הנמוכה. ברוב המוסדות, התחממות בעלי חיים וניטור פיזיולוגי נדרשים על ידי ועדות טיפול ושימוש בבעלי חיים מוסדיים19,20,21,22. מחקרים המשווים את ההשפעות הפיזיולוגיות של חומרי הרדמה הראו דיכאון דרסטי של טמפרטורת הגוף, תפקוד הלב ותפקוד הנשימה23,24,25. לעתים קרובות יש להניח את החיה על כרית חימום כדי לפקח ולשמור על טמפרטורת גוף נורמלית. ישנן שיטות רבות לחימום בעלי חיים זמינות, כגון תנורי מים חמים, רפידות חימום חשמליות ומנורות חום, אך לכל אחת מהן יש חסרונות משמעותיים. במחקרים המשווים שיטות שונות של התחממות בעלי חיים, התחממות אינפרא אדום רחוק נמצאה להיות מועיל ביותר26. מאדה דיגיטלי כולל בנוי התחממות אינפרא אדום הומיותרמית רחוקה כדי לשמור על טמפרטורת גוף בעלי חיים ספציפית. זה מבטל את הצרכים של כל בקרי כרית חימום נוספים.
בנוסף לניטור טמפרטורת הגוף, אוקסימטריית דופק היא שיטה פופולרית לניטור קצב הלב של החיה ורווית החמצן. שיטה לא פולשנית זו היא פשוטה, מדויקת, ומספקת הערכה כוללת של יכולתו של בעל החיים לווסת את רמות החמצון בדם. חיישן כפות רגליים עבור אוקסימטריה דופק יכול להיות מחובר למערכת ההרדמה, כפי שהדגמנו בעבר2.
אוורור מכני נדרש לעתים קרובות כאשר החיה נמצאת תחת תקופות ארוכות יותר של הרדמה, או בכל פעם שיש לשלוט בדפוס הנשימה של החיה. לאייד הדיגיטלי בעל הזרימה הנמוכה יש את היכולת לספק נשימות מבוקרות בלחץ או בבקרת נפח. מאוורר משולב מבטל את הצורך בהנשמה חיצונית ובדרישות להתקנת צינורות עודפים.
מכיוון שכל הצגים והתכונות הנפוצים האלה משולבים בחתיכת ציוד אחת, הגדרת הצינור מפושטת באופן משמעותי. מטרת פרוטוקול זה היא להדגים את ההתקנה והשימוש במערכת הרדמה דיגיטלית כוללת.

<table><tbody><tr><td>ערכת אינטובציה</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>ETM-MSE</td><td>כוללת שלב אינטובציה, צינור אינטובציה, אינהלציה נוזלית של אור LED</td></tr><tr><td>איזופלורן 99.9%</td> <td>הנרי שיין, בע"מ.</td><td></td><td>בקבוק זכוכית 1182097 250 מ"ל</td></tr><tr><td>עכבר STAT דופק אוקסימטר</td><td>קנט סיינטיפיק קורפוריישן</td><td>SS-03</td><td>משולב במיכל</td></tr><tr><td>חמצן</td> SomnoSuite <td>חברת חמצן אינדיאנה</td><td>23-160246</td><td>דרגה רפואית O2 99%</td></tr><tr><td>RoVent מאוורר אוטומטי</td><td>קנט סיינטיפיק קורפוריישן</td><td>SS-04</td><td>משולב ב-SomnoSuite</td></tr><tr><td>SomnoSuite Low Flow Digital מערכת הרדמה</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-01</td><td>כוללת בקרת התחממות ביתית, רפידה וחיישני טמפרטורה של RightTemp</td></tr><tr><td>ערכת התחלה לעכבר SomnoSuite</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-MSEKIT</td><td>כוללת חרוט אף, מזרקים, תא אינדוקציה ומיכל פחם</td></tr></tbody></table>

שימוש במכשיר אידוי משולב בעל זרימה נמוכה, מאוורר ומערכת ניטור פיזיולוגית למכרסמים

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

מכשירי אידוי דיגיטליים בזרימה נמוכה משתמשים בדרך כלל במשאבת מזרק כדי לנהל ישירות הרדמה נדיפה לזרם של גז נושא. בהתאם להמלצות לרווחת בעלי החיים, בעלי החיים מחוממים ומנוטרים במהלך הליכים הדורשים הרדמה. הרדמה נפוצה וציוד ניטור פיזיולוגי כוללים מיכלי גז, מכשירי אידוי הרדמה ודוכנים, בקרי חימום ורפידות, מכונות הנשמה מכניות ואוקסימטרים דופק. מחשב נחוץ גם לאיסוף נתונים ולהפעלת תוכנת ציוד. בחללים קטנים יותר או בעת ביצוע עבודת שטח, זה יכול להיות מאתגר להגדיר את כל הציוד הזה בחלל מוגבל.
מטרת פרוטוקול זה היא להדגים שיטות עבודה מומלצות לשימוש באידוי דיגיטלי בזרימה נמוכה באמצעות חמצן דחוס ואוויר בחדר, יחד עם מאוורר מכני משולב, אוקסימטר דופק והתחממות אינפרא אדום רחוקה כהרדמה כוללת וחבילת ניטור פיזיולוגית אידיאלית למכרסמים.

עשרה שבועות, זכר, סוג פראי C57Bl6j עכברים במשקל 25.41 ± 0.8 גרם שימשו למחקר זה. העכברים היו מורדמים ומתוחזקים על חרוט האף או צנררו ונשמרו על מאוורר מכני משולב עם 1.5-2.5% isoflurane בעוד קצב הלב ורווית חמצן היו במעקב. בעלי החיים שוכנו בקבוצה במיקרו-בידוד וסיפקו גישה חופשית לאוכל מכרסמים ומים סטנדרטיים בבקבוק.
דופק ו-SpO2 היו במעקב במהלך התחזוקה באמצעות אוקסימטריית דופק(איור 5, איור 6 ואיור 7,). טמפרטורת הגוף נשמרה ב 36.5-37.5 מעלות צלזיוס באמצעות כרית חימום אינפרא אדום ומנורת חום. בעלי חיים מאווררים קיבלו אספקה רציפה של isoflurane במהלך הליך הצנרור באמצעות דוכן אינטובציה עם חרוט אף משולב. כל עכבר היה מאוורר בהצלחה או מתוחזק על חרוט האף בשיעורי זרימה נמוכים לא יעלה על 141 מ"ל / דקה של אוויר החדר (RA) או חמצן (O2) במשך 15 דקות. קצב הלב ורווית החמצן בדם של בעלי החיים נותרו יציבים עם שינויים משמעותיים מעטים בכל אחת מהקבוצות. SpO2 נשאר בין 82-99% עבור כל הקבוצות, בעוד טמפרטורת הגוף נשמרה בין 36.5-37.5 מעלות צלזיוס. ראינו כי הן המיקום של הדופק-אוקסימטר וטמפרטורת הגוף השפיעו על מדידות SpO2. אם הבחנו בקריאה לא חוקית של אוקסימטר הדופק, התאמנו את מיקום החיישן ורמת החימום כדי לשמור על טמפרטורת גוף הליבה יציבה.
ANOVA דו-כיווני עם תיקון בונפרוני בוצע כדי לקבוע את משמעות הנתונים באיור 5, באיור 6 ובאיור 7. ערך pקטן מ- 0.05 נחשב משמעותי.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg"> איור 1: דיאגרמה של הגדרת צינורות לתחזוקת אינדוקציה הרדמה וחרוט אף. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg"> איור 2: דיאגרמה של הגדרת צינורות עבור אינדוקציה הרדמה, אינטובציה ואוורור. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg"> איור 3: עכברים קיבלו אספקה רציפה של isoflurane במהלך הליך הצנרור באמצעות דוכן צנרור עם חרוט אף משולב. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg"> איור 4: מיקום חיישן אוקסימטר דופק משולב מעל הכף האחורית. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg"> איור 5: קצב לב ממוצע מעל 15 דקות ± SD עם אוויר לחדר (RA) או 100% חמצן (O2)המועבר דרך חרוט האף או מאוורר דרך צינור קנה הנשימה (n = 5 /group). לא נצפה הבדל משמעותי בין קבוצות. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg"> איור 6: ערכי דופק (bpm) נרשמו לאחר אינדוקציה הרדמה ראשונית עם מערכת הרדמה זרימה נמוכה. ערכי דופק ממוצעים המחושבים ממרווחי זמן של 30 שניות על פני פרק זמן של 15 דקות. כל נקודת נתונים מייצגת ממוצע ± SD של כל בעלי החיים בכל קבוצה (n = 5). לא נצפו שינויים משמעותיים בקצב הלב במהלך 15 הדקות באף קבוצה. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg"> איור 7: רמות רוויית החמצן ברקמות (%) לאחר אינדוקציה הרדמה ראשונית עם מערכת הרדמה זרימה נמוכה. ערכי SpO2 ממוצעים המחושבים ממרווחי זמן של 30 שניות על פני פרק זמן של 15 דקות. כל נקודת נתונים מייצגת ממוצע ± SD של כל בעלי החיים בכל קבוצה (n = 5). לא נצפו שינויים משמעותיים ב-SpO2 לאורך 15 הדקות באף קבוצה. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>

כאן, אנו מציגים פרוטוקול לניהול בטוח ויעיל של גז הרדמה לעכברים באמצעות מערכת הרדמה דיגיטלית בזרימה נמוכה עם מודולי הנשמה וניטור פיזיולוגי משולבים.

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

פרוטוקול זה מדגיש את השימושים הטובים ביותר עבור חבילת הרדמה וניטור פיזיולוגית כוללת הכוללת וופורייזר אלקטרוני בזרימה נמוכה, מכונת הנשמה משולבת, אוקסימטר דופק וכרית חימום אינפרא אדום רחוק. מתודולוגיה זו שימושית עבור כל מתקן עם ספסל או שטח מעבדה מוגבל. מערכת All-in-One גם מבטלת את הצורך במיכלי גז דחוס וציוד ניטור פיזיולוגי נפרד.מי שידגים את ההליך יהיה לוק שפרס, דוקטורנט להנדסה ביו-רפואית באוניברסיטת פרדו. כדי להגדיר את הוופורייזר עם זרימה נמוכה, בחר מקור גז מוביל והסר את המכסה האדום מיציאת הכניסה בגב המערכת כדי לאפשר למערכת לקלוט אוויר בחדר. אם אתה משתמש במקור גז דחוס, השתמש בווסת לחץ ובמפחית לחץ המוגדרים ל-15 פאונד לאינץ' מרובע.וחבר את המכשיר ליציאת הגז של המדחס בגב המערכת. חבר את מיכל הפחם ליציאת הפליטה. וחבר את מחבר האביזר ליציאות השאיבה והנשיפה בחזית המערכת.חבר את תא האינדוקציה לענפים בעזרת קליפסים כחולים, ואת חרוט האף לענפים בעזרת קליפסים לבנים. כדי להגדיר את המאוורר המשולב, חבר את צינור מחבר האינטובציה לענפים בעזרת הקליפסים הצהובים. כדי לכייל את השטח המת של מאוורר במסך הפעלת האוורור, גע בהגדרה וכיול ובדיקות ולאחר מכן בחר מדוד שטח מת ולחץ על חיוג B.To להגדיר את אוקסימטר הדופק המשולב, חבר את החיישן של יציאת סטטיסטיקת העכבר בגב המערכת.כדי להגדיר את כרית החימום האינפרא אדום הרחוק, חבר את כרית החימום ליציאת החשמל של הרפידה בחזית המערכת. לאחר מכן חבר חיישן אחד ליציאת חיישן הגוף והשני ליציאת חיישן הרפידה ואבטח את חיישן הרפידה לכרית החימום. כדי לקבוע את תצורת הגדרות המערכת למתן הרדמה במסך Anest Run, גע בהגדרה ובחר את חומר ההרדמה.גע, הקלד anest וסובב את חייג B כדי לבחור איזופלורן או סבופלורן. כדי להגדיר את גודל המזרק הזה, געו בגודל המזרק וסובבו את חיוג B כדי לבחור גודל. גע בחזרה כדי לחזור למסך ההפעלה של Anest והשתמש במתאם העליון של הבקבוק כדי למלא את המזרק בחומר הרדמה.חבר את המזרק למערכת ההרדמה וגע בהסרה כדי להזיז את בלוק הדוחף לאחור לפי הצורך. כדי להפעיל את המזרק, לחץ והחזק את המקדים כדי להזיז את בלוק הדוחף קדימה עד שהבלוק פשוט נוגע בחלק העליון של בוכנת המזרק. כדי להגדיר את האוורור המכני, פתח את הכרטיסייה מסך ריצת אוורור ולחץ על הגדרה.לחץ על משקל הגוף, והזן את משקל החיה. לאחר מכן לחץ על עדיפות כדי לבחור אוורור מבוקר עוצמת קול או לחץ. קצב הנשימה המתאים ונפחי הגאות והשפל יוגדרו אוטומטית.כדי להגדיר את פרמטרי אוקסימטריית הדופק, פתח את לשונית מסך Oxy run ולחץ על הגדרה. לחץ על דופק מינימלי וסובב את חיוג B כדי להגדיר את קריאת הדופק המינימלית המותרת. כדי להגדיר את פרמטרי ההתחממות במסך הריצה החמה, לחץ על הגדרה ובחר שיטת התחממות והגדרת טמפרטורת יעד.כדי להרדים את העכבר ממסך Anest Run, גע באינדוקציה כדי להתחיל בזרימת האוויר. קצב זרימת האינדוקציה המוגדר כברירת מחדל הוא 500 מיליליטר לדקה. סובב את חיוג A כדי לכוונן את קצב הזרימה לפי הצורך.הנח את העכבר בתא האינדוקציה וסגור את המכסה בחוזקה. כוונן את חוגת ריכוז חומר ההרדמה ל-3% עבור איזופלורן. קצב זרימת האינדוקציה המוגדר כברירת מחדל הוא 500 מיליליטר לדקה.סובב את חיוג A כדי לכוונן את קצב הזרימה לפי הצורך. לחץ על Deliver כדי להתחיל במתן הרדמה. לאחר שהחיה מורדמת מספיק, גע שוב באינדוקציה, ולאחר מכן בתא השטיפה כדי להפחית את שאריות גז ההרדמה בתא.פתח את התפסים המובילים לחרוט האף וסגור את התפסים המובילים לתא. גע בקונוס האף כדי להתחיל את זרימת האוויר ולהתאים מיד את חרוט האף על החיה. מרכז את החיה על כרית החימום האינפרא אדום ולאחר מכן הכנס את חיישן החיה כבדיקה רקטלית כדי לשלוט בטמפרטורת הגוף.כדי להתחיל את האוורור המכני, הנח את בעל החיים המורדם על שלב האינטובציה והשתמש בחוט קבוע לשלב האינטובציה האנכית כדי לתלות את החיה מהחותכות העליונות שלה. מציג בעדינות את לשון החיה הצידה והשתמש באורות המסופקים בערכת החידוש כדי לדמיין את קנה הנשימה. הכנס בזהירות את הצינור האנדוטרכיאלי.ניתן לאמת מיקום נכון על ידי חיבור שלפוחית אוויר קטנה לצינור ובדיקת ניפוח ריאות. גע ב-Stop nose cone כדי לעצור את זרימת האוויר, סגור את התפסים לקונוס האף ופתח את התפסים לצינור האוורור. חבר את הצינור האנדוטרכיאלי לצינור האוורור וגע בהפעלת מאוורר כדי להתחיל באוורור.כדי להתחיל בניטור הפיזיולוגי, הצמד קלות את החיישן על כפה אחורית אחת של החיה, אוקסימטר הדופק יתחיל לקרוא אוטומטית את קצב הלב ואת ריווי החמצן בדם. גע בכרטיסיית מסך Oxy run כדי להציג את נתוני אוקסימטריית הדופק. ניתן לנטר את קצב הלב ואת ריווי החמצן בדם במהלך התחזוקה באמצעות סימטריית דופק החוצה.בניתוח מייצג זה, קצב הלב וריווי החמצן בדם של החיה נותרו יציבים עם מעט שינויים משמעותיים שנצפו בכל אחת מהמדידות עבור כל הקבוצות. וכאשר ריווי החמצן בדם נותר בין 82 ל-99% טכניקה זו מאפשרת לחוקרים לספק הרדמה עם קצבי זרימה נמוכים יותר וללא צורך בגז דחוס. קצבי זרימה נמוכים יותר מובילים לפחות בזבוז גז ופחות חשיפה לאנשי המחקר.

use-an-integrated-low-flow-anesthetic-vaporizer-ventilator

Research

JoVE Journal

Medicine

רפואה

מדידות חוזרות של הפיזיולוגיה מכרסם הנשימה דגימה של תאים דלקתיים בדרכי האוויר רצויות, אבל בדרך כלל לא ריאלי. כאן אנו מתארים את שיטת הדיר עבור בעל פה intubating עכברים המאפשר מדידות חוזרות של דרכי הנשימה ואת hyperreactivity דגימה של תאים דלקתיים בדרכי האוויר.

הפיך, לא פולשני שיטת ההתנגדות מדידות דרכי הנשימה ואת נוזל שטיפה ברונכואלוואולרית דגימה של עכברים

הפרוטוקול הנוכחי מספק תיאור מפורט צעד אחר צעד של הנהלים הנדרשים לביצוע מדידות של מכניקה של מערכת נשימה, כמו גם ההערכה של היענות נשימה לשאיפת מטכולין בעכברים באמצעות טכניקת התנודה נאלצה (flexiVent; SCIREQ Inc, מונטריאול, QC , קנדה).

הערכה של מכניקת מערכת נשימה בעכברים באמצעות טכניקת תנודה בכפייה

אובדן של רפלקס ליישר שימש עוד פונדקאית התנהגותיות סטנדרטית לחוסר הכרה, המכונה גם היפנוזה, בחיות מעבדה. שינויים ברגישות לחומר הרדמה נדיפים הנגרמים על ידי התערבויות תרופתיים יכולים להיות מזוהים עם מערכת מבוקרת בקפידה תפוקה גבוהה הערכה, אשר עשוי להיות מותאמת לאספקה ​​של כל טיפולי בשאיפה.

הערכת שינויים בנדיפות כללית הרדמה רגישות של עכברים לאחר התערבות תרופתי מקומית או מערכתית

Ex-Vivo ריאות זלוף (EVLP) אפשר השתלת ריאות בבני אדם להפוך לזמינה יותר בכך שיאפשר את היכולת להעריך איברים ולהרחיב את המאגר התורם. כאן אנו מתארים את הפיתוח של תכנית EVLP חולדה וחידודים המאפשרים למודל לשחזור להתרחבות עתידית.

שיטה של ​​מבודד<em&gt; Ex Vivo</em&gt; ריאות זלוף במודל עכברוש: ​​לקחים מפיתוח תכנית EVLP עכברוש

כתב יד זה מתאר פרוטוקול מפורט לאיסוף נתונים לחץ-נפח מהעכבר.

מדידת לולאות נפח לחץ העכבר

כאן, אנו מציגים פרוטוקול למתן גז הרדמה לעכברים בצורה בטוחה ויעילה יותר באמצעות מערכת הרדמה דיגיטלית בזרימה נמוכה המשתמשת במכשיר אידוי בהזרקה ישירה המופעלת על ידי מזרק.

שימוש של מערכת הרדמה דיגיטלית זרימה נמוכה עבור עכברים וחולדות

אנו מתארים מודל של תסמונת מצוקה נשימתית חריפה הנגרמת על ידי חומצה הידרוכלורית (ARDS) בחזירונים המקבלים הרגעה עם חומרים הלוגן, איזופלוראן ו sevoflurane, באמצעות מכשיר המשמש הרגעה בטיפול נמרץ בשאיפה. מודל זה יכול לשמש כדי לחקור את המנגנונים הביולוגיים של חומרים הלוגן על פגיעה בריאה ותיקון.

משלוח סוכן הלוגני במודל חזירי של תסמונת מצוקה נשימתית חריפה באמצעות מכשיר מסוג יחידת טיפול נמרץ

המטרה היא לפתח מודל חדש של זלוף ריאות ex vivo (EVLP) בחולדות שיכול לשמור על תפקוד ריאות עקבי במשך 4 שעות לאורך EVLP ולספק לתעשייה פרטי יישום שיציע שיטה יציבה ליישום EVLP על מודלים של מכרסמים.

הקמת מערכת זילוף ריאות ex vivo חדשה לריאות חולדות לאחר מוות במחזור הדם

המערך המוצע מאפשר אוורור מכני מבוקר והדמיית תהודה מגנטית של תנועת בית החזה בתלת מימד בעכברים וחולדות. השתמשנו במערך זה כדי לחקור את הפתופיזיולוגיה העומדת בבסיס תפקוד לקוי של שרירי הנשימה הנגרמת על ידי הנשמה מכנית.

הדמיית תהודה מגנטית תלת מימדית של תנועת נשימה בעכברים וחולדות מאווררים מכנית

מחקר זה מציע גישת הוצאת צינורות מובנית המותאמת למודלים של חולדות של אוורור מכני (MV). הגישה מאפשרת מעבר חלק מ-MV לנשימה ספונטנית תוך מזעור סיבוכים הקשורים להוצאת צינורות. סטנדרטיזציה של גמילה, ניהול דרכי הנשימה וטיפול לאחר הוצאת הצינורות משפרת את האמינות והשחזור של מחקרים ניסיוניים.

גישה מובנית להוצאת צינורות בחולדות מאווררות מכנית

למדו פרוטוקול הרדמה בזרימה נמוכה לעכברים עם מאוורר משולב ומערכת ניטור פיזיולוגי. שיטה זו מפחיתה בזבוז גזים ומספקת ניטור יציב של דופק וחמצן בדם במעבדות עם מקום מוגבל.

שימוש במכשיר אידוי משולב בעל זרימה נמוכה, מאוורר ומערכת ניטור פיזיולוגית למכרסמים

גלה סרטונים נוספים