Name: השראת אוטם שריר הלב ופגיעה באיסכמיה של שריר הלב בעכברים (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-01-19T13:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 28 s
Description: למד שיטה מדויקת ליצירת מודל אוטם שריר הלב בעכברים באמצעות קשירת העורק הכלילי היורד הקדמי. פרוטוקול זה מקצר את משך ההליך, מאפשר שליטה בגודל האוטם ומשפר את שרידות העכברים.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

עבודה זו נתמכה על ידי הקרן הלאומית למדעי הטבע של סין (82070317, 81700390 לג'יבין לין, 8210021880 לבינג'יה LV ו-82000428 לבויואן וואנג) ותוכנית המו"פ הלאומית של סין (2017YFA0208000 לשאולין הא).

מחקרים בבעלי חיים אושרו על ידי הוועדה לטיפול וניצול בעלי חיים של אוניברסיטת Huazhong למדע וטכנולוגיה (ווהאן, סין).
הערה: עכברי C57BL/6J זכרים (8-10 שבועות) משמשים כמודלים. לעכברים יש גישה חופשית למזון ומים והם מגודלים בתנאים ספציפיים ללא פתוגנים. החדר נשמר תחת טמפרטורה מבוקרת (22 ° C ± 2 ° C) ולחות (45%-65%). עכברים נחשפים לסביבה בהירה / כהה של 12 שעות במתקן לטיפול בבעלי חיים של בית הספר לרפואה טונג'י (ווהאן, סין) על פי ההנחיות שנקבעו על ידי מוסד זה. השתמש במכשירים מיקרוכירורגיים סטריליים ובציוד כירורגי. כפפות כירורגיות ומסכות נדרשות לאורך כל ההליך. תהליך העבודה הניסיוני מוצג באיור 1A.
1. הכנה טרום ניתוחית
<ol><li>השתמשו בשולחן ניתוחים מלבני (OT) עם כרית חימום שחוממה מראש (37°C) לאורך כל ההליך הכירורגי (איור 1B). יש לחטא את הלוח באור אולטרה סגול ו-70% אלכוהול לפני תחילת ההליך.</li>
	<li>לשקול את כל העכברים במדויק כדי לחשב את המינון של תרופות הרדמה הדרושות. לאחר מכן, הרדימו את העכברים עם קטמין (80 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (10 מ"ג/ק"ג) באמצעות הזרקה תוך צפקית. ודא עומק הרדמה מתאים על ידי היעדר רפלקס נסיגה לצביטה בבוהן ורפלקסים מצמוץ.</li>
	<li>הניחו את העכבר שכיבה על OT עם גזה מתחת לראש כדי למנוע התחממות יתר של העיניים. החל משחה אופתלמית על העיניים כדי למנוע מהם להתייבש.</li>
	<li>מגלחים את הפרווה על החזה השמאלי עם סכין גילוח חשמלי. יש להשתמש בקרם להסרת פרווה על בית החזה המגולח מראש ולעסות באופן שווה עם צמר גפן סטרילי למשך ~1 דקות. נגבו את עודפי הפרווה הרופפת עם גזה.</li>
	<li>השתמש povidone-יוד, ואחריו 70% אלכוהול כדי לנקות את האזור. מכסים את בית החזה בגזה.</li>
	<li>השתמש בתפר 4-0 מתחת לשיניים החותכות העליונות וחבר אותו לנקודת העיגון (קרוב לקצה ה- OT מעל האף) כדי לשמור על הפה פתוח מעט ולהקל על הקנולציה.</li>
	<li>משוך את הזנב כדי לשמור על גוף ישר, וחבר את הזנב ל- OT באמצעות סרט הדבקה. הדקו את ארבעת הגפיים והדקו אותן על נקודות העוגן האחרות. חשוב לציין, לא למתוח יתר על המידה את הגפיים הקדמיות; אחרת, עלולה להתרחש פגיעה נשימתית.</li>
	<li>השתמש במלקחיים ומלקחיים מעוקלים כדי לפתוח את הלסת ולהרים את הלשון. השתמש מאיר כדי לדמיין בבירור את הגרון ואת glottis.</li>
	<li>הכנס צינורית 22-G בעדינות עם מחט קהה וקטועה לתוך קנה הנשימה דרך הפה ~ 1-cm במורד הגרון. השתמש ביד אחת כדי להחזיק את הלשון, להזיז אותה מעט כלפי מעלה עם מלקחיים קהה, ובמקביל להשתמש ביד השנייה כדי להחדיר בעדינות את הצינור לתוך קנה הנשימה. היזהר לא להכניס את הצינור לתוך הוושט.</li>
	<li>הסר את המחט בעדינות. בדוק את האינטובציה על ידי הכנסת הצינור למים להיווצרות בועות לפני החיבור למכונת ההנשמה.</li>
	<li>חבר את הצינור האנדוטרכאלי למכונת הנשמה המוגדרת ל-120/min ונפח הגאות מותאם ל-250 μL. הערה: הגדרת מכונת ההנשמה מותאמת לפי משקל הגוף (באופן כללי, משקל גוף גבוה יותר דורש נפח גאות גבוה יותר).</li>
	<li>יש לוודא אינטובציה על ידי בדיקת הרחבת חזה סימטרית דו צדדית. לאחר מכן, החיבור מקובע ל- OT עם סרט כדי למנוע את נפילת הצינור.</li>
	<li>הניחו אלקטרודות אק"ג על הכפות וחברו אותן לרשמקול האק"ג. עקוב אחר אלקטרופיזיולוגיה של הלב לאורך כל ההליך.</li>
</ol>2. Thoracotomy
<ol><li>הסר את הגזה על בית החזה. יש לחטא שוב עם 70% אלכוהול לאזורי החתך באמצעות שלושה מחזורי קרצוף. לאחר מכן, לכסות את העכבר עם וילון כירורגי סטרילי עם חור מעל שדה הניתוח כדי להפחית את הזיהום של אתר הניתוח.</li>
	<li>בצע חתך עור אלכסוני (0.8-1.0 ס"מ) לאורך קו אמצע הרחם השמאלי עם אזמל סטרילי.</li>
	<li>בצע דיסקציה קהה של רקמות תת עוריות כדי לחשוף את הצלעות שמתחת. היזהר לא לפגוע בכלי דם, צלעות וריאות. עצור את הדימום באמצעות אפליקטורים כותנה סטרילית.</li>
	<li>לזהות ולבצע חתך של כ 6-8 מ"מ בחלל intercostal השלישי. לאחר מכן, לבצע דיסקציה קהה של רקמות בחלל בין החוף כדי לפתוח את חלל החזה. היזהר לא לפגוע בעורק החזה הפנימי.</li>
	<li>השתמש במלקחיים כדי להקיף את החלל הבין-קוסטלי. הכניסו מסירים תוצרת בית מעוקרים מראש (איור 1C) לכלוב הצלעות ומשכו לאחור כדי לפזר את החתך לרוחב ~6 מ"מ. חבר את המשחזרים ל- OT באמצעות גומיות.</li>
	<li>הסר את הרקמות שמסביב בזהירות כדי לחשוף את הלב במלואו. משוך את קרום הלב בעדינות עם מלקחיים מעוקלים מבלי לפגוע בלב. עכשיו נוף ברור של הלב זמין.</li>
</ol>3. קשירת LAD
הערה: ה-LAD מופיע כקו אדום דק העובר בניצב מקרוב לקודקוד ומטה דרך החדר השמאלי. ה- LAD הוא בצבע אדום בהיר, אז היזהר לא לטעות בו לווריד. בדרך כלל, אתר הקשירה הוא ~ 1-2 מ"מ מתחת לאוריקל השמאלי. תנוחת קשירה זו תייצר כ-40%-50% מהאיסכמיה בחדר השמאלי. מיקום גבוה יותר ייצור אזור אוטם נרחב יותר. אתר דיסטלי יותר ייצור אזור אוטם קטן יותר.
<ol><li>השתמש במיקרוסקופ מנתח וכוון אור ממוקד ומתאים להדמיית LAD. לחץ בעדינות על האתר מתחת לתנוחת הקשירה שנבחרה כדי להגדיל את ה- LAD באופן זמני (≤5 שניות בכל פעם). בדוק מחדש את LAD בדרך זו.</li>
	<li>השתמש במחט מחודדת (3/8, 2.5 x 5) כדי להעביר 8-0 ליגטורת משי מתחת ל-LAD תחת מיקרוסקופ מנתח. היזהר עם עומק המחט: לא עמוק מדי כדי להיכנס לחדר השמאלי ולא רדוד מדי כדי למנוע פגיעה LAD.</li>
	<li>לקשור את הרצועה עם קשר כפול רופף. קוטר הלולאה הוא כ 2-3 מ"מ.</li>
	<li>מניחים צינור PE-10 בקוטר 2-3 מ"מ בלולאה מקבילה לעורק.</li>
	<li>הדקו את לולאת הרצועה בעדינות עד שהיא סביב העורק והצינורית. לאחר מכן, אבטח את הלולאה באמצעות slipknot. היזהר לא לפגוע בקיר שריר הלב עם לחץ הידוק מוגזם. הערה: קשירה אינה מתבצעת עבור קבוצת ניתוח דמה.</li>
	<li>לאשר הפסקת זרימת הדם ב- LAD: שימו לב לצבע חיוור יותר בקיר הקדמי של ה- LV לאחר הקשירה. בנוסף, העלאת ST משמעותית תוך מספר פעימות לב מצביעה גם על חסימה16. אם נדרשת קשירה קבועה (למשל, MI), הסר את צינור PE-10 וקשר את ה- LAD ישירות עם קשר. חדש את ההליך הנותר כמתואר בשלב 4.3 להלן.</li>
	<li>הסר את המסירים מהחתך. לאחר מכן, סגור את הפצע באופן זמני עם מהדק בולדוג. משך האיסכמיה הוא על פי תכנון הניסוי. ודא שהעכבר ממשיך להיות מחובר למכונת ההנשמה.</li>
</ol>4. רפרפוזיה
<ol><li>כאשר תקופת האיסכמיה מסתיימת, להסיר את מהדק בולדוג ולהכניס את retractors שוב כדי לפתוח את החתך ולחשוף את הלב (במיוחד את אתר הקשירה).</li>
	<li>התירו את החלקה והסירו את צינור PE-10. אשר את שיקום זרימת הדם בשלב זה על ידי התבוננות בשינוי הצבע בחזרה לוורוד-אדום תוך 20 שניות. במקביל, התבוננו היטב באק"ג: פירוק פוטנציאלי של ST-elevation מצביע גם הוא על רפרפוזיה.</li>
	<li>עזבו את ה-8-0 ligature in situ עבור צביעת אוונס-כחול ו- TTC הבאים. במקרים אחרים, הסר את התפר בשלב זה.</li>
	<li>מוציאים את החוזרים וסוגרים את החתך על ידי תפירת הצלעות השלישית והרביעית בתפר ניילון 4-0. היזהר לא לפגוע בריאה. דחפו החוצה את האוויר שעלול להילכד בחלל החזה על ידי לחיצה עדינה על החזה תוך כדי קשירת קשרי התפרים.</li>
	<li>סגור את שכבות השריר עם תפרים רציפים. סגור את העור בתפר ניילון 4-0; תפרים רציפים ותפרים קטועים מקובלים.</li>
</ol>5. טיפול לאחר הניתוח
<ol><li>התבונן בעכבר בזהירות עבור סימני התאוששות מהרדמה, למשל, תנועה של הזנב או שפם. לאחר מכן, העכבר בדרך כלל חוזר דפוס נשימה רגיל עם קצב נשימה של סביב 150 bpm. להוציא את העכבר על ידי הסרת הצינור לאט.</li>
	<li>עקוב אחר העכבר למשך 3-5 דקות נוספות כדי לוודא שאין מצוקה נשימתית.</li>
	<li>מתן 100 μL של buprenorphine (0.1 מ"ג / מ"ל, s.c.) לאחר העכבר מתחיל לנשום. במשך 24 השעות הבאות, לספק מנה נוספת כל 4-6 שעות. לספק איבופרופן כהקלה נוספת בכאב במי השתייה כתמיסה של 0.2 מ"ג / מ"ל במשך יומיים לפני ו -≤7 ימים לאחר הניתוח.</li>
	<li>שמור על חום העכברים והפחת את הסיכון לתמותה באמצעות שמיכות בידוד תרמי מכיוון שעכברים נוטים להיפותרמיה לאחר ההרדמה.</li>
</ol>6. אימות לאחר ההליך
<ol><li>בדיקת טרופונין-T<ol><li>אספו דגימות דם מהמקלעים הרטרואורביטליים ובודדו את הסרומים באמצעות צנטריפוגה (3,000 × גרם, 10 דקות, טמפרטורת החדר).</li>
		<li>לדלל 20 μL של סרום ל 100 μL עם תמיסת מלח עבור בדיקת troponin-T. אחסןאת שאר הדגימות ב -80 ° C.</li>
		<li>זהה את Troponin T (cTnT באמצעות ערכה מסחרית בהתאם להוראות היצרן.</li>
	</ol></li>
	<li>אולטרסאונד לב הערה: אולטרסאונד לב משמש להערכת תפקוד הלב והפרעות בתנועת הקיר בשלבים שונים לפני ואחרי הניתוח על פי תכנון הניסוי17,18. נמדדים פרמטרים שונים כגון עובי דופן החדר, נפח החדר, קוטר חלל החדר, מקטע פליטה ומקטע קיצור ציר קצר.<ol><li>מרדימים את העכברים עם קטמין (80 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (10 מ"ג/ק"ג) באמצעות הזרקה תוך צפקית.</li>
		<li>לגלח את החזה עם סכין גילוח חשמלי. יש להשתמש בקרם להסרת פרווה ולעסות באופן שווה. נגבו את עודפי הפרווה הרופפת עם גזה.</li>
		<li>הניחו את העכבר על ה-OT ואבטחו את ארבעת הגפיים בעזרת סרט הדבקה.</li>
		<li>מקם את בדיקת האולטרסאונד (30 MHz) על האזור הקדמי של הלב ב ~ 30° לחזה. הגשושית בהשקפה זו מיושרת עם הציר הארוך של הלב. הגדר את האולטרסאונד במצב B; ניתן לזהות בבירור את החדר השמאלי, אטריום שמאלי, המסתם המיטרלי ואבי העורקים העולה. השתמש בלכידת וידאו כדי להשיג נתונים לניתוח הבא.</li>
		<li>על ידי סיבוב המתמר ב-90 מעלות בכיוון השעון, קבל מבט על הציר הקצר של עצם החזה ברמת השרירים הפפילריים כדי לזהות בבירור את החדר השמאלי והימני. לאחר מכן השתמש ב- B-Mode וב- M-Mode כדי להעריך את תפקוד הלב ואת המורפומטריה.</li>
		<li>חשב את הקוטר הדיאסטולי של החדר השמאלי (Dd), הקוטר הסיסטולי הסופי (Ds) ועובי המחיצה הבין-חדרית על-ידי ציון המיקום המתאים בתמונות האולטרסאונד. הערה: ההתקן יחשב ידנית נפח דיאסטולי קצה חדר שמאלי (LVEDV) ונפח סיסטולי קצה (LVESV). כמו כן, המכונה תחשב את הערכים עבור קיצור שברים (FS) ושבר פליטה (EF) באמצעות נוסחאות FS = (Dd-Ds)/Dd × 100% ו- EF= (LVEDV-LVESV)/LVEDV ×- 100%. בחר חמישה מחזורי לב רצופים וקבל את הערכים הממוצעים שלהם.</li>
	</ol></li>
	<li>מדידת גודל אוטם שריר הלב הערה: צביעת Evans-Blue/TTC משמשת למדידת גודל האוטם מכיוון שהיא יכולה להעריך את כדאיות הרקמה19. מומלץ להכתים תוך 72 שעות מרגע הרפרפוזיה מכיוון שהצלקת תתכווץ. שלב זה מבוצע לאחר המתת חסד החיה עם 200 מ"ג / ק"ג נתרן pentobarbital באמצעות הזרקה intraperitoneal.<ol><li>חשוף את הלב שוב לאחר ההליכים הקודמים משלבים 2.2-2.5. לאחר מכן, יש לקשר מחדש את ה-LAD באתר הראשוני שאומת על ידי התפר שהוזכר בשלב 4.3 בתום משך הרפרפוזיה הרצוי.</li>
		<li>לערבב את אבי העורקים ולאחר מכן לנקב את הלב עם 0.3 מ"ל של 1% אוונס כחול פתרון. שריר הלב של האזור הלא איסכמי מוכתם בכחול. לאחר זילוח, להסיר את הלב במהירות על ידי חיתוך אבי העורקים עם מספריים.</li>
		<li>לאחר מכן, שטפו את הלב בתמיסת KCl (30 mM) כדי לעצור את הלב מלפעום. יש לאחסן בטמפרטורה של -20°C למשך ≥4 שעות לאחר הסרת רקמת השומן שמסביב.</li>
		<li>חותכים את הלב בכיוון הרוחבי לחמש פרוסות עובי 1 מ"מ באמצעות אזמל חד. שוקלים את הפרוסות ואז דוגרים עליהן עם 2% TTC למשך 40 דקות ב-37°C. הערה: לאחר הדגירה, אזורי האוטם מסומנים כלבנים, בעוד שרקמות קיימא באזורים שאינם אוטם נשארות אדומות.</li>
		<li>קבעו את הפרוסות עם 4% פורמלדהיד למשך הלילה. הערה: פעולה זו תשפר את הניגודיות בין אזור האוטם לאזור שאינו אוטם. זה גם יכווץ את הפרוסות.</li>
		<li>צלמו את הפרוסות במצלמה דיגיטלית. לאחר מכן, חשב את האזור בסיכון (AAR), אזור אוטם ואזור לא איסכמי באמצעות תוכנת גרפיקה. הערה: לאחר צביעה כפולה של Evans-Blue/TTC, האזור הכחול הוא האזור ה"רגיל". האזורים הנותרים (כולל לבן ואדום) הם אזורי "סיכון איסכמיה": האזור הלבן הוא אזור אוטם שריר הלב (IA), והאזור האדום הוא האזור האיסכמי (אך לא אוטם). אם ניקח בחשבון את חוסר העקביות של גדלים של פרוסות לב, התוצאות מותאמות למשקל. להקצות: A1-A5 עבור אזור אוטם / אזור פרוסת הלב; B1-B5 עבור אזור שאינו אזור אוטם / אזור פרוסת הלב; W1-W5 למשקל פרוסת הלב. ולאחר מכן: משקל כולל של שריר הלב האוטם: W1 × A1 + W2 × A2 + W3 × A3 + W4 × A4 + W5 × A5; משקל כולל של שריר הלב שאינו אוטם: W1 × B1 + W2 × B2 + W3 × B3 + W4 × B4+ W5 × B5; משקל כולל של AAR = (W1 + W2 + W3 + W4 + W5) - (W1 × A1 + W2 × A2 + W3 × A3 + W4 × A4 + W5 × A5) סוף סוף: אזור איסכמיה שריר הלב מחושב כאחוז AAR בחדר השמאלי: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/63257/63257eq01v2.jpg"> אזור אוטם שריר הלב מחושב כאחוז IA ב- AAR: <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/63257/63257eq02v2.jpg"></li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Reed, G. W., Rossi, J. E., Cannon, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Acute myocardial infarction.</a> Lancet. 389 (10065), 197-210 (2017).</li>
<li>Ibanez, B., Heusch, G., Ovize, M., Van de Werf, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolving+therapies+for+myocardial+ischemia%2Freperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Evolving therapies for myocardial ischemia/reperfusion injury.</a> Journal of the American College of Cardiology. 65 (14), 1454-1471 (2015).</li>
<li>Bryda, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mighty+mouse%3A+The+impact+of+rodents+on+advances+in+biomedical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Missouri+Medicine%22%5BJournal%5D)">The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research.</a> Missouri Medicine. 110 (3), 207-211 (2013).</li>
<li>Kim, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+closed-chest+model+of+myocardial+ischemia+and+reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (65), e3896(2012).</li>
<li>Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+myocardial+ischemia-reperfusion+injury+through+ligation+of+the+left+anterior+descending+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (86), e51329(2014).</li>
<li>Xu, Z., McElhanon, K. E., Beck, E. X., Weisleder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+myocardial+ischemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury.</a> Methods in Molecular Biology. 1717, 145-153 (2018).</li>
<li>Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Permanent+ligation+of+the+left+anterior+descending+coronary+artery+in+mice%3A+a+model+of+post-myocardial+infarction+remodelling+and+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (94), e52206(2014).</li>
<li>Reichert, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+left+anterior+descending+%28LAD%29+coronary+artery+ligation%3A+An+improved+and+simplified+model+for+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: An improved and simplified model for myocardial infarction.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (122), e55353(2017).</li>
<li>Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+myocardial+infarction+model+using+permanent+ligation+of+left+anterior+descending+coronary+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e59591(2019).</li>
<li>Li, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardioprotective+effects+of+Puerarin-V+on+isoproterenol-induced+myocardial+infarction+mice+is+associated+with+regulation+of+PPAR-Y%2FNF-Kappa+B+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Molecules%22%5BJournal%5D)">Cardioprotective effects of Puerarin-V on isoproterenol-induced myocardial infarction mice is associated with regulation of PPAR-Y/NF-Kappa B pathway.</a> Molecules. 23 (12), 3322(2018).</li>
<li>Vanden Bos, E. J., Mees, B. M., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+model+of+cryoinjury-induced+myocardial+infarction+in+the+mouse%3A+A+comparison+with+coronary+artery+ligation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%3A+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: A comparison with coronary artery ligation.</a> American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), 1291-1300 (2005).</li>
<li>Wang, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+cryoinjury+model+to+study+myocardial+infarction+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">A cryoinjury model to study myocardial infarction in the mouse.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (151), e59958(2019).</li>
<li>Brooks, W. W., Garibaldi, B. A., Conrad, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+injury+in+the+mouse+induced+by+transthoracic+cauterization%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Myocardial injury in the mouse induced by transthoracic cauterization.</a> Laboratory Animal Science. 48 (4), 374-378 (1998).</li>
<li>Tao, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preclinical+modeling+and+multimodality+imaging+of+chronic+myocardial+infarction+in+minipigs+induced+by+novel+interventional+embolization+technique%5BTitle%5D)+AND+%22EJNMMI+Research%22%5BJournal%5D)">Preclinical modeling and multimodality imaging of chronic myocardial infarction in minipigs induced by novel interventional embolization technique.</a> EJNMMI Research. 6 (1), 59(2016).</li>
<li>Gao, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+efficient+model+of+coronary+artery+ligation+and+myocardial+infarction+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse.</a> Circulation Research. 107 (12), 1445-1453 (2010).</li>
<li>Scofield, S. L., Singh, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confirmation+of+myocardial+ischemia+and+reperfusion+injury+in+mice+using+surface+pad+electrocardiography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (117), e54814(2016).</li>
<li>Gnyawali, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-frequency+high-resolution+echocardiography%3A+First+evidence+on+non-invasive+repeated+measure+of+myocardial+strain%2C+contractility%2C+and+mitral+regurgitation+in+the+ischemia-reperfused+murine+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">High-frequency high-resolution echocardiography: First evidence on non-invasive repeated measure of myocardial strain, contractility, and mitral regurgitation in the ischemia-reperfused murine heart.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (41), e1781(2010).</li>
<li>Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+echocardiography+and+ultrasound+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Murine echocardiography and ultrasound imaging.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (42), e2100(2010).</li>
<li>Shibata, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adiponectin+protects+against+myocardial+ischemia-reperfusion+injury+through+AMPK-+and+COX-2-dependent+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Adiponectin protects against myocardial ischemia-reperfusion injury through AMPK- and COX-2-dependent mechanisms.</a> Nature Medicine. 11 (10), 1096-1103 (2005).</li>
<li>Anderson, J. L., Morrow, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Acute myocardial infarction.</a> New England Journal of Medicine. 376 (21), 2053-2064 (2017).</li>
<li>Frank, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+ischemia+reperfusion+injury%3A+From+basic+science+to+clinical+bedside%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Cardiothoracic+and+Vascular+Anesthesia%22%5BJournal%5D)">Myocardial ischemia reperfusion injury: From basic science to clinical bedside.</a> Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 16 (3), 123-132 (2012).</li>
<li>Mares, R. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+the+innate+immune+response+to+myocardial+infarction+in+a+highly+efficient+experimental+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Romanian+Journal+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Studying the innate immune response to myocardial infarction in a highly efficient experimental animal model.</a> Romanian Journal of Cardiology. 31 (3), 573-585 (2021).</li>
<li>Fernandez, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+coronary+arteries+of+the+C57bl%2F6+mouse+strains%3A+Implications+for+comparison+with+mutant+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Anatomy%22%5BJournal%5D)">The coronary arteries of the C57bl/6 mouse strains: Implications for comparison with mutant models.</a> Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).</li>
<li>Zhang, R., Hess, D. T., Reynolds, J. D., Stamler, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemoglobin+S-nitrosylation+plays+an+essential+role+in+cardioprotection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Hemoglobin S-nitrosylation plays an essential role in cardioprotection.</a> Journal of Clinical Investigation. 126 (12), 4654-4658 (2016).</li>
<li>Sorop, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+animal+models+of+coronary+microvascular+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Experimental animal models of coronary microvascular dysfunction.</a> Cardiovascular Research. 116 (4), 756-770 (2020).</li>
<li>Sicard, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Right+coronary+artery+ligation+in+mice%3A+A+novel+method+to+investigate+right+ventricular+dysfunction+and+biventricular+interaction%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%3A+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Right coronary artery ligation in mice: A novel method to investigate right ventricular dysfunction and biventricular interaction.</a> American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 316 (3), 684-692 (2019).</li>
<li>Chen, J., Ceholski, D. K., Liang, L., Fish, K., Hajjar, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variability+in+coronary+artery+anatomy+affects+consistency+of+cardiac+damage+after+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%3A+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Variability in coronary artery anatomy affects consistency of cardiac damage after myocardial infarction in mice.</a> American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 313 (2), 275-282 (2017).</li>
<li>Kato, R., Foex, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+protection+by+anesthetic+agents+against+ischemia-reperfusion+injury%3A+An+update+for+anesthesiologists%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Myocardial protection by anesthetic agents against ischemia-reperfusion injury: An update for anesthesiologists.</a> Canadian Journal of Anaesthesia. 49 (8), 777-791 (2002).</li>
</ol>

המחברים מצהירים כי אין ניגוד עניינים.

בשנים האחרונות, יצירת מודלים עבור MI ו- MIRI במחקר קליני ומדעי התפתחה במהירות20,21. עם זאת, יש עדיין כמה שאלות, כגון מנגנוני הפעולה וכיצד לשפר MI / MIRI, כי יש לפתור. כאן מתואר פרוטוקול שונה להקמת מודל מורין של MI ו- MIRI. יש לשקול בזהירות מספר נקודות מפתח.
נקודת המפתח הראשונה היא אינטובציה אנדוטרכאלית. חלק מההליכים6,9 כוללים חתך של עור צוואר הרחם, הפרדת רקמות, ואחריו חשיפה של ...

אוטם חריף של שריר הלב (AMI) היא מחלה קרדיווסקולרית נפוצה ברחבי העולם ונושאת תמותה גבוהה1. ההתקדמות בטכנולוגיות הופכת רה-וסקולריזציה מוקדמת ויעילה לזמינה עבור חולי AMI. לאחר טיפולים אלה בחלק מהחולים, פגיעה איסכמיה שריר הלב (MIRI) יכולה להתרחש2. לכן, יש חשיבות רבה להבנת מנגנוני הפעולה וכיצד לשפר את MI/MIRI. עכברים נמצאים בשימוש נרחב כמודלים בגלל עלותם הנמוכה, זמן הרבייה המהיר שלהם והקלות לביצוע שינויים גנטיים3. חוקרים פיתחו שיטות שונות למדל MIRI ו-MI בבעלי חיים 4,5,6,7,8,9. אסטרטגיה זו מקדמת מחקר, אך הקריטריונים והשיטות השונות הננקטים מסבכים את פרשנות התוצאות בקרב צוותי המחקר.
בעכברים, MI נגרם על ידי isoproterenol 10, cryoinjury 11,12, או צריבה 13. MI יכול להיגרם בקלות על ידי isoproterenol, אבל התהליך הפתופיזיולוגי שונה מזה של MI קליני. MI המושרה Cryoinjury יש עקביות ירודה, מעורר נזק שריר הלב מוגזם סביב העורק הכלילי היורד הקדמי השמאלי (LAD), והוא יכול בקלות לגרום הפרעות קצב. MI המושרה על ידי צריבה שונה למדי מהתהליך הטבעי של אוטם שריר הלב, והתגובה הדלקתית באזור השריפה אינטנסיבית יותר; בנוסף, לגישה הניתוחית יש קשיים טכניים. יתר על כן, ישנן מעבדות14 המפתחות מודל MI במיני-חזירים באמצעות חסימת בלונים או אמבוליזציה או שיטת פקקת באמצעות טכניקה התערבותית. כל השיטות הללו יכולות לגרום לחסימת עורקים כליליים ישירות, אך הצורך במכשירי אנגיוגרפיה כלילית, ומעל לכל, העורקים הכליליים הדקים מדי של העכבר הופך פעולות אלה ללא מעשיות. עבור MIRI, ההבדלים בין דגמים שונים היו צנועים למדי, כגון שימוש במכונות הנשמה / מיקרומניפולציה או לא 5,6.
כאן מתוארת שיטה פשוטה ואמינה שיכולה לגרום ל-MI ולמודל MIRI, המותאם משיטות 4,5,6,7,8,9,15 שפורסמו בעבר. שיטה זו יכולה לדמות תהליכים פתופיזיולוגיים על ידי חסימה ישירה של LAD באמצעות קשירה. יתר על כן, על ידי הקלה על הקשירה, מודל זה יכול גם לדמות פגיעה רפרפוזיה. בפרוטוקול זה, מיקרוסקופ מנתח משמש להדמיית LAD. לאחר מכן, החוקר יכול לזהות את LAD בקלות. לאחר מכן, קשירה מדויקת של LAD מובילה לחסימת דם ניתנת לשחזור וצפויה ולאיסכמיה חדרית. יתר על כן, שינויים אלקטרוקרדיוגרפיה (ECG) ניתן להשתמש כדי לאשר איסכמיה ו reperfusion בנוסף לשינויי צבע של LAD שנצפו תחת מיקרוסקופ. אסטרטגיה זו מובילה למשך הליך קצר יותר, סיכון נמוך יותר לסיבוכים כירורגיים ופחות עכברי ניסוי הדרושים. כמו כן מתוארות השיטות לבדיקת טרופונין-T, אולטרסאונד לב וצביעה של טריפניל טטרזוליום כלוריד (TTC). בסך הכל, פרוטוקול זה שימושי למחקרים של מנגנון MI/MIR, כמו גם לגילוי תרופות.

<table><tbody><tr><td>0.9% תמיסת נתרן כלורי</td><td>קבוצת התעשייה קלון, סין-4</td><td></td><td></td></tr><tr><td>% תמיסת קיבוע פרפורמלדהיד</td><td>Servicebio, סין</td><td>G1101-4-0</td><td></td></tr> <tr><td>תפר משי</td><td>שנחאי פודונג ג'ינהואן מוצרים רפואיים, סין</td><td>C412-8-0</td><td></td></tr> <tr><td>תפר</td><td>שנחאי פודונג ג'ינהואן מוצרים רפואיים, סין</td><td>H801-בופרנורפין</td><td></td></tr><tr><td></td><td>IsoReag, סין</td><td>IR-11190-מצלמה</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Canon, יפן</td><td>EOS 80D-קרם</td><td></td></tr> <tr><td>אפילציה</td><td>Veet,</td> <td>צרפתי-Elecsys</td><td></td></tr> <tr><td>Troponin T hs STAT</td><td>Roche, גרמניה-אימונואנלייזר</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>זוהר אלקטרוכימי</td><td>Roche, גרמניה</td><td>Elecsys 2010-Evans</td><td></td></tr> <tr><td>blue</td><td>Sigma, America</td><td>E2129</td><td>- </td></tr><tr><td>מספריים לעיניים</td><td>שנחאי מכשירים רפואיים, סין</td><td>JC2303-מלקחיים</td><td></td></tr> <tr><td>המוסטטיים</td><td>שנחאי מכשירים רפואיים, סין</td><td>J31020-מערכות</td><td></td></tr> <tr><td>הדמיה בתדר גבוה in vivo</td><td>Visualsonics, קנדה</td><td>Vevo2100-Ibuprofen</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>PerFeMiKer, סין</td><td>CLS-12921-קטטר</td><td></td></tr> <tr><td>תוך ורידי</td><td>Introcan, גרמניה</td><td>4254090B-קטמין</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>סיגמא-אולדריץ', אמריקה</td><td>&nbsp; K2753-אלכוהול</td><td></td></tr> <tr><td>רפואי</td><td>Huichang, סין-מחזיקי</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>מיקרו-מחטים</td><td>שנחאי מכשירים רפואיים, סין</td><td>WA2040-מזמרה</td><td></td></tr> <tr><td>מיקרוסקופית</td><td>שנחאי מכשירים רפואיים, סין</td><td>WA1040-מלקחיים</td><td></td></tr> <tr><td>מיקרוכירורגיים</td><td>שנחאי מכשירים רפואיים, סין</td><td>WA3020-אלקטרוקרדיוגרף</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>עכברTechman, סין</td><td>BL-420F-מחזיקי</td><td></td></tr> <tr><td>מחט</td><td>שנחאי מכשירים רפואיים, סין</td><td>JC3202-רצפת</td><td></td></tr> <tr><td>הפעלה</td><td>צ'יקו, סין</td><td>ZK-HJPT-PE-10</td><td></td></tr> <tr><td>צינור</td><td>Huamei,</td> סין-Pentobarbital <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Merck, אמריקה</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>1030001-מאוורר מכרסמים</td><td>שנחאי Alcott Biotech, סין</td><td>ALC-V8S-P</td><td>-</td></tr><tr><td>מיקרוסקופ סטריאו</td><td>Aomei Industry, סין</td><td>SZM0745-STL3-T3-כרית</td><td></td></tr> <tr><td>חימום תרמוסטטית כירורגית</td><td>Globalebio, סין</td><td>GE0-20W-Triphenyltetrazolium</td><td></td></tr> <tr><td>chloride</td><td>Servicebio, סין</td><td>G1017-Xylazine</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Huamaike ביוכימיה ומחקר מדעי החיים, סין</td><td>323004</td><td>-</td></tr></tbody></table>

השראת אוטם שריר הלב ופגיעה באיסכמיה של שריר הלב בעכברים

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

אוטם שריר הלב חריף הוא מחלה קרדיווסקולרית נפוצה עם תמותה גבוהה. פגיעה בזילוח שריר הלב יכולה לנטרל את ההשפעות המועילות של זרימת הלב מחדש ולגרום לפגיעה משנית בשריר הלב. מודל פשוט וניתן לשחזור של אוטם שריר הלב ופגיעה באיסכמיה של שריר הלב הוא כלי טוב לחוקרים. כאן מתוארת שיטה הניתנת להתאמה אישית ליצירת מודל אוטם שריר הלב (MI) ו- MIRI על ידי קשירה מדויקת של העורק הכלילי היורד הקדמי השמאלי (LAD) באמצעות מיקרומניפולציה. מיקום ליגטורה מדויק וניתן לשחזור של LAD מסייע להשיג תוצאות עקביות עבור פגיעה בלב. שינויים במקטע ST יכולים לסייע בזיהוי דיוק הדגם. רמת הסרום של טרופונין T (cTnT) בסרום משמשת להערכת הפגיעה בשריר הלב, אולטרסאונד לב משמש להערכת תפקוד שריר הלב, וצביע כלוריד אוונס-בלו / טריפניל טטרזוליום משמש למדידת גודל אוטם. באופן כללי, פרוטוקול זה מקצר את משך ההליך, מבטיח גודל אוטם נשלט ומשפר את הישרדות העכבר.

תהליך העבודה הניסיוני מוצג באיור 1A. החוקר יכול לתזמן את צמתי הזמן בהתאם לתכנון הניסוי עם תחילת המחקר. משך קשירת LAD הוא בהתאם למטרת המחקר. עבור MI, המחקר יכול להתעלם משלב הרפרפוזיה. אולטרסאונד לב זמין בשלבים שונים של המחקר מכיוון שהוא אינו פולשני, בעוד צביעת אוונס-בלו / TTC יכולה להתבצע רק כאשר העכבר מוקרב. עבור מחקר המתמקד בפיברוזיס ושיפוץ חדרים, זמן התצפית ארוך בהרבה.
התמונות האופייניות לחלק מתהליך הניסוי מוצגות באיור 2A, החל מאינט...

כאן אנו מתארים שיטה פשוטה וניתנת לשחזור שיכולה לגרום לאוטם שריר הלב או לפגיעה באיסכמיה של שריר הלב בעכברים על ידי קשירה מדויקת של העורק הכלילי היורד הקדמי השמאלי באמצעות מיקרומניפולציה.

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

מחקר זה מתאר שיטה הניתנת להתאמה אישית ליצירת מודל תפקוד שריר הלב במירו על ידי קשירה מדויקת של העורק הכלילי היורד הקדמי השמאלי באמצעות מיקרו מניפולציה. פרוטוקול זה מקצר את משך ההליך, מבטיח גודל אוטם נשלט ומשפר את הישרדות העכבר. השתמש OT מלבני עם כרית חימום שחומם מראש ל 37 מעלות צלזיוס לאורך כל ההליך הכירורגי.לפני ההליך, לחטא את הלוח עם אור אולטרה סגול ו 70% אלכוהול. התחל על ידי הנחת העכבר על OT במצב שכיבה עם גזה מתחת לראש כדי למנוע התחממות יתר של העיניים. החל משחה אופתלמית על העיניים כדי למנוע מהם להתייבש.השתמשו בקרם להסרת פרווה על בית החזה ועסו באופן שווה עם צמר גפן סטרילי למשך דקה. לנגב את הפרווה העודפת עם גזה. השתמש יוד פובידון ואחריו 70% אלכוהול כדי לנקות את האזור, ולכסות את בית החזה עם גזה.השתמש בתפר 4-O מתחת לשיניים החותכות העליונות וחבר אותו לנקודת העיגון כדי לשמור על הפה פתוח מעט ולהקל על הקנולציה. משוך את הזנב כדי לשמור על גוף ישר, וחבר אותו ל- OT באמצעות סרט הדבקה. הדקו את ארבעת הגפיים בנייר דבק והדקו אותן על נקודות העיגון.אין למתוח יתר על המידה את הגפיים הקדמיות כדי למנוע פגיעה נשימתית. השתמש במלקחיים כדי לפתוח את הלסת ולהרים את הלשון. לאחר מכן השתמש במאיר כדי לדמיין את הגרון ואת glottis.מחדירים בעדינות צינורית 22 מד עם מחט קטועה קהה דרך הפה לתוך קנה הנשימה, כסנטימטר אחד במורד הגרון. השתמש ביד אחת כדי להחזיק את הלשון ולהזיז אותה מעט כלפי מעלה עם מלקחיים קהה. בו זמנית להשתמש ביד השנייה כדי להכניס בעדינות את הצינור לתוך קנה הנשימה.היזהר לא להכניס את הצינור לתוך הוושט. בזהירות להסיר את המחט. לפני החיבור למכונת ההנשמה בדוק את האינטובציה על ידי הכנסת הצינור למים להיווצרות בועות.חבר את הצינור האנדוטרכאלי למכונת הנשמה המוגדרת ל -120 לדקה, ונפח הגאות מותאם ל -250 מיקרוליטר. יש לוודא אינטובציה על ידי בדיקת הרחבת חזה סימטרית דו צדדית. לאחר מכן תקן את החיבור ל- OT עם סרט כדי למנוע נפילתו.הניחו אלקטרודות אק"ג על הכפות וחברו אותן לרשמקול האק"ג. עקוב אחר אלקטרופיזיולוגיה של הלב לאורך כל ההליך. הסר את הגזה על בית החזה.יש לחטא את אזור החתך באמצעות שלושה מחזורי קרצוף עם 70% אלכוהול. כדי להפחית את זיהום האתר הכירורגי, לכסות את העכבר עם וילון כירורגי סטרילי עם חור מעל שדה הניתוח. לאחר ביצוע חתך עור אלכסוני עם אזמל, לחשוף את הצלעות על ידי ביצוע דיסקציה קהה של רקמות תת עורית.היזהר לא לפגוע בכלי הדם, בצלעות ובריאות. השתמש אפליקטורים כותנה סטרילית כדי לעצור את הדימום. זהה את החלל הבין-קוסטלי השלישי ובצע חתך של כשישה עד שמונה מילימטרים.לאחר מכן לפתוח את חלל החזה על ידי ביצוע דיסקציה קהה של רקמות בחלל intercostal. היזהר לא לפגוע בעורק החזה הפנימי. פרוש את החלל הבין-קוסטלי באמצעות מלקחיים.הכניסו לכלוב הצלעות משחזרים תוצרת בית מעוקרים מראש, ומשכו לאחור כדי לפזר את החתך לרוחב של כשישה מילימטרים. חבר את המשחזרים ל- OT באמצעות גומיות. בזהירות להסיר את הרקמות שמסביב לחשוף את הלב לחלוטין.משוך את קרום הלב בעדינות עם מלקחיים מעוקלים מבלי לפגוע בלב. השתמש במיקרוסקופ מנתח וכוון אור ממוקד ומתאים להדמיית LAD. לחץ בעדינות על האתר מתחת למיקום הקשירה שנבחר כדי להגדיל זמנית את ה- LAD, ולאחר מכן בדוק שוב את ה- LAD.תחת מיקרוסקופ ניתוח, השתמש במחט מחודדת כדי להעביר 8-0 ליגטורת משי מתחת ל- LAD. ודא כי המחט אינה עמוקה מספיק כדי להיכנס לחדר השמאלי ולא רדודה מדי כדי למנוע נזק LAD. לקשור את הרצועה עם קשר כפול רופף.הניחו צינור PE-10 בקוטר שניים עד שלושה מילימטרים בלולאה מקבילה לעורק. הדקו את לולאת הרצועה בעדינות עד שהיא סביב העורק והצינורית. לאחר מכן אבטחו את הלולאה באמצעות קשר החלקה.היזהר לא לפגוע בקיר שריר הלב עם לחץ הידוק מוגזם. צבע חיוורון בדופן הקדמית של החדר השמאלי לאחר קשירה מאשר הפסקת זרימת הדם ב- LAD. אם נדרשת קשירה קבועה, המשך כמתואר בכתב היד של הטקסט.הסר את המסירים מהחתך. לאחר מכן סגור את הפצע באופן זמני עם מהדק בולדוג. ודא שהעכבר ממשיך להיות מחובר למכונת ההנשמה.כאשר תקופת האיסכמיה מסתיימת, להסיר את מהדק בולדוג ולהכניס את retractors כדי לפתוח את החתך ולחשוף את הלב ואת אתר הקשירה. התיר את קשר ההחלקה והסר את צינור PE-10. שינוי הצבע החיוור לוורוד-אדום מאשר את שיקום זרימת הדם.במקביל, כדי לזהות רפרפוזיה, להתבונן באק"ג עבור פירוק פוטנציאלי של גובה ST. עזבו את ה-8-0 ligature in situ אם מבצעים צביעה כחולה ו-TTC של אוונס לאחר מכן. אחרת, הסר את התפר בשלב זה.הסר את retractors ולסגור את החתך על ידי תפירת הצלעות השלישית והרביעית עם תפר משי 4-O. היזהר לא לפגוע בריאה. לחץ על החזה בעדינות תוך כדי קשירת קשרי התפרים כדי לדחוף החוצה כל אוויר שעלול להילכד בחלל החזה.סגרו את שכבות השרירים עם תפרי משי 4-O רציפים. התמונות הסטנדרטיות של התהליך הניסיוני נרכשו מאינטובציה אנדוטרכאלית, חתך עורי, תורקוטומיה, זיהוי LAD וקשירה, לרפרפוזיה. תמונות האק"ג המייצגות אימתו איסכמיה שריר הלב ורפרפוזיה עם עלייה משמעותית ב- ST לאחר קשירה.והתמוססות של גובה ST לאחר התרת קשר ההחלקה. לפני בית החזה, חשוב מאוד לשמור על נתיב האוויר פתוח, והדבר החשוב ביותר הוא לוודא כי LAD הוא קשור היטב ולמנוע נזק. הליך זה יהיה ואחריו אקוקרדיוגרפיה כדי להעריך את תפקוד הלב, כמו גם TTC כדי להעריך את הפגיעה שריר הלב.

induction-myocardial-infarction-myocardial-ischemia-reperfusion

Research

JoVE Journal

Medicine

רפואה

טראומה ניתוחית גורם לתגובה דלקתית. ציטוקינים ligands אנדוגניים ידועים לווסת את גודל האוטם בשריר הלב בעקבות איסכמיה ו reperfusion. אנו מציגים שונה סגור החזה מודל של איסכמיה reperfusion Murine באמצעות משקולות תלויות כדי למזער את ההשפעות של פתיחת בית החזה.

דגם Murine סגור החזה של איסכמיה של שריר הלב reperfusion

אנחנו מציגים את שיטה כירורגית כדי לגרום לאיסכמיה / reperfusion הניסיוני (I / R) פציעה כדי לדמות אוטם שריר הלב (MI) בעכברי מודל, המאפשר ליותר בהירות במיצוב של קשירה בעורק השמאלי הקדמי יורד (LAD) כדי להגדיל את שחזור ניסויים MI בעכברים.

דגם של שריר הלב איסכמיה reperfusion הפגיעה Murine באמצעות קשירת של העורק השמאלי קדמי יורד

מתואר מודל בעל יכולת שחזור גבוהה לאוטם שריר הלב בעכברים עם מניפולציות פולשניות מינימליות. ניתן לבצע את המודל בקלות, וכתוצאה מכך יכולת שחזור ושיעור הישרדות גבוהים. לפיכך, המודל המתואר יפחית את מספר בעלי החיים הנדרשים כמתבקש על ידי עקרון 3R (החלפה, עידון והפחתה).

נוהל כירורגי זעיר פולשנית של גרימת אוטם שריר הלב בעכברים

אנו מתארים מודל עכבר של שבץ מוחי הנגרם על ידי חסימה של עורק המוח האמצעי באמצעות תפר מצופה סיליקון. ניתן ליישם את הפרוטוקול כדי לגרום לחסימה קבועה או איסכמיה זמנית, ואחריה רפרפוזיה.

אינדוקציה של שבץ איסכמי ו איסכמיה reperfusion בעכברים באמצעות הטכניקה ויזואליזציה ספיגות עורקים התיכונים של אזור האוטם

במהלך ניתוח איסכמיה/רפרפוזיה של שריר הלב בעכברים, מיקום נכון של הקשירה החוסמת מאושר בדרך כלל על ידי תצפית גלויה של חיוורון שריר הלב. כאן, שיטה לאישור אלקטרוקרדיוגרפי של איסכמיה ורפרפוזיה, להשלמת חיוורון שריר הלב שנצפה, מודגמת בעכברי C57Bl/6 זכרים.

אישור של שריר לב איסכמיה ופציעת reperfusion בעכברים באמצעות אלקטרוקרדיוגרפיה Pad Surface

כאן אנו מתארים הליך כירורגי המראה כיצד להשיג הארכה קבועה של עורק שמאלי הקדמי כלילית בעכברים. מודל זה הוא בעל רלוונטיות גבוהה לחקור את הפתופסולוגיה של אוטם שריר הלב ואת התהליכים הביולוגיים המקביל.

מודל אוטם שריר הלב באמצעות הארכה קבועה של עורק שמאלי קדמי כלילי יורד

מאמר זה מדגים מודל ללמוד שיפוץ לב לאחר שריר הלב קריופגיעה בעכברים.

מודל לפציעה בהקפאה לחקור אוטם שריר הלב בעכבר

תחת הרדמה מספקת, לב העכבר הוחצן דרך החלל הבין-קוסטלי, ואוטם שריר הלב נגרם בהצלחה על ידי קשירת העורק היורד הקדמי השמאלי (LAD) באמצעות חומרים הזמינים ברוב המעבדות.

שיטה פשוטה שונה להשראת אוטם שריר הלב בעכברים

מוצג כאן הליך כירורגי לקשירה קבועה של העורק הכלילי השמאלי בעכברים. מודל זה יכול לשמש כדי לחקור את הפתופיזיולוגיה ואת התגובה הדלקתית הקשורים לאחר אוטם שריר הלב.

קשירת עורקים כליליים שמאליים: מודל מורין כירורגי של אוטם שריר הלב

כאן, אנו מציגים פרוטוקול לביסוס מודל חסימת עורק מוחי אמצעי דיסטלי (dMCAO) באמצעות אלקטרוקואגולציה טרנס-גולגולתית בעכברי C57BL/6J ומעריכים את ההתנהגות הנוירולוגית והתכונות ההיסטופתולוגיות שלאחר מכן.

השראת שבץ איסכמי חריף בעכברים באמצעות טכניקת חסימת העורק האמצעי הדיסטלי

פרוטוקול זה מדגמן פגיעה באיסכמיה-רפרפוזיה ברשתית בעין עכבר על ידי השראת איסכמיה ברשתית באמצעות צינורית החדר הקדמי והעלאת הלחץ התוך עיני, ולאחר מכן נורמליזציה של לחץ תוך עיני כדי להתחיל את הרפרפוזיה.

אינדוקציה של פגיעה באיסכמיה-רפרפוזיה ברשתית במודל עין עכבר

למד שיטה מדויקת ליצירת מודל אוטם שריר הלב בעכברים באמצעות קשירת העורק הכלילי היורד הקדמי. פרוטוקול זה מקצר את משך ההליך, מאפשר שליטה בגודל האוטם ומשפר את שרידות העכברים.

השראת אוטם שריר הלב ופגיעה באיסכמיה של שריר הלב בעכברים

גלה סרטונים נוספים