Name: מודל רטינופתיה הנגרמת על ידי חמצן למחלות רשתית איסכמיות במכרסמים (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-09-16T14:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 28 s
Description: למדו את מודל רטינופתיה הנגרמת על ידי חמצן (OIR) למחלות רשתית איסכמיות במכרסמים. שיטה זו מאפשרת חקר אנגיוגנזה פתולוגית והערכת תרופות אנטי-אנגיוגניות בדגם קליני רלוונטי.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

אנו מודים למריאן קרלסברג, אן מארי הפנימי, פיבי פרטנן ואן קנקונן על תמיכה טכנית מצוינת. עבודה זו מומנה על ידי האקדמיה של פינלנד, Päivikki ו Sakari סולברג קרן, טמפרה שחפת קרן, קרן רפואית פינית, קרן המחקר המחוזית בית החולים Pirkanmaa וקרן המחקר של בית החולים אוניברסיטת טמפרה.

הפרוטוקול המתואר כאן אושר על ידי הוועדה הלאומית לאתיקה של בעלי חיים בפינלנד (מספר פרוטוקול ESAVI/9520/2020 ו- ESAVI/6421/04.10.07/2017).
1. אינדוקציה של מודל OIR של בעלי חיים ועכבר ניסיוניים
הערה: השתמש בבעלי חיים שהזדווגו בזמן, למשל, עכברי C57BL/6J נפוצים, כדי לקבל גורים שנולדו באותו יום. השתמש סכרים מטפחים, למשל, 129 זן (129S1 / SvImJ או 129S3 / SvIM) סכרים מניקים, כדי לטפל בגורים במהלך ואחרי אינדוקציה של hyperoxia. לחלופין, ודאו שיש סכרים מניקים נוספים למקרה שיהיה צורך להחליף את הסכרים הסיעודיים בשל תשישות. להגביל את גודל המלטה ל 6-7 גורים עבור כל סכר בעת שימוש C57BL / 6J עכברים / סכרים (אם המלטה גדולה יותר מזה הגורים נוטים להיות עלייה במשקל מוגבלת)16.
<ol><li>רשום את משקל בעלי החיים לפני ואחרי אינדוקציה hyperoxia, ובזמן ההקרבה.</li>
	<li>ודא כי יש מספיק מזון בתחתית הכלוב, כך הסכרים יש גישה קלה למזון.</li>
	<li>הוסף סודה סיד עם מחוון צבע לתחתית התא כדי לספוג CO2 עודף כאשר מערכת סינון אינו בשימוש.</li>
	<li>לפקח על הלחות והטמפרטורה בתוך התא ולשמור על הלחות בין 40 ל 65%. הגדל את הלחות של התא, במידת הצורך, על ידי הנחת כלים עם מים על החלק התחתון של התא (למשל, מנות פטרי).</li>
	<li>כייל את חיישן O2 עם 100% O2 ואוויר חדר רגיל.</li>
	<li>מקם את העכברים P7 לתוך תא ולהגדיר את רמת O2 ל 75%. שמור את העכברים בתא במשך 5 ימים, עד P12. הימנע מפתיחת התא במהלך אינדוקציה hyperoxia. בדוק את לחץ הגז של צילינדר O2 ולהחליף את הצילינדר בעת הצורך. לפקח על בעלי החיים במהלך האינדוקציה.</li>
	<li>תוציאו את כלובי העכברים מהתא ותשקול את כל הגורים. קיבוץ הגורים על סמך המשקל כך שלכל קבוצת ניסוי יש חלוקת משקל דומה בגורים.</li>
</ol>2. אינדוקציה של מודל OIR של בעלי חיים ניסיוניים וחולדות (באמצעות מערכת סגורה למחצה)
הערה: השתמש בבעלי חיים שהזדווגו בזמן כדי לגרום לגורים להיוולד באותו יום. עבור עכברוש OIR, להשתמש בגודל המלטה מוגברת, כ 18 גורים / סכר, כדי לקבל אינדוקציה NV מספיק במודל החולדה. גורי בריכה מכמה פסולת כדי להשיג מספיק גורים לכל המלטה.
<ol><li>רשום את משקלם של בעלי החיים לפני ואחרי האינדוקציה, ובזמן ההקרבה.</li>
	<li>ודא כי יש מספיק מזון בתחתית הכלוב, כך הסכרים יש גישה קלה למזון.</li>
	<li>מוסיפים סודה סיד עם מחוון צבע לתחתית התא כדי לספוג CO2 עודף כאשר מערכת הסינון אינה בשימוש.</li>
	<li>לפקח על הלחות והטמפרטורה בתוך התא. לספוג לחות נוספת (שנוצר ממספר רב של חולדות) על ידי הוספת ג'ל סיליקה בתחתית התא.</li>
	<li>כייל את חיישן O2 עם 100% N2 ואוויר חדר רגיל.</li>
	<li>מניחים את החולדות לתוך התא ב P0 (כמה שעות לאחר הלידה). הגדר את רמת O2 ל 50% ולחבר O2 צילינדרים לתא במשך 24 שעות. לאחר מכן, לעבור את ההגדרות 10% O2 ולחבר חנקן (N2)צילינדר לתא במשך 24 שעות. המשך רכיבה על אופניים 24 שעות בין 50% ו 10% O2 רמות במשך 14 ימים.</li>
	<li>לפקח על צריכת הגז ואת רווחתם של בעלי החיים במהלך המחקר. פתח את התא במהלך השינוי בין 50/10% O2 ולהוסיף עוד מזון ומים במידת הצורך. לשנות את הכלובים של בעלי החיים כדי לנקות אלה במהלך האינדוקציה.</li>
	<li>תוציא את כלובי החולדות מהתא ותשקול את כל הגורים. קיבוץ הגורים על סמך המשקל כך שלכל קבוצת ניסוי יש תפוצת משקל דומה אצל הגורים.</li>
</ol>3. מתן תרופות (אופציונלי)
הערה: מסלול מינהל הסמים הנפוץ ב- OIR הוא על ידי טיפול תוך-ורידי (ivt), ב- P12-P14 לעכברים וב- P14 לחולדות. לקבוע את יום הטיפול בהתבסס על ההתקנה הניסיונית. כאשר פסולת מרובה של גורים משמשים בניסויים, לחלק את קבוצות הטיפול יש בעלי חיים מכל המלטה. רצוי, להזריק את התרופה רק לעין אחת, ולשמור על העין הנגדית כפקד.
<ol><li>לשקול את בעלי החיים ולעשות סימני זיהוי לזנב ו / או האוזן.</li>
	<li>הרדמה של החיה עם הרדמה להזרקה (למשל תערובת של קטמין ו medetomidine, 30 מ"ג / קילוגרם ו 0.4 מ"ג / קילוגרם לעכברים) או עם הרדמה בשאיפה (isoflurane ב 2-3.5% isoflurane ו 200-350 mL / min זרימת אוויר). בדוק את עומק ההרדמה על ידי צביטת הבהונות. שמור את החיה על כרית חימום במהלך הטיפול.</li>
	<li>להרדמה מקומית, יש למרוח טיפת משכך כאבים על העפעף. פתח את העפעף בזהירות עם מלקחיים לפני ביצוע ivt, כמו עכברים וחולדות לפתוח את עיניהם סביב P14. החל טיפה של משכך כאבים (למשל, הידרוכלוריד oxybuprocaine) על הקרנית.</li>
	<li>החל טיפה של יוד לפני ביצוע הזרקת ivt.</li>
	<li>להזרקת ivt להשתמש במזרק זכוכית עם מחט 33-34 G מחובר. לחץ על העפעפיים כלפי מטה וגרירת גלגל העין עם מלקחיים. הפוך את ההזרקה האחורית לימבוס, בערך 45° מחט זווית הצבעה לכיוון עצב הראייה.</li>
	<li>הימנע הזרקת יותר מ 1.0 μL לתוך החלל התוך ורידי. שמור את המחט במקום במשך 30 s לאחר הזרקת התרופה כדי למנוע ריפלוקס של הפתרון מוזרק.</li>
	<li>בדוק את העין (למשל, עם רפואת עיניים) עבור כל סיבוכים, כגון דימום או נזק ברשתית, לאחר הסרת המחט. החל משחה אנטיביוטית על גבי הקרנית לאחר ההזרקה. הערה: נפח הזרקת ivt לעכברים צריך להיות 0.5 – 1.0 μL.</li>
	<li>הפוך את ההרדמה (למשל עם α2-אנטגוניסט עבור medetomidine (2.5 מ"ג / קילוגרם) ולהחזיר את הגור לכלוב. בית המלטה בדרך כלל עד סוף המחקר.</li>
</ol>4. דימות ויוו ואלקטרורטינוגרפיה (אופציונלי)
<ol><li>אם תרצה, לנהל הדמיה vivo על בעלי חיים חיים במהלך תקופת המעקב כדי לתעד שינויים המתפתחים ברשתית במהלך התגובות אנגיוגנית. לדוגמה, בצע אנגיוגרפיה פלואורסצנטית (FA) או סריקת מיקרוסקופיית לייזר קונפוקלית19 כדי לדמיין את כלי הדם (איור 4). השתמש בטומוגרפיה קוהרנטית אופטית של תחום ספקטרלי (SD-OCT) כדי לדמיין שכבות רשתית ב- vivo (איור 4).</li>
	<li>אם תרצה, בדוק שינויים תפקודיים באוכלוסיות שונות של תאי רשתית לאחר אינדוקציה של OIR באמצעות אלקטרורטינוגרפיה (ERG) (איור 5).</li>
</ol>5. איסוף רקמות והכנת תושבות שטוחות ברשתית
הערה: לאסוף את הרקמות על פי השערת המחקר הרצויה. עבור עכברים, לאסוף את הדגימות למשל ב P12 (כדי ללמוד vaso-השמדת לאחר השלב hyperoxic) או בתקופה היפוקסית (P13-P17). לאסוף את העכבר דגימות OIR ב P17, המהווה את נקודת הזמן הנפוצה ביותר עבור דגימה, כדי לזהות את השיא בכמות NV. ב- OIR עכברוש, לאסוף את הדגימות ב P18-P21 כדי לבחון את הכמות הגבוהה ביותר של NV (איור 3).
<ol><li>לשקול את החיות לפני הדגימה.</li>
	<li>כדי לתייג את כלי הדם ברשתית, בעלי חיים מורדמים עמוקים יכולים להיות מותזים באופן טרנסקרדיאלי עם FITC-dextran. (לחלופין, כתם את הרשתית שטוח mounts עם Isolectin מאוחר יותר).</li>
	<li>להקריב את בעלי החיים באמצעות מנת יתר של תרופות הרדמה (למשל תערובת של קטמין ו medetomidine, 300 מ"ג / קילוגרם ו 4 מ"ג / קילוגרם לעכברים) או CO2 שאיפה.</li>
	<li>לאסוף את העיניים של בעלי החיים על ידי תופס מאחורי גלגל העין עם מלקחיים מעוגלים, לחתוך את הרקמה סביב העיניים ולהרים את העין מן המסלול.</li>
	<li>דגירה גלגלי העין עשוי טרי, מסונן 4% paraformaldehyde (מלוחים אגירה פוספט, PBS) עבור 1-4 שעות. הסר את התיקון ולשטוף את גלגלי העין 3 x 10 דקות עם PBS. לנתח את הרשתיות מיד או לאחסן אותם PBS ב +4 מעלות צלזיוס. התראה: Paraformaldehyde רעיל על ידי שאיפה, במגע עם העור ואם בלע. נא קרא את גליון נתוני הבטיחות לפני שתעבוד איתו. הערה: אין להפעיל לחץ על גלגל העין במהלך הדגימה או בכל שלב של עיבוד הרקמה על מנת למנוע ניתוק רשתית, אם חתכים מגלגלי עיניים שלמים נעשים.</li>
	<li>הכן תושבות שטוחות ברשתית כדי לכמת את כמות ה- NV ואת גודל ה- AVAs. לחלופין, לעבד את העיניים / רשתית עבור היסטולוגיה, או RNA או ניתוח חלבון. לנתח את הרשתית תחת מיקרוסקופ סטריאו באמצעות מספריים מיקרו מלקחיים.<ol>
<li>מניחים את גלגל העין ב- PBS כדי לשמור אותו לח ולנקב את גלגל העין בלימבוס עם מחט (23G) ולחתוך סביב לימבוס עם מספריים מיקרו מעוגלים כדי להסיר את הקשתית ואת הקרנית.</li>
		<li>בזהירות למקם את קצה המספריים בין סקלרה רשתית לחתוך סקלרה לכיוון עצב הראייה. לעשות את אותו הדבר לצד השני של גלגל העין, בזהירות לחתוך / לקרוע את הסקלרה עד הרשתית נחשפת. מוציאים את העדשה מכוס הרשתית ומוסיפים PBS לגביע.</li>
		<li>הסר את כל כלי לשון, זגוגית ופסולת מבלי לפגוע ברשתית. לשטוף את הרשתית על ידי הוספת PBS לגביע הרשתית. בצע ארבעה חתכים (בשעה 12, 3, 6 ו -9) לרשתית עם מספריים מיקרו ישר לעשות מבנה דמוי פרח. באופן אופציונלי, בצע את החתכים עם להב כירורגי לפני הרכבה הדגימות. הרם את הרשתית באמצעות מברשת צבע רכה לצלחת היטב עבור כתמים.</li>
	</ol>
</li>
	<li>תווית vasculature הרשתית באמצעות Isolectin B4 אשר מכתים את פני השטח של תאי אנדותל (אם בעלי החיים לא היו חדורים עם FITC-dextran). דגירה הרשתיות במאגר חסימה (10% NGS + 0.5% טריטון ב TBS) עבור 1 שעה לשטוף עם 1% NGS + 0.1% טריטון ב TBS במשך 10 דקות. דגירה הרשתית עם צבע פלואורסצנטי מצומד Isolectin B4 (5-10μg /ml) ב 1% NGS + 0.1% טריטון ב TBS לילה ב +4 מעלות צלזיוס תוך הגנה מפני האור. הערה: אם תרצה, לתייג תאים אחרים כגון תאים דלקתיים ו pericytes באמצעות נוגדנים ספציפיים.</li>
	<li>לשטוף את הרשתיות 3x במשך 10 דקות עם 1% NGS + 0.1% טריטון ב TBS ולהרים רשתית על שקופית מיקרוסקופית, הרשתית הפנימית פונה כלפי מעלה. בזהירות להפיץ את הרשתית באמצעות מברשת צבע רכה ולהסיר את כל כלי לשון הנותרים או פסולת. מוסיפים מדיום הרכבה לתלוש כיסוי ומניחים אותו על גבי הרשתית. אחסן רשתית ב+4 °C (60 °F) ולהגן מפני אור.</li>
</ol>6. ניתוח הרכבות השטוחות
<ol><li>צלם תמונות של תושבות הרשתית השטוחות באמצעות מיקרוסקופ פלואורסצנטי עם מטרה של פי 10. התמקדו בפלקסוס כלי הדם השטחיים ובניבסולריזציה הפרה-רה-רטינלית. יצירת תמונת סריקת אריחים ללכידת הרשתית כולה ומיזוג סריקות האריחים</li>
	<li>לכמת את התמונות על ידי מדידת AVAs, אזור NV ואת אזור הרשתית הכולל באמצעות תוכנית עיבוד תמונה (ראה טבלה של חומרים).<ol>
<li>ציירו את ה- AVAs ואת אזור הרשתית הכולל באמצעות כלי ציור יד חינם ובחרו באזורים הניאו-וסקולריים בעזרת כלי בחירה. התוכנה מודדת את אזורי העניין בפיקסלים, ואת האזורים AVA ו- NV (לידי ביטוי פיקסלים) ניתן להשתמש כדי לחשב את האחוזים שלהם ביחס לאזור הרשתית הכולל. כמו כן, כלי תוכנה מסוימים זמינים לכימות NV. הערה: לאחרונה, קוד פתוח, תוכניות אוטומטיות לחלוטין לכימות ערכי מפתח של תמונות OIR באמצעות רשתות עצביות למידה עמוקה הוצגו ולספק כלי אמין לכימות לשחזור של AVA ברשתית ו- NV (למשל, https://github.com/uw-biomedical-ml/oir/tree/bf75f9346064f1425b8b9408ab792b1531a86c64)20,21.</li>
	</ol>
</li>
	<li>אם אתם משתמשים בנוגדנים לגילוי אימונוהיסטוכימי של אוכלוסיות תאים בודדים, כימתו את מספר התאים המוכתמים (כגון microglia, איור 2B)מהטענות השטוחות ברשתית ביד או על ידי מערכות ניתוח תמונה אוטומטיות במידת הצורך.</li>
</ol>7. סטטיסטיקה
<ol><li>לנתח נתונים מופצים בדרך כלל על ידי מבחן t של סטודנט או ANOVA חד כיווני ואחריו מבחן השוואות מרובות של Dunnett או Tukey, לפי הצורך. השתמש בבדיקות לא פרמטריות כמו מבחן מאן-וויטני U או מבחן קרוסקל וואליס לנתונים שאינם מופצים בדרך כלל. שקול הבדלים מובהקים סטטיסטית ברמת P < 0.05.</li>
</ol>

המחברים מריה Vähätupa, PhD, ניינה Jääskeläinen, מארק סראדה-Gimenez, PhD, ורובינה Thapa הם עובדים של ניסויים בע"מ.
המחבר Giedrius Kalesnykas, PhD, הוא עובד (נשיא ומנכ"ל) ובעל מניות של Experimentica בע"מ המציעה שירותי מחקר חוזה העסקת מודלים OIR פרה-קליני בשימוש במאמר זה.
Tero Järvinen, MD, PhD, ו Hannele Uusitalo-Järvinen, MD, PhD, אין מה לחשוף.

חומרת פנוטיפ המחלה תלויה הן בזן ואפילו בספק בדגמי OIR של עכברים וחולדות23. הדבר מצביע על כך שקיימת שונות גנוטיפית רחבה בהתפתחות הפתולוגית. באופן כללי, מכרסמים פיגמנטיים מפתחים פנוטיפ חמור יותר מאשר אלה לבקן. לדוגמה, כלי הדם ברשתית של לבקן BALB / c revascularizes במהירות לאחר hyperoxia ואינו מפתח NV בכלל24. באופן דומה, בחולדות, חולדות נורבגיה בראון פיגמנט להראות פתולוגיה חמורה יותר מאשר לבקן ספראג דולי (SD) חולדות25. חולדות SD משמשים בדרך כלל זן, הבדל...

מודלים ניסיוניים אמינים ומשוחזרים נדרשים כדי לחקור את הפתולוגיה שמאחורי מחלות עיניים אנגיוגניות ולפתח טיפולים חדשניים למחלות הרסניות אלה. אנגיוגנזה פתולוגית היא סימן ההיכר לניוון מקולרי רטוב הקשור לגיל (AMD) ועבור מחלות רשתית איסכמיות רבות ביניהן רטינופתיה של פגות (ROP), רטינופתיה סוכרתית מתפשטת (PDR) וחסימה של ורידים ברשתית (RVO)1,2,3,4. רשתית אנושית ומכרסמים בצע דפוס דומה של התפתחות, כמו רשתית הן אנושי מכרסמים הם בין הרקמות האחרונות כי הם vascularized. לפני כלי הדם ברשתית התפתחה לחלוטין, הרשתית מקבלת את אספקת התזונה שלה מן כלי הדם לשון, אשר, בתורו, רגרסיה כאשר כלי הדם ברשתית מתחיל לפתח1,2. אצל בני אדם, התפתחות כלי הדם ברשתית הושלמה לפני הלידה, ואילו מכרסמים הצמיחה של כלי הדם ברשתית מתרחשת לאחר הלידה. מאז התפתחות כלי הדם ברשתית מתרחשת לאחר הלידה מכרסמים, הוא מספק מערכת מודל אידיאלי ללמוד את אנגיוגנזה2,3. מכרסמים שזה עתה נולד יש רשתית כלי הדם המתפתחת בהדרגה עד פיתוח רשתית כלי הדם המלא מושגת עד סוף השבוע השלישי לאחר הלידה4. כלי הדם הגדלים של עכבר יילודים הם פלסטיק, והם עוברים רגרסיה במהלך גירוי hyperoxia5.
ROP היא הגורם המוביל לעיוורון בילדות במדינות המערב, שכן היא משפיעה על כמעט 70% מהפגים עם משקל לידה מתחת לגיל 1,250גרם 6,7. ROP מתרחשת אצל פגים שנולדים לפני כלי הרשתית להשלים את הצמיחה הרגילה שלהם. ROP מתקדמת בשני שלבים: בשלב I, לידה מוקדמת מעכבת את צמיחת כלי הדם ברשתית שבו לאחר שלב II, כלי הדם הלא גמורים של הרשתית המתפתחת גורמים להיפוקסיה, אשר גורמת לביטוי של גורמי גדילה אנגיוגניים הממריצים צמיחה חדשה ולא תקינה של כליהדם 8. מודל OIR היה מודל נפוץ לחקור את הפתופיזיולוגיה של ROP רטינופתיות איסכמיות אחרות, כמו גם כדי לבדוק מועמדים לתרופה הרומן2,3,9. זה נחשב באופן נרחב כמודל לשחזור לביצוע מחקרים הוכחת הרעיון עבור תרופות אנטי אנגיוגניות פוטנציאליות למחלות עיניים, כמו גם שאינם עינית. שני דגמי מכרסמים כלומר, עכבר וחולדה OIR שונים במודל שלהם אינדוקציה ומחלות פנוטיפ. מודל החולדה מחקה פנוטיפ ROP בצורה מדויקת יותר, אך מודל העכבר מספק מודל חזק יותר, מהיר יותר וניתן לשחזור עבור neovascularization הרשתית (NV). במודל העכבר, NV מפתחת לרשתית המרכזית. קריאה פתולוגית זו חשובה במחקרי יעילות פרמקולוגית עבור רטינופתיות איסכמיות רבות, כגון PDR, קרוואנים ו- AMD אקסוידטיבי, כמו גם למחלות אנגיוגניות שאינן עיניות כגון סרטן. יתר על כן, הזמינות של עכברים שעברו מניפולציה גנטית (מהונדסת ונוקאאוט) הופכת את דגם OIR של העכבר לאפשרות פופולרית יותר. עם זאת, לא עכבר ולא עכברוש מודל OIR יוצר פיברוזיס ברשתית, אשר אופייני במחלות אנושיות.
ההבנה כי רמות חמצן גבוהות תורמות להתפתחות ROP בשנות החמישים10,11 הוביל לפיתוח מודלים של בעלי חיים. המחקרים הראשונים על השפעת החמצן על כלי הדם ברשתית נעשו בשנת 195012,13,14 ועד שנות התשעים היו עידונים רבים למודל OIR. המחקר של סמית ואח 'בשנת 1994 קבע תקן עבור מודל OIR העכבר הנוכחי המפריד בין עצם הלשון לרטינופתיה15. אימוץ רחב של השיטה לכמת vaso-השמדת NV פתולוגי על ידי קונור ואח '(2009) עוד יותר הגדיל את הפופולריות שלה16. במודל זה, עכברים ממוקמים ב 75% חמצן (O2) במשך 5 ימים ב P7, ואחריו 5 ימים בתנאים נורמוקסיים. Hyperoxia מ P7 כדי P12 גורם כלי הדם ברשתית לסגת ברשתית המרכזית. עם החזרה לתנאים הנורמוקסיים, הרשתית הופכת להיפוקסית (איור 1A). בשל הגירויים ההיפוקסיים של הרשתית המרכזית, חלק מכלי הדם ברשתית צומחים לכיוון הזגוגית, ויוצרים NV preretinal, הנקרא tufts preretinal2,3. ציצים אלה אינם בוגרים, ו hyperpermeable. כמות פסגות NV ב P17, לאחר מכן הוא נסוג. הרשתית היא revascularized מלא NV הוא נסוג לחלוטין על ידי P23 - P25 (איור 2A)2,3.
מודל OIR עכברוש (באמצעות רמות משתנות של O2) תואר לראשונה בשנות התשעים מראה כי משתנה O2 רמות ב 80% ו 40% לגרום NV בולט יותר מאשר תחת 80% O2 חשיפה מתמדת17. מאוחר יותר התגלה כי מודל היפוקסיה לסירוגין, שבו O 2 הוא רכב עלאופניים מ hyperoxia (50%) כדי היפוקסיה (10-12%), גורם אפילו יותר NV מאשר 80/40% O2 מודל18. במודל 50/10%, גורי חולדות חשופים ל -50% במשך 24 שעות, ואחריו 24 שעות ב -10% O2. מחזורים אלה נמשכים עד P14, כאשר גורי החולדות מוחזרים לתנאים נורמוקסיים (איור 1B). כמו בחולי ROP אנושיים, במודל החולדה מתפתחים אזורי החוליות לפריפריה של הרשתית בגלל מקלעת כלי דם רשתית לא בוגרת (איור 3).
בשני הדגמים, הפרמטרים העיקריים שבדרך כלל מכמתים הם בגודל של AVA ו- NV. פרמטרים אלה מנותחים בדרך כלל מן תושבות שטוחות ברשתית שבו תאי האנדותל מסומנים4,16. בעבר כמות NV preretinal הוערך חתכים ברשתית על ידי ספירת כלי דם או גרעיני תא כלי הדם המשתרעים זגוגית מעל הממברנה המגבילה הפנימית. המגבלה העיקרית של גישה זו היא שלא ניתן לכמת את ה- AVAs.

<table><tbody><tr><td>מד 33, מחט RN רכזת קטנה</td><td>Hamilton Company</td><td>7803-05, 10 מ"מ, 25&deg;, PS4</td><td>להזרקה תוך זגוגית</td></tr><tr><td>Adobe Photoshop</td><td>Adobe Inc.</td><td></td><td>לניתוח תמונה</td></tr><tr><td>משאבת אוויר air100</td><td>Eheim GmbH & Co. KG.</td><td>143207</td><td>להרדמה באינהלציה</td></tr><tr><td>יחידת הרדמה 410 AP</td><td>Univentor Ltd</td><td>2360309</td><td>להרדמה באינהלציה</td></tr><tr><td>AnalaR NORMAPUR סודה ליים</td><td>VWR International Ltd</td><td>22666.362</td><td>לבקרת CO2 במהלך אינדוקציה מודל</td></tr><tr><td>Attane Vet 1000 מ"ג/גרם</td><td>VET MEDIC ANIMAL HEALTH OY</td><td>vnr 17 05 79</td><td>לאינהלציית הרדמה</td></tr><tr><td>מברשת</td><td></td><td></td><td>להכנת תושבות שטוחות</td></tr><tr>גז <td></td><td></td><td>פחמן דו חמצני</td><td>להקרבה</td></tr><tr><td>Celeris D430 ERG system</td><td>Diagnosys LLC</td><td>121</td><td>עבור in vivo ERG</td></tr><tr><td>כלי תרבית תאים</td><td>Greiner Bio-One International GmbH</td><td>664 160</td><td>להכנת תושבות שטוחות</td></tr><tr><td>Cepetor Vet 1 מ"ג/מ"ל</td><td>וטרינר רפואי בריאות בעלי חיים OY</td><td>vnr 08 78 96</td><td>להרדמה</td></tr><tr><td>החלקות כיסוי</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15165452</td><td>להכנת תושבות שטוחות</td></tr><tr><td>ארון InVivo מבוקר O2, מערכת פילטריון אנינאלי ומסיר לחות</td><td>מוצרי מעבדה</td><td></td> Coy <td>מערכת סגורה לאינדוקציה של מודל מחלה, אופציונלי למערכת סגורה למחצה</td></tr><tr><td>חיישן E702 O2</td><td>BioSphenix, Ltd.</td><td>E207, 1801901</td><td>למדידת רמת חמצן</td></tr><tr><td>Envisu R2200 תחום ספקטרלי טומוגרפיה קוהרנטית אופטית (SD-OCT)</td> <td>Bioptigen, Inc.</td><td>BPN000668</td><td>עבור in vivo הדמיה</td></tr><tr><td>Eye spears</td><td>Beaver-Visitec International, Inc.</td><td>0008685</td><td>להזרקה תוך זגוגית והדמיה in vivo</td></tr><tr><td>Flexilux 600LL מקור אור קר</td><td>Mikron</td><td>11140</td><td>להזרקה תוך זגוגית או איסוף רקמות</td></tr><tr><td>מלח נתרן פלואורסצאין</td><td>Merck KGaA</td><td>F6377-100G</td><td>להדמיה in vivo</td></tr><tr><td>יחידת פליטת גז (+ שסתום תלת כיווני כפול, מסכות פנים לעכבר וחולדה, מסנן UNOsorb)</td> <td>UNO Roestvaststaal BV</td><td>GEX 17015249</td><td>להרדמה באינהלציה</td></tr><tr><td>מזרק זכוכית, דגם 65 RN</td><td>Hamilton Company</td><td>7633-01</td><td>להזרקה תוך זגוגית</td></tr><tr><td>HRA2 אנגיוגרף רשתית (FA)</td><td>היידלברג הנדסה GmbH</td><td>Spec-KT-05488</td><td>להדמיה in vivo הדמיה</td></tr><tr><td>איזולקטין GS-IB4, Alexa Fluor 488 Conjugate</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>I21411</td><td>לתיוג כלי דם ברשתית על תושבות שטוחות</td></tr><tr><td>Ketaminol Vet 50 מ"ג/מ"ל</td><td>Intervet International BV</td><td>vnr 51 14 85</td><td>להרדמה</td></tr><tr>גז <td></td><td></td><td>חמצן רפואי</td><td>לעכברי אינדוקציה מודל מחלה</td></tr><tr><td>C57BL/6JRj</td><td>Janvier Labs</td><td></td><td>גם זנים אחרים אפשריים</td></tr><tr><td>שקופיות מיקרוסקופ</td><td>תרמו פישר מדעי</td><td>J1800AMNZ</td><td>להכנת תושבות שטוחות</td></tr><tr><td>מינימום פובידון יוד 5% (יחידה)</td> <td>Bausch & Lomb U.K Limited</td><td>vnr 24 11 304</td><td>להזרקה תוך זגוגית</td></tr><tr>גז <td></td><td></td><td>חנקן</td><td>לאינדוקציה מודל מחלה (חולדה)</td></tr> <tr><td>Oftan Chlora 10 מ"ג / גרם</td><td>Santen Pharmaceutical Co., Ltd.</td><td>vnr 55 01 11</td><td>להזרקה תוך זגוגית</td></tr><tr><td>Oftan Metaoksedrin 100 מ"ג/מ"ל</td><td>Santen Pharmaceutical Co., Ltd.</td><td>vnr 55 03 43</td><td>עבור in vivo ERG</td></tr><tr><td>Oftan Obucain 4 מ"ג/מ"ל</td><td>Santen Pharmaceutical Co., Ltd.</td><td>vnr 55 03 50</td><td>להזרקה תוך זגוגית</td></tr><tr><td>Oftan Tropicamid 5 מ"ג/מ"ל</td><td>Santen Pharmaceutical Co., Ltd.</td><td>vnr 04 12 36</td><td>עבור in vivo בקר הדמיה</td></tr><tr><td>ProOx דגם 110 O2 ותא בעלי חיים</td><td>BioSphenix, Ltd.</td><td>803</td><td>לאינדוקציה של מודל מחלה, מערכת סגורה למחצה, אופציונלי למערכת סגורה</td></tr><tr><td>בקר ProOx דגם P360 O2 ותא בעלי חיים</td><td>BioSphenix, Ltd.</td><td>538</td><td>לאינדוקציה של מודל מחלה, מערכת סגורה למחצה, אופציונלי למערכת</td></tr><tr><td>סגורה חולדות CD (SD)</td> <td>מעבדות</td><td></td> נהר צ'ארלס <td>גם זנים אחרים אפשריים</td></tr><tr><td>Revertor 5 מ"ג / מ"ל</td><td>וטרינר רפואי בריאות בעלי חיים</td><td>OY vnr 13 04 97</td><td>להיפוך הרדמה</td></tr><tr><td>סיליקה ג'ל</td><td></td><td></td><td>לבקרת לחות במהלך אינדוקציה מודל</td></tr><tr><td>Systane Ultra 10 מ"ל</td><td>אלקון</td><td>2050250 תמרו</td><td>להענקת לחות לעין</td></tr><tr><td>יחידת סיסטן אולטרה 0.7 מ"ל</td><td>אלקון</td><td>2064871</td><td>טמרו להענקת לחות לעין</td></tr><tr><td>פיפטה טרנספר</td><td>תרמו פישר סיינטיפיק</td><td>1343-9108</td><td>להכנת תושבות שטוחות</td></tr><tr><td>תנור ייבוש VENTI-Line VL 180 PRIME VWR</td><td></td><td>VL180S 170301</td><td>לייבוש סיליקה ג'ל</td></tr><tr><td>VisiScope SZT350 סטריאומיקרוסקופ</td><td>VWR</td><td>481067</td><td>להזרקה תוך זגוגית או לאיסוף רקמות</td></tr></tbody></table>

מודל רטינופתיה הנגרמת על ידי חמצן למחלות רשתית איסכמיות במכרסמים

Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

אחד המודלים הנפוצים עבור רטינופתיות איסכמיות הוא מודל רטינופתיה הנגרמת על ידי חמצן (OIR). כאן אנו מתארים פרוטוקולים מפורטים עבור אינדוקציה מודל OIR ואת הקריאות שלה הן עכברים וחולדות. neovascularization הרשתית הוא המושרה OIR על ידי חשיפת גורי מכרסמים או hyperoxia (עכברים) או לסירוגין רמות של hyperoxia והיפוקסיה (חולדות). הקריאות העיקריות של מודלים אלה הן בגודל של אזורים ניאו-וסקולריים (NV) ו- AVA (AVA) ברשתית. מודל זה preclinical in vivo יכול לשמש כדי להעריך את היעילות של תרופות אנטי אנגיוגניות פוטנציאליות או כדי לטפל בתפקיד של גנים ספציפיים אנגיוגנזה ברשתית באמצעות בעלי חיים מניפולציה גנטית. המודל יש כמה זן וריאציה ספציפית ספק אינדוקציה OIR אשר יש לקחת בחשבון בעת תכנון הניסויים.

התוצאה העיקרית של המודל היא פנוטיפ כלי הדם: גודל AVAs וכמות NV. במודל OIR של העכבר, הוואסו-השמדה מתרחש ברשתית המרכזית(איור 2A),ואילו במודל החולדה שהיא מפתחת בפריפריה, כלומר בדומה ל-ROP22 האנושי(איור 3A). הסיבה לכך היא כי מקלעת כלי הדם השטחית כבר התפתחה כאשר עכברים נחשפים hyperoxia, ואילו במודל החולדה הרשתית היא avascular בזמן אינדוקציה OIR (P0). ניאו-סקולריזציה פרה-רתית מתפתחת בסמוך לאזורים השופעים, כלומר הרשתית המרכזית בעכבר, והפריפריה ב...

רטינופתיה הנגרמת על ידי חמצן (OIR) יכולה לשמש למודל מחלות רשתית איסכמיות כגון רטינופתיה של פגות ורטינופתיה סוכרתית מתפשטת ולשמש כמודל למחקרים הוכחת הרעיון בהערכת תרופות אנטי אנגיוגניות למחלות ניאו-שריריות. OIR גורם neovascularization חזק לשחזור ברשתית שניתן לכמת.

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR ...

לאחר פיתוחו, מודל הרטינופתיה הנגרמת על ידי חמצן הפך לשימוש נרחב במחקרים פרה-קליניים של מחלות רשתית ניאו-וסקולריות. הוא שימש כמודל לחקר אנגיוגנזה פתולוגית בתגובה להיפוקסיה. היתרון העיקרי של מודל זה הוא שהוא גורם לתגובה נוירו-וסקולרית חזקה הניתנת לשחזור וניתנת לכימות בקלות.מודל זה יכול לשמש כמודל פרה-קליני לחקר ההשפעות של מועמדים טיפוליים אפשריים. הוא נחשב כמודל רלוונטי למספר מחלות אנושיות, כגון רטינופתיה של פגות, רטינופתיה סוכרתית וניוון מקולרי רטוב הקשור לגיל. רשום את משקל בעלי החיים לפני ואחרי אינדוקציה של היפוקסיה ובזמן ההקרבה.וודאו שיש מספיק מזון בתחתית הכלוב והוסיפו סודה ליים עם מחוון צבע לתחתית החדר כדי לספוג עודף פחמן דו חמצני כאשר לא משתמשים במערכת סינון. עקוב אחר הלחות והטמפרטורה בתוך החדר, תוך שמירה על הלחות בין 40 ל -65% במידת הצורך, הגדל את לחות החדר על ידי הנחת כלים עם מים בתחתית. כייל את חיישן החמצן עם אוויר רגיל בחדר ו-100% חמצן.לאחר מכן הכניסו את עכברי ה-P7 לתא והגדירו את רמת החמצן ל-75% החזיקו את העכברים בתא במשך חמישה ימים עד ל-P12, תוך ניטור החיות במהלך האינדוקציה. בסיום, הוציאו את העכברים מהתא. שקלו את החיות ועשו סימני זיהוי על הזנב או האוזן.לאחר הרדמת בעל החיים, בצע צביטה בבוהן. רפלקס קטן מקובל. שמור את החיה על כרית חימום במהלך הטיפול.השתמש במזרק זכוכית עם מחט בגודל 33 עד 34 להזרקת IVT. מרחו טיפת יוד, ואז לחצו על העפעף כלפי מטה ותפסו את גלגל העין בעזרת מלקחיים. בצע את ההזרקה אחורית ללימבוס, בערך בזווית של 45 מעלות המצביעה לכיוון עצב הראייה.שמור את המחט במקומה למשך 30 שניות לאחר הזרקת התרופה כדי למנוע ריפלוקס של התמיסה המוזרקת. בדוק את העין לאיתור סיבוכים כגון שטפי דם או נזק לרשתית לאחר הסרת המחט. יש למרוח משחה אנטיביוטית על גבי העין לאחר ההזרקה.אם תרצה, בצע הדמיה in vivo על בעלי חיים חיים במהלך תקופת המעקב כדי לתעד שינויים המתפתחים ברשתית במהלך התגובות האנגיוגניות. השתמש בטומוגרפיה קוהרנטית אופטית של תחום ספקטרלי כדי לדמיין שכבות רשתית in vivo. אסוף את עיני בעלי החיים על ידי חיתוך הרקמה סביב העין, אחיזה מאחורי גלגל העין בעזרת מלקחיים מעוקלים והרמת העין החוצה מהמסלול.דגרו על גלגלי העיניים ב-4% פרפורמלדהיד מסונן טרי למשך שעה עד ארבע שעות. יש להסיר את הקיבוע ולשטוף את גלגלי העיניים שלוש פעמים עם PBS למשך 10 דקות בכל כביסה. נתח מיד את הרשתית או אחסן אותן ב-PBS בארבע מעלות צלזיוס.הכן תושבות שטוחות ברשתית כדי לכמת את כמות הניאו-וסקולריזציה ואת גודל אזורי כלי הדם או AVAs. נתח את הרשתית תחת מיקרוסקופ סטריאו בעזרת מספריים מיקרו ומלקחיים. הנח את גלגל העין ב-PBS כדי לשמור על לחות ונקב אותו בלימבוס עם מחט בגודל 23, ואז חתוך סביב הלימבוס עם מספריים מיקרו מעוקלים כדי להסיר את הקשתית והקרנית.הנח בזהירות את קצה המספריים בין RPE לרשתית העצבית וחתוך את קומפלקס הכורואיד של RPE לכיוון עצב הראייה. עשו את אותו הדבר לצד השני של גלגל העין. לאחר מכן חתכו או קרעו בעדינות את הטישו עד שהגביעונית נחשפת.משוך את העדשה החוצה מכוס הרשתית והוסף PBS לכוס. הסר את כל כלי הדם ההיאלואידיים, הזגוגית והפסולת מבלי לפגוע ברשתית. בצע ארבעה חתכים ברשתית בעזרת מספריים מיקרו ישרים ליצירת מבנה דמוי פרח.השתמש במברשת צבע רכה או בפיפטה להעברה כדי להעביר אותה לצלחת באר לצביעה. סמן את כלי הדם ברשתית עם איזולקטין B4 אשר מכתים את פני השטח של תאי האנדותל. דגרו את הרשתית במאגר חוסם למשך שעה אחת ושטפו אותן עם 1% NGS ו-0.1% טריטון ב-TBS למשך 10 דקות.דגרו על הרשתית עם 5 עד 10 מיקרוגרם למיליליטר צבע פלואורסצנטי מצומד איזולקטין B4 למשך הלילה בארבע מעלות צלזיוס כשהוא מוגן מאור. למחרת, שטפו את הרשתית שלוש פעמים עם 1% NGS ו-0.1% טריטון ב-TBS למשך 10 דקות בכל שטיפה. הנח את הרשתית על מיקרוסקופ החלק את הרשתית הפנימית כלפי מעלה.לאחר מכן פרשו בזהירות את הרשתית בעזרת מברשת צבע רכה והסירו את כל כלי ההיאלואיד או הפסולת שנותרו. הוסף אמצעי הרכבה על גבי המדגם והנח כיסוי על גבי השקופית. אחסן את הרשתית בארבע מעלות צלזיוס מוגנת מפני אור.דמיין את התושבות השטוחות ברשתית באמצעות מיקרוסקופ פלואורסצנטי עם מטרה של פי 10. התמקדו במקלעת כלי הדם השטחית ובניאו-וסקולריזציה טרום רשתית. צור תמונת סריקת אריחים כדי ללכוד את כל הרשתית ולמזג את סריקות האריחים.כמת את התמונות על ידי מדידת ה-AVAs, אזור הניאו-וסקולריזציה ושטח הרשתית הכולל באמצעות תוכנית עיבוד תמונה. צייר את ה-AVA ואת שטח הרשתית הכולל באמצעות כלי ציור ביד חופשית ובחר את האזורים הניאו-וסקולריים באמצעות כלי בחירה. במודל הרטינופתיה הנגרמת על ידי חמצן בעכבר, מחיקת כלי הדם מתרחשת ברשתית המרכזית.בעוד שבמודל החולדה, הוא מתפתח בפריפריה בדומה ל-ROP אנושי. ניאו-וסקולריזציה קדם-רשתית מתפתחת ליד אזורי כלי הדם, במיוחד הרשתית המרכזית בעכבר והפריפריה בחולדות. ניתוח היסטולוגי באמצעות חתכים או תושבות שטוחות יכול להיעשות כדי להעריך שינויים מורפולוגיים ברשתית OIR או נוכחות של סוגי תאים מעניינים, למשל, תאים דלקתיים.לחלופין, ניתן לבצע הדמיה לא פולשנית in vivo במהלך תקופת המעקב של OIR. ניתן לדמיין כלי דם ברשתית ובהיאלואיד באמצעות אנגיוגרפיה פלואורסצאין וניתן להשתמש בטומוגרפיה קוהרנטית אופטית בתחום הספקטרלי כדי להעריך שינויים מבניים ברשתית. ניתן למדוד שינויים תפקודיים על ידי אלקטרורטינוגרפיה.Aflibercept, מלכודת VEGF מסיסה, מעכבת רה-וסקולריזציה ניאו-וסקולרית ופיזיולוגית ב-OIR. לעיני OIR שהוזרקו ב-P14 במינון גבוה של אפליברספט היו AVAs ברשתית אפילו יותר מאשר עיניים שלא טופלו, מה שמרמז על כך שאפליברספט חוסם גם רה-וסקולריזציה פיזיולוגית של הרשתית המונעת על ידי היפוקסיה. כשאתה מנסה פרוטוקול זה, זכור לשקול מראש את גודל ההמלטה המתאים לניסוי שלך ולפקח על רווחת הסכרים והגורים בתא החמצן.קחו בחשבון שעלייה במשקל לאחר הלידה משפיעה על התוצאה במודל. דגימות רשתית המתקבלות ממודל זה יכולות לשמש לשיטות אנליטיות, כגון אימונוהיסטוכימיה, ניתוח ביטוי גנים או חלבונים, ולמדידת ההשפעות של מועמדים טיפוליים פוטנציאליים על הרשתית ברמה המולקולרית.

oxygen-induced-retinopathy-model-for-ischemic-retinal-diseases

Research

JoVE Journal

Medicine

רפואה

הרשתית המכרסם כבר זמן רב מוכרת כחלון נגיש למוח. במאמר זה טכני אנו מספקים פרוטוקול אשר מעסיק את מודל העכבר של מחלת רשתית הנגרמת חמצן כדי ללמוד את המנגנונים שיובילו לכישלון של התחדשות כלי דם במערכת העצבים המרכזית, לאחר פגיעה איסכמית. המערכת המתוארת גם ניתן לרתום לבחון אסטרטגיות לקידום צמיחה מחודשת של כלי דם פונקציונליים בתוך הרשתית ומערכת העצבים המרכזית.

הערכה של כלי דם התחדשות במערכת העצבים המרכזית באמצעות רשתית העכבר

המטרה של פרוטוקול זה היא לגרום לפגיעת איסכמית photochemically לעצב הראייה האחורי בחולדה. מודל זה הוא קריטי ללימודים של הפתופיזיולוגיה של נוירופתיה אופטית איסכמית אחורית, וגישות טיפוליות לזה ונוירופתיה אופטית אחרת, כמו גם במחלות של מערכת העצבים המרכזית איסכמי אחרות.

מודל עכברוש של אחורי איסכמי אופטי נוירופתיה המושרית photochemically

מאמר זה מתאר הליך גרימת פציעה איסכמיה-רה-פרפוזיה הרשתית על ידי לחץ תוך עיני מוגבר בעכברים. פציעת איסכמיה-רה-פרפוזיה רשתית על ידי לחץ תוך עיני מוגבר משמשת מודל פתולוגיות אנושי מתאפיין חמצן שנפרץ משלוח מזין ברשתית, המאפשר לחוקרים לבחון מנגנונים הסלולר פוטנציאל וטיפולים למחל אדם של היחידה העצבה וכלי דם ברשתית.

במודל עכבר של רשתית איסכמיה reperfusion נזק ע&quot;י העלאת רמת הלחץ התוך עיני

כאן, אנו מתארים את השימוש בטומוגרפיית קוהרנטיות אופטית בתחום ספקטרלי (SD-OCT) כדי לדמיין מבנים ברשתית ובעין in vivo במודלים של ניוון רשתית, גלאוקומה, רטינופתיה סוכרתית וקוצר ראייה.

הערכות מבניות In vivo של מחלות עיניים במודלים של מכרסמים באמצעות טומוגרפיה קוהרנטית אופטית

כאן, אנו מתארים דגם עכבר של איסכמיה רשתית על ידי חסימת עורקים דו-צדדית נפוצה חולפת באמצעות תפרים פשוטים ומהדק. מודל זה יכול להיות שימושי להבנת המנגנונים הפתולוגיים של איסכמיה ברשתית הנגרמת על ידי מומים קרדיווסקולריים.

דגם מורין של פגיעה איסכמית ברשתית הנגרמת על ידי חסימת עורקים דו-צדדית משותפת חולפת

פרוטוקול זה מתאר שיטה מפורטת להכנה וצביעה אימונופלואורסצנטית של תושבות שטוחות רשתית של עכברים וניתוח. השימוש באנגיוגרפיה פלואורסצנטית פונדוס (FFA) עבור גורי עכברים ועיבוד תמונה מתוארים בפירוט גם כן.

ניטור צמיחה דינמית של כלי רשתית במודל עכבר רטינופתיה המושרה על ידי חמצן

כאן, אנו מתארים פרוטוקול אופטימלי לחסימת ורידים ברשתית באמצעות ורד בנגלי ומערכת מיקרוסקופ הדמיית רשתית מונחה לייזר עם המלצות למקסם את יכולת השחזור שלה בזנים מהונדסים גנטית.

אופטימיזציה של מודל העכבר לחסימת ורידים ברשתית כדי להגביל את השונות

מאמר זה מתאר בדיקת כתמי לציטין מבוססת וניתן לשחזור עבור כל ההכנות לרשתית ההר ואת הפרוטוקולים הנדרשים למדידה כמותית של פרמטרים וסקולריים משתנים לעתים קרובות ברטינופתיות שגשוג ולא מתרבות.

כימות של פרמטרי כלי דם ברשתיות הר שלמות של עכברים עם רטינופתיות שאינן מתרבות ושגשוגות

כאן אנו מציגים שלושה פרוטוקולי ניתוח נתונים עבור אנגיוגרפיה פלואורסצנטית (FA) וטומוגרפיה של קוהרנטיות אופטית (OCT) במחקר של חסימת ורידים ברשתית (RVO).

In vivo קריאות פגיעה בכלי דם ברשתית העכבר כדי לקדם את יכולת השחזור

פרוטוקול זה מדגמן פגיעה באיסכמיה-רפרפוזיה ברשתית בעין עכבר על ידי השראת איסכמיה ברשתית באמצעות צינורית החדר הקדמי והעלאת הלחץ התוך עיני, ולאחר מכן נורמליזציה של לחץ תוך עיני כדי להתחיל את הרפרפוזיה.

אינדוקציה של פגיעה באיסכמיה-רפרפוזיה ברשתית במודל עין עכבר

למדו את מודל רטינופתיה הנגרמת על ידי חמצן (OIR) למחלות רשתית איסכמיות במכרסמים. שיטה זו מאפשרת חקר אנגיוגנזה פתולוגית והערכת תרופות אנטי-אנגיוגניות בדגם קליני רלוונטי.

מודל רטינופתיה הנגרמת על ידי חמצן למחלות רשתית איסכמיות במכרסמים

גלה סרטונים נוספים