Name: שתלי ראש לדימות מוחי של חולדות ערות ומקובעות ראש (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-09-07T13:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 1 s
Description: למדו שיטת דימות תפקודי בחולדות ערות ומקובעות ראש באמצעות שתלי ראש קלים. גישה זו מספקת תוצאות חזקות פי 140 מאשר בחולדות מואנחשות ומאפשרת מחקר עצבי מדויק לטווח ארוך.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

אנו מודים לקלרה ג'ונס, ג'יימס סטירוואלט, לין הואנג, ג'ון הא הצעיר ואמירסוהיל זארה על עזרתם במהלך אימון החולדות והכנת הקלעים. המימון ניתן על ידי המכונים הלאומיים לבריאות (NIH, מספר מענק: NS119852) וקרן לדוק (מספר מענק: 15CVD02).

כל הנהלים היו תואמים להנחיות המכון הלאומי לבריאות ואושרו על ידי אוניברסיטת קליפורניה, אירווין טיפול ושימוש בבעלי חיים. במחקר זה נעשה שימוש בשבעה זכרים וחולדה אחת (Sprague-Dawley, משקל: 185-350 גרם). לאחר סיום המחקר, החולדות הוקרבו באמצעות מנת יתר של פחמן דו חמצני.
1. תכנון רכיבים שונים
<ol><li>תכנון שתל הראש:<ol><li>צרו את הראש מושתל באמצעות תוכנת CAD (איור 1C) ותכננו אותו כך שיצלם את האזור האחורי לברגמה וצמוד לקו האמצע שבמרכזו קליפת המוח הסומטוסנסורית. ודא ששתל הראש מכסה שטח של 0.9 מ"מ עד 1.9 מ"מ בגולגולת הרחק מאזור ההדמיה.</li>
		<li>השתמש רק בשלושה ברגים כדי לעגן את שתל הראש על גולגולת החולדה. תכנן את כל חורי הבורג כך שיישארו בצד הנגדי של קו האמצע בחצי הכדור הנגדי של ההמיספרה המצולמת.</li>
		<li>הניחו מוט, חלול מבפנים, בחלק העליון של שתל הראש כדי לאפשר לחוטים לקבע את מכסה הראש לשתל הראש כפי שמוצג באיור 1D.</li>
	</ol></li>
	<li>עיצוב כובע הראש:<ol><li>ודא שכובע הראש מכסה את אזור ההדמיה לחלוטין ומגן עליו מפני כל סוג של טראומה כפי שמוצג באיור 1A, B. הוסיפו עקמומיות לכובע הראש כך שיתיישר לצורת הראש מבלי לגרום קושי לפעילות היומיומית של בעל החיים בכלובים המועשרים הסטנדרטיים.</li>
		<li>חתכו את הצד הפנימי של כובע הראש בצורה מלבנית רחבה יותר כך שהחלק העליון של שתל הראש יוכל להיכנס לתוכו כפי שמוצג באיור 1E. בניצב למלבן זה, חותכים שני אזורים מלבניים אחרים כדי לעגן את כובע הראש לשתל הראש.</li>
		<li>העבירו חוט אחד דרך המוט החלול העליון של שתל הראש לצורך קיבוע כובע הראש על ראש החולדה כפי שמוצג באיור 1E-G. מעבירים את החוט השני באותו אופן. הערה: ניתן להסיר חוטים אלה בקלות באמצעות צבת או מלקחיים. קובצי ההדפסה בתלת-ממד מסופקים (תבנית קובץ: STL) כקובץ משלים 1 וכקובץ משלים 2.</li>
	</ol></li>
	<li>עיצוב מסגרת הראש:<ol><li>עצבו את מסגרת הראש כך שחלק חתוך אחד יכול לנוע דרך המוט העליון של שתל הראש ומקובע באמצעות מהדק.</li>
		<li>זווית את החלק החתוך השני כדי לספק חוזק נוסף לשמירה על ראש החולדה מקובע כדי להפוך את הצד הנגדי לנגיש לחלוטין להדמיה. לצורך המחקר הזה, חתכו את לוח הפלדה עם חתכי פח כדי לייצר את מסגרת הראש (איור 1H, I). הערה: חלק זה יכול להיות מודפס בתלת-ממד גם כן.</li>
	</ol></li>
</ol>2. אילוף חולדות ראשוני
<ol><li>אפשרו לחולדות להתאקלם בסביבת הוויבריום בכלובים שלהן למשך 2-3 ימים.</li>
	<li>התחילו לטפל בחולדה בחדר שקט. פתחו את הכלוב ובקשו מהנסיין להכניס את ידו לתוך הכלוב ליד החולדה למשך 15-20 דקות כדי לאפשר לחולדה להתרגל.</li>
	<li>ברגע שהחולדה מפגינה רוגע בכך שאינה נבהלת או בורחת מידיו של הנסיין, הרימו אותה בעדינות לטיפול. טפלו בחולדה במשך 30-45 דקות בכל יום לפני אימון קלע.</li>
</ol>3. אימון קלע
<ol><li>לאמן את החולדות לפחות 2-3 ימים בקלעים לפני ההשתלה הכירורגית של שתל הראש וכובע הראש.</li>
	<li>סדרו את מערך המנשא כפי שמוצג באיור 2A. נקו את מערך המנשא באמצעות מגבוני אתנול. הערה: כל הקלעים תפורים ביד ועשויים מחומר רשת בתחתית או בשני הצדדים כפי שמוצג באיור 2A, B.</li>
	<li>לאימון קלע, הרדימו את החולדות באמצעות 4% איזופלורן לאינדוקציה ו-1% לתחזוקה עד שלא יהיה רפלקס צביטת כפות אחוריות.</li>
	<li>תחת הרדמה איזופלורנית, הניחו את החולדות על יריעת פלסטיק גמישה בגודל 20 ס"מ x 8 ס"מ (אורך x רוחב), כאשר 10 ס"מ x 8 ס"מ מיריעת הפלסטיק מכוסה במלואה בחלק הרך יותר של הסקוטש. הערה: הרדמת החולדות לצורך אילוף קלע היא צעד אופציונלי, המשמש בעיקר להפחתת מתח וחרדה.</li>
	<li>במשך היומיים הראשונים של האימון, הכניסו את החולדה בצורה נוחה לתוך גרב תינוק (מידה 0-3 חודשים) עם הראש החוצה דרך חור קטן חתך בקצה הגרב.</li>
	<li>עטפו חתיכה קטנה של פד סופג סביב חלק פלג הגוף התחתון כדי לשמור על החולדה יבשה ולאסוף צואה.</li>
	<li>עטפו את החולדה בבד כותנה נושם (גודל: 25X25 ס"מ). הניחו את החולדה על יריעת פלסטיק שאליה מודבקות רצועות סקוטש.</li>
	<li>הצמידו את החולדה ליריעת הפלסטיק באמצעות רצועות סקוטש ברוחב 0.5 ס"מ במרחק של 3-6 מ"מ זו מזו.</li>
	<li>אבטחו את החולדה בקלע. הסר את הרדמת הגז. אפשרו לחולדה להתאושש מהרדמת גז בקלע.</li>
	<li>כאשר החולדה מתחילה להקציף, הציעו כמה טיפות של תמיסת 10% סוכרוז כפרס כל 10-15 דקות.</li>
	<li>הציגו לחולדה באופן אקראי את הגירויים החושיים שישמשו אותה במהלך ההדמיה (כאן גירוי שפם, כל 15-25 דקות) כדי להרגיל אותה לגירויים חושיים. גירוי ידני של השפם במרווחי זמן אקראיים.</li>
	<li>אילפו את החולדה בקלע במשך שעה אחת ביום 1, שעתיים ביום 2 ו-3 שעות ביום 3 כפי שמוצג באיור 2C.</li>
</ol>4. הכנה טרום ניתוחית
<ol><li>הדפס את שתל הראש ואת מכסה הראש באמצעות מדפסת התלת-ממד (איור 1).</li>
	<li>לעקר את כל כלי הניתוח ואת כיסויי הראש (שתלים וכובעים) על ידי טבילת הציוד ב Metricide28 germicide במשך 10 שעות. יש לשטוף היטב את הכלים במים סטריליים ממש לפני הניתוח.</li>
	<li>חשוף את החולדה ל 4% איזופלורן ולאחר מכן שמור על 1%-2% איזופלורן עד שאין רפלקס צביטת כפות אחוריות. ניתוח זה יכול להתבצע תחת סוגים רבים של הרדמה, כגון isoflurane, pentobarbital נתרן, ו ketamine-xylazine.</li>
	<li>הזריקו אטרופין (0.05 מ"ג/ק"ג) תוך שרירית כדי להפחית הפרשות ריריות כדי לסייע בנשימה.</li>
	<li>יש לגלח את ראש החולדה בקוטר 5 מ"מ במרכז קו האמצע באמצעות גוזם שיער החל מבין העיניים ועד לחלק האחורי של האוזניים.</li>
	<li>נטרו את ריווי החמצן החלקי ואת קצב הלב באמצעות מד דופק אוקסימטר ובדיקת מד דופק המאובטחת לרגל האחורית של החולדה.</li>
	<li>נגבו את ראשה של החולדה ואת סביבתה שלוש פעמים בסיבובים מתחלפים של בטדין ומגבונים של 70% אלכוהול.</li>
	<li>תקן את החולדה במערכת סטריאוטקסית.</li>
	<li>הכניסו בדיקה רקטלית משומנת בג'ל פטרולאום כדי למדוד את טמפרטורת הגוף של החולדה ולתחזק אותה באמצעות מערכת המשוב של שמיכת החימום כדי למנוע היפותרמיה לאחר מתן הרדמה.</li>
	<li>מתן לידוקאין הידרוכלוריד בהרדמה מקומית בריכוז של 20 מ"ג/מ"ל, 0.07 מ"ג/ק"ג +/-0.2 משקל גוף תת עורי באתר הניתוח.</li>
	<li>יש למרוח משחה אופתלמית על שתי העיניים כדי למנוע התייבשות.</li>
	<li>מתן 2% הרדמה מקומית תת עורית על פני אתר הניתוח.</li>
	<li>יש להזריק 3 מ"ל של תמיסת רינגר הנקה בטמפרטורת החדר באופן תת עורי כדי למנוע התייבשות ולספק הזנה במהלך הניתוח.</li>
</ol>5. ניתוח
<ol><li>הסר את חלק העור מעל אתר הניתוח (קוטר 4 מ"מ ממורכז סביב קו האמצע ומרכז הראש) באמצעות מספריים כירורגיים חדים. נתחו והסירו חלק מהעור (~ 2 מ"מ קוטר, מעל קליפת המוח הסומטוסנסורית השמאלית) בין האוזן לעין בחלק הרקתי של הראש.</li>
	<li>הסר, באמצעות אזמל, את רקמת העור הבסיסית (pericranium) כדי לחשוף את הגולגולת. נקו את הגולגולת באמצעות גזה כותנה מעוקרת.</li>
	<li>יש למשוך/לכוון שריר רקתי כדי לחשוף את הגודל הרצוי לאזור ההדמיה [7.5 מ"מ על 7.5 מ"מ במחקר זה].</li>
	<li>חשוף את הגולגולת על חצי הכדור הנגדי עבור שתל הראש. הניחו את שתל הראש על הגולגולת כדי לוודא את מיקום ברגי העיגון של השתל כפי שמוצג באיור 2D-F.</li>
	<li>סמן את הגולגולת לקידוח הברגים באמצעות דיו הודו עם מקדח 1. קדח את חורי הבור עבור הברגים באמצעות מקדחה דנטלית 3. הברג את שתל הראש למקומו.</li>
	<li>יבש את הגולגולת באמצעות גזה סטרילית. יש למרוח שכבה דקה של דבק רקמה מסביב ומתחת לשתל הראש כדי להדביק אותו לגולגולת. מרחו שכבה של מלט דנטלי כדי לתמוך עוד יותר בשתל הראש במקומו ותנו למלט להתייבש במשך 2-3 דקות. הערה: השימוש בדבק רקמות בנוסף לצמנט דנטלי מבטיח אחיזה חזקה8.</li>
	<li>באמצעות מקדחה דנטלית 3, דק שטח 7.5 מ"מ x 7.5 מ"מ בצד שמאל של הגולגולת רק אחורי לברגמה ולטרלי לקו האמצע. דק את הגולגולת ל~50 מיקרומטר כפי שמוצג באיור 3A.</li>
	<li>מרחו משחה אנטיביוטית מקומית על אתר הניתוח ולאחר מכן כסו אותה בשכבה דקה של גומי סיליקון כדי להגן על הגולגולת הדקה כפי שמוצג באיור 3B. כסו את אזור הניתוח באמצעות כובע הראש כפי שמוצג באיור 3C. תקנו אותו במקומו עם שתי חתיכות קטנות של חוטים שעוברות דרך שתל הראש וכובע הראש כפי שמוצג באיור 3D, E. מרחו גומי סיליקון כדי לכסות את כובע הראש והגולגולת כדי לייצב את כובע הראש עוד יותר על ראש החולדה, כפי שמוצג באיור 3F. הערה: גומי סיליקון מספק הגנה נוספת לגולגולת דלילה.</li>
	<li>הזריקו לחולדה פלוניקסין מגלום (2.5 מ"ג/ק"ג) תת עורית לטיפול בכאב ובדלקת. כדי למנוע זיהום, יש להזריק אנרופלוקסצין אנטיביוטי Enrosite (22.7mg/ml, 10mg/kg +/-.01), תוך צפקית.</li>
	<li>העבירו את החולדה לתא ההתאוששות כדי לסייע בשמירה על חום גופה בעזרת שמיכה מחממת ומנורת חום. עקבו אחר החולדה ברציפות עד שהיא חוזרת להכרה ויכולה לשמור על שכיבת עצם החזה.</li>
	<li>החזירו את החולדה לכלוב הנפרד שלה ברגע שהיא תתאושש לחלוטין.</li>
	<li>במשך 3 הימים הבאים, לנהל flunixin ו buprenorphine כדי להקל על דלקת וכאב enrosite כדי למנוע זיהום פעמיים ביום.</li>
</ol>6. הדמיה ערה
<ol><li>מרדימים את החולדה עם 4% איזופלורן לאינדוקציה ו-1% לתחזוקה כאשר אין רפלקס צביטת כפה אחורית. להזריק acepromazine (0.3-0.5 מ"ג / ק"ג) תת עורית. הערה: ריכוז זה של אצפרומזין הוא מתחת לרמות הרגעה קלות ורק עוזר לשמור על החולדות רגועות לאורך כל תהליך ההדמיה.</li>
	<li>באמצעות רצועות סקוטש מותאמות אישית, תקן את החולדה על יריעת הפלסטיק המשמשת במהלך הליכי האימון. עטפו את חלק פלג הגוף התחתון באמצעות כרית ספיגה והניחו את החולדה בנוחות במנשא.</li>
	<li>הסירו את גומי הסיליקון. הסר את מכסה הראש על ידי הסרת חוטי הקיבוע. קבע את מסגרת הראש בשתל הראש כפי שמוצג באיור 2G.</li>
	<li>נעלו את מסגרת הראש במלחציים כפי שמוצג באיור 2H, I.</li>
	<li>יש להסיר את ההרדמה הגזית. יש לשטוף את אזור ההדמיה במי מלח 3x ולנקות עם גזה רטובה. יבש את אזור ההדמיה ועשה באר, באמצעות ג'ל נפט, סביב אזור ההדמיה. מלאו את הבאר במי מלח מעוקרים וכסו בשקופית זכוכית (איור 2E).</li>
	<li>עיין בנוהלי הרכישה של הדמיה אופטית של אותות פנימיים, פרוטוקול גירוי שפם וניתוח והצגת נתונים, שנדונו בפירוט בעבר 6,7.</li>
	<li>במהלך הניסוי, עקוב אחר החולדות עבור סימנים של תסיסה וחוסר מנוחה, אשר ניתן להפחית עוד יותר על ידי כיסוי העיניים של החולדות עם מטלית רכה או גזה (אופציונלי).</li>
</ol>

<ol><li>Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia+protocols+in+laboratory+animals+used+for+scientific+purposes%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomedica%22%5BJournal%5D)">Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes.</a> Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).</li>
<li>Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroimaging+of+animal+models+of+brain+disease%5BTitle%5D)+AND+%22British+Medical+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Neuroimaging of animal models of brain disease.</a> British Medical Bulletin. 65, 235-257 (2003).</li>
<li>Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+repeated+anaesthesia+on+physiological+parameters+in+male+Wistar+rats%3A+A+telemetric+study+about+isoflurane%2C+ketamine-xylazine+and+a+combination+of+medetomidine%2C+midazolam+and+fentanyl%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Veterinary+Research%22%5BJournal%5D)">Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: A telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl.</a> BMC Veterinary Research. 10, 310(2014).</li>
<li>Uhlig, C., Krause, H., Koch, T., Gama de Abreu, M., Spieth, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia+and+monitoring+in+small+laboratory+mammals+used+in+anesthesiology%2C+respiratory+and+critical+care+research%3A+A+systematic+review+on+the+current+reporting+in+top-10+impact+factor+ranked+journals%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Anesthesia and monitoring in small laboratory mammals used in anesthesiology, respiratory and critical care research: A systematic review on the current reporting in top-10 impact factor ranked journals.</a> PLoS One. 10 (8), 0134205(2015).</li>
<li>Chen-Bee, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualizing+and+quantifying+evoked+cortical+activity+assessed+with+intrinsic+signal+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Visualizing and quantifying evoked cortical activity assessed with intrinsic signal imaging.</a> Journal of Neuroscience Methods. 97 (2), 157-173 (2000).</li>
<li>Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Xiong, Y., Frostig, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+triphasic+intrinsic+signal%3A+Implications+for+functional+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">The triphasic intrinsic signal: Implications for functional imaging.</a> The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4572-4586 (2007).</li>
<li>Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Lay, C. C., Frostig, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrinsic+signal+optical+imaging+of+brain+function+using+short+stimulus+delivery+intervals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals.</a> Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).</li>
<li>Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+Resolution+Functional+Imaging+in+Behaving+Rats+Using+Voluntary+Head+Restraint%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint.</a> Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).</li>
<li>Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts'o, D. Y., Grinvald, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+functional+architecture+and+local+coupling+between+neuronal+activity+and+the+microcirculation+revealed+by+in+vivo+high-resolution+optical+imaging+of+intrinsic+signals%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Cortical functional architecture and local coupling between neuronal activity and the microcirculation revealed by in vivo high-resolution optical imaging of intrinsic signals.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (16), 6082-6086 (1990).</li>
<li>Chang, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+method+for+functional+brain+imaging+in+awake+minimally+restrained+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Novel method for functional brain imaging in awake minimally restrained rats.</a> Journal of Neurophysiology. 116 (1), 61-80 (2016).</li>
<li>Stenroos, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Awake+rat+brain+functional+magnetic+resonance+imaging+using+standard+radio+frequency+coils+and+a+3D+printed+restraint+kit%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Awake rat brain functional magnetic resonance imaging using standard radio frequency coils and a 3D printed restraint kit.</a> Frontiers in Neuroscience. 12, 548(2018).</li>
<li>Vogler, G. A. Chapter 19 - Anesthesia and Analgesia (Second Edition). <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVogler%2C+GA+%22The+Laboratory+Rat%22">The Laboratory Rat</a>. Suckow, M. A., Weisbroth, S. H., Franklin, C. L. , Academic Press. Cambridge, MA. 627-664 (2006).</li>
<li>Schwarz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+head-fixed+behaving+rat--Procedures+and+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Somatosensory+and+Mot+Research%22%5BJournal%5D)">The head-fixed behaving rat--Procedures and pitfalls.</a> Somatosensory and Mot Research. 27 (4), 131-148 (2010).</li>
<li>Roh, M., Lee, K., Jang, I. S., Suk, K., Lee, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acrylic+resin+molding+based+head+fixation+technique+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Acrylic resin molding based head fixation technique in rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (107), e53064(2016).</li>
<li>Ferris, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+in+awake+animal+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Applications in awake animal magnetic resonance imaging.</a> Frontiers in Neuroscience. 16, 854377(2022).</li>
<li>Tiran, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcranial+functional+ultrasound+imaging+in+freely+moving+awake+mice+and+anesthetized+young+rats+without+contrast+agent%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+in+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent.</a> Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).</li>
<li>Desjardins, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Awake+mouse+imaging%3A+From+two-photon+microscopy+to+blood+oxygen+level-dependent+functional+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Psychiatry%3A+Cognitive+Neuroscience+and+Neuroimaging%22%5BJournal%5D)">Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging.</a> Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).</li>
<li>Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refinement+of+a+chronic+cranial+window+implant+in+the+rat+for+longitudinal+in+vivo+two-photon+fluorescence+microscopy+of+neurovascular+function%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function.</a> Scientific Reports. 9, 5499(2019).</li>
<li>Drew, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+optical+access+through+a+polished+and+reinforced+thinned+skull%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull.</a> Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).</li>
<li>Cao, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+and+oxygen-metabolic+photoacoustic+microscopy+of+the+awake+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain.</a> Neuroimage. 150, 77-87 (2017).</li>
<li>Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. M., Bartfeld, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+optical+imaging+of+functional+brain+architecture+in+the+awake+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">High-resolution optical imaging of functional brain architecture in the awake monkey.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (24), 11559-11563 (1991).</li>
<li>Roe, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+optical+imaging+of+intrinsic+signals+in+anesthetized+and+awake+monkeys%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Optics%22%5BJournal%5D)">Long-term optical imaging of intrinsic signals in anesthetized and awake monkeys.</a> Applied Optics. 46 (10), 1872-1880 (2007).</li>
<li>Polley, D., Kvašňák, E., Frostig, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Naturalistic+experience+transforms+sensory+maps+in+the+adult+cortex+of+caged+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Naturalistic experience transforms sensory maps in the adult cortex of caged animals.</a> Nature. 429 (6987), 67-71 (2004).</li>
</ol>

למחברים אין ניגודי עניינים לחשוף.

השימוש בהדמיית חולדות ערה וקבועה ראש מציע יתרונות רבים מבחינת קלות והתאמה אישית. הקלעים שתוכננו בהתאמה אישית מאפשרים לעטוף את החולדות באמצעות חומר רשת נושם, ומבטלים את הצורך לעטוף בעלי חיים בתאי ריסון סגורים מפלסטיק לפרקי זמן ממושכים10,11. חולדות נשמרות רגועות ונטולות מתח לאורך פרקי הזמן הארוכים של מפגשי הדמיה רצופים באמצעות מינון נמוך מאוד של אצפרומזין מתחת לרמות של הרגעה קלה בחולדות (1.0-2.5 מ"ג/ק"ג)12. כדי לשמור על יציבות החולדה ולחסל ע...

רוב חקירות הדימות המוחי המדעיות הבסיסיות, הפרה-קליניות והתרגומיות נרכשות מבעלי חיים מורדמים 1,2. חומרי הרדמה מקלים על הניסויים אך משפיעים ללא הרף על חילוף החומרים במוח ובגוף, לחץ הדם וקצב הלב3. סוג ההרדמה ומשך ומסלול מתן הנתונים מוסיפים משתנים מבלבלים לפרשנות הנתונים שיכולים לתרום לכשלים בשחזור ובתרגום4. צוואר בקבוק עיקרי של מחקרי דימות מוחי של חולדות ערות וקבועות ראש הוא הדרישה לשמור על החולדה נייחת ורגועה לאורך כל תהליכי ההכנה ורכישת הנתונים. תנועות קטנות מייצרות תוצרי תנועה לא מוצדקים, שיכולים להשפיע לרעה על ניתוח נתונים ופרשנויות.
פותח מודל חדש של דימות מוחי מחולדות ערות ומקובעות ראש באמצעות קלעים מותאמים אישית, שתלי ראש מודפסים בתלת ממד (3D), כובעי ראש ומסגרת ראש המציעה מספר יתרונות לניסויים קלים. שתל הראש התלת-ממדי קל ומכסה חלק קטן מהגולגולת הדרושה לטרנספיקציה. שתלי הראש והכובעים המודפסים בתלת-ממד מתוכננים באמצעות תוכנת תכנון בעזרת מחשב (CAD). הפרוטוקולים של גירוי שפם, איסוף נתונים, ניתוח נתונים ותוצאות מחולדות מורדמות תוארו בפירוט בעבודה קודמת 5,6,7.

<table><tbody><tr><td>חולדות</td><td>צ'ארלס</td><td>ריבר ספראג דולי</td><td></td></tr><tr><td>איזופלורן</td><td>פיווטל</td><td>21295098</td><td>הרדמה כללית</td></tr><tr><td>לידוקאין HCl 2% הזרקה</td><td>פניקס</td><td>L-2000-04</td><td></td></tr><tr><td>הרדמה מקומית הזרקת אטרופין סולפט</td><td>Vedco</td><td>5098907512</td><td>עזרה בנשימה</td></tr><tr><td>תמיסת הזרקה של רינגר חלב</td><td>Vedco</td><td></td><td></td>50989088317</tr><tr><td>הזרקת פלוניקסין</td><td>Vedco</td><td>6064408670</td><td>טיפול בכאב</td></tr><tr><td>הזרקת אנרוזיט (אנרופלוקסצין 2.27%)</td><td>VetOne</td><td>501084</td><td>הימנע מזיהום</td></tr><tr><td>הזרקת PromAce (אצפרומזין מלאט)</td><td>Beohringer Ingelheim</td><td>136059</td><td></td></tr><tr><td>משחת אנימקס</td><td>Dechra מוצרים וטרינריים</td><td>122-75</td><td>מרכיבים פעילים של ניסטטין 1000 יחידות לגרם, ניאומיצין סולפט 2.5 מ"ג לגרם, תיוסטרפטון 2500 יחידות לגרם, וטריאמצינולון אצטוניד 1 מ"ג לגרם</td></tr><tr><td>משחת עיניים Puralube</td><td>Dechra מוצרים וטרינריים</td><td>211-38</td><td></td></tr><tr><td>רפידות הכנה PVP פובידון-יוד</td><td>Medline</td><td>MDS093917</td><td>Betadine גנרי</td></tr><tr><td>איזופרופיל אלכוהול ספוגיות</td><td>BD</td><td>326895</td><td></td></tr><tr><td>Vetbond דבק</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td></td></tr><tr><td>Bur (מקדחה), קרביד הפעלה סטנדרטי</td><td>SS White Burs</td><td>14829</td><td>#3 bur</td></tr><tr><td>ברגים, 00-90 x 1/8 ראש שטוח נירוסטה</td><td>J.I. Morris</td><td></td><td>F0090CE125 ברגי עוגן</td></tr><tr><td>מערכת סטריאוטקסית</td><td>Kopf Instruments</td><td>1430</td><td></td></tr><tr><td>שמיכת חימום הומותרמית</td><td>מכשיר הרווארד</td><td>50-7220-F</td><td></td></tr><tr><td>אוקסימטר דופק ומד דופק</td><td>קנט סיינטיפיק</td><td>מאוססטאט ג'וניור</td><td></td></tr><tr><td>פטרולאטום</td><td>פישר סיינטיפיק</td><td>P66-1LB</td><td>וזלין גנרי</td></tr><tr><td>חוט, נחושת חשופה</td><td>פישר סיינטיפיק</td><td>15-545-2C</td><td>20 מד</td></tr><tr><td>Teets אבקת ריפוי קר</td><td>פירסון דנטל</td><td>C73-0054&nbsp;</td><td>מרכיב פעיל: מתיל מתאקרילט</td></tr><tr><td>Teets Cold Cure נוזלי</td><td>פירסון דנטלי</td><td>C73-0078&nbsp;</td><td>מרכיב פעיל: מתיל מתאקרילט</td></tr><tr><td>סיליקון עובש גומי</td><td>חלק על</td><td>גוף כפול מהיר</td><td>סיליקון פולימר</td></tr><tr><td>Metricide 28 (Gerbicide)</td> <td>Metrex</td><td>Oct-05</td><td></td></tr><tr><td>הודו דיו, שחור</td><td>Pelikan</td><td>301051</td><td></td></tr><tr><td>מקדחה דנטלית</td><td>NSK Dental</td><td>Ultimate XL-F</td><td></td></tr><tr><td>מדפסת תלת מימד</td><td>Prusa Research</td><td>i3 MK3S +</td><td></td></tr> <tr><td>לתפור על מחברים</td><td>סקוטש</td><td>90030</td><td></td></tr><tr><td>בד שירות הקרנת חיות מחמד</td><td>ג'ואן</td><td>10173334</td><td>חומר רשת</td></tr><tr><td>בור (מקדחה), קרביד הפעלה סטנדרטי</td><td>SS בור לבן</td><td>14829</td> <td># 1 בור</td></tr></tbody></table>

שתלי ראש לדימות מוחי של חולדות ערות ומקובעות ראש

Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

חומרי הרדמה, המשמשים בדרך כלל במחקר מדעי פרה-קליני ובסיסי, משפיעים באופן דיכאוני על תפקודי חילוף החומרים, העצבים וכלי הדם במוח ויכולים להשפיע לרעה על התוצאות הנוירופיזיולוגיות. השימוש בבעלי חיים ערים למחקרים הוא יתרון, אך מציב את האתגר הגדול של שמירה על בעלי החיים רגועים ונייחים כדי למזער חפצי תנועה במהלך איסוף הנתונים. הדמיה ערה במכרסמים קטנים יותר (למשל עכברים) נפוצה מאוד, אך נשארת דלה בחולדות מכיוון שהחולדות גדולות יותר, חזקות יותר ויש להן נטייה גדולה יותר להתנגד לריסון תנועה וקיבוע ראש לאורך פרקי הזמן הארוכים הנדרשים להדמיה. מתואר מודל חדש של הדמיה מוחית של חולדות ערות ומקובעות ראש באמצעות קלעים מותאמים אישית שנתפרו ביד, שתלי ראש מודפסים בתלת-ממד, כובעי ראש ומסגרת ראש. התוצאות שהתקבלו לאחר ניסוי יחיד של גירוי שפם יחיד מצביעות על עלייה בעוצמת התגובה התפקודית המעוררת. רכישת התגובה התפקודית המעוררת מחולדות ערות ומקובעות ראש מהירה יותר מזו של חולדות מורדמות, אמינה, ניתנת לשחזור, וניתן להשתמש בה למחקרי אורך חוזרים.

אותות הדימות האופטי המייצגים מניסוי יחיד של חולדה מורדמת והתגובה המסוכמת (מתוך 40 ניסויים שנאספו) של חולדה ערה מוצגים (איור 4). ניתן לדמיין את עוצמת האות לגירוי שפם יחיד של חולדה ערה בסף גבוה יותר מאשר אצל חולדה מורדמת, ולהראות אות חזק יותר מהחיה הערה. שפם C2 של חולדות מגורה ב-5 הרץ למשך שנייה אחת, והתגובה התפקודית מוצגת כשינוי חלקי בהשוואה לקו הבסיס. האזורים הכהים יותר (מתחת לסף השלילי) הם האזורים העיקריים של הפעילות העצבית, והאזורים הלבנים הבהירים (מעל הסף החיובי) מראים את תגובת הדם המחומצ...

מתואר נוהל חדש ומפורט להדמיה תפקודית של חולדות ערות וקבועות ראש.

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

רוב העבודה הבסיסית והתרגומית מגיעה מבעלי חיים מורדמים. חומרי הרדמה יכולים להוסיף משתנים מבלבלים לניתוח נתונים ופענוחם. עבודה זו מאפשרת הדמיה ערה בחולדות כדי לעקוף בעיה זו.עיצוב זה הוא די פשוט. המכלול כולו קל משקל, ולכן אינו פוגע בחיים הרגילים של החיה. משמעות הדבר היא שניתן להשתמש בו גם להדמיה כרונית ארוכת טווח.מי שיסייע להדגים הליך זה יהיה ד"ר מהוויש בהאטי, פוסט-דוקטורנט בכיר מהמעבדה שלנו. התחל על ידי ביצוע השתלת הראש באמצעות תוכנת CAD כדי לדמיין את האזור האחורי לברגמה וצמוד לקו האמצע שבמרכזו קליפת המוח הסומטוסנסורית. ודא ששתל הראש מכסה שטח של 0.9 עד 1.9 מילימטרים על הגולגולת הרחק מאזור ההדמיה.השתמש רק בשלושה ברגים כדי לעגן את שתל הראש על גולגולת החולדה. עצבו את כל חורי הברגים בצד הנגדי של קו האמצע בחלק הנגדי של חצי כדור התמונה. כדי לאפשר לחוטים לקבע את מכסה הראש לשתל הראש, מקם מוט חלול בחלק העליון של שתל הראש.לאחר מכן, עצבו את הכובע, וודאו שהוא מכסה לחלוטין את אזור ההדמיה ומגן עליו מפני כל טראומה. הוסיפו עקמומיות לכובע הראש כך שיתיישר לצורת הראש מבלי לגרום קושי לפעילות היומיומית של בעל החיים בכלובים המועשרים הסטנדרטיים. חתכו את הצד הפנימי של כובע הראש בצורה מלבנית רחבה יותר, כך שהחלק העליון של שתל הראש יוכל להיכנס לתוכו.בניצב למלבן זה, חותכים שני אזורים מלבניים אחרים כדי לעגן את כובע הראש לשתל הראש. כדי לקבע את כובע הראש על ראשה של החולדה, העבירו את החוטים דרך המוט החלול העליון של שתל הראש. עצבו את מסגרת הראש כך שחלק חתוך אחד יוכל לעבור דרך המוט העליון של שתל הראש ויקובע באמצעות מהדק.כדי להפוך את הצד הנגדי לנגיש להדמיה, זווית את החלק החתוך השני כדי לספק חוזק נוסף לשמירה על ראש החולדה קבוע. הדפס את שתל הראש ואת מכסה הראש באמצעות מדפסת התלת-ממד. למדוד את המשקל של החיה כדי לחשב את כמות ההרדמה להיות מנוהל.להרדים את החיה על ידי הזרקת נתרן pentobarbital intraperitoneally. ניתן להשתמש במספר חלופות הרדמה בניתוח זה כגון איזופלורן, קטמין או קסילזין. הזריקו אטרופין תוך שרירית כדי להפחית את הפרשות הריר בזמן הנשימה.בעזרת גוזם שיער, גלחו את ראשה של החולדה החל מהעיניים ועד לחלק האחורי של האוזניים חמישה מילימטרים הממורכזים סביב קו האמצע. לאחר מכן נטרו את ריווי החמצן החלקי ואת קצב הלב באמצעות מד דופק אוקסימטר ובדיקת מד דופק המאובטחים לרגלה האחורית של החולדה. נגבו את ראש החולדה והסביבה שלוש פעמים עם בטדין ומגבונים 70% אלכוהול לחילופין.תקן את החולדה במערכת סטריאוטקסית. לאחר מכן, הכניסו בדיקה רקטלית משומנת בג'ל פטרולאום כדי למדוד את טמפרטורת הגוף של החולדה ולתחזק אותה באמצעות מערכת המשוב של שמיכת החימום כדי למנוע היפותרמיה לאחר מתן הרדמה. יש למרוח משחה אופתלמית על שתי העיניים כדי למנוע התייבשות.יש לתת 2% הרדמה מקומית תת עורית מעל אתר הניתוח ושלושה מילימטרים של תמיסת רינגר הנקה בטמפרטורת החדר תת עורית כדי למנוע התייבשות ולספק הזנה במהלך הניתוח. באמצעות מספריים כירורגיים חדים, להסיר את החלק של העור מעל אתר הניתוח. לנתח ולהסיר חלק מהעור בין האוזן לעין על החלק הטמפורלי של הראש.בעזרת אזמל, הסר את רקמת העור שמתחתיה כדי לחשוף את הגולגולת. ואז לנקות את הגולגולת באמצעות גזה כותנה מעוקר. חותכים את השריר הטמפורלי וחושפים את אזור הגולגולת בחצי הכדור הנגדי עבור שתל הראש.הניחו את שתל הראש על הגולגולת כדי לוודא את מיקום ברגי העיגון של השתל. כעת סמן את הגולגולת באמצעות דיו הודו לקידוח הברגים עם מקדח אחד. קדח את חורי הבור עבור הברגים באמצעות מקדחה דנטלית שלוש והברג את שתל הראש למקומו.יבשו את הגולגולת באמצעות גזה סטרילית ומרחו שכבה דקה של דבק רקמה סביב ומתחת לשתל הראש כדי להדביק אותו לגולגולת. השתמשו במלט דנטלי כדי לתמוך עוד יותר בשתל הראש במקומו ותנו לצמנט להתייבש במשך שתיים עד שלוש דקות. יתר על כן, השתמש מקדח שיניים שלוש כדי להקטין את העובי של 7.5 מ"מ על ידי 7.5 מילימטר שטח בצד שמאל של הגולגולת רק אחורי bregma ו לרוחב לקו האמצע ל 50 מיקרומטר.החל משחה אנטיביוטית מקומית על אתר הניתוח ולאחר מכן לכסות אותו עם שכבה דקה של גומי סיליקון כדי להגן על הגולגולת הדקה. לאחר מכן, כסו את אתר הניתוח באמצעות כובע הראש וקבעו אותו במקומו עם שתי חתיכות החוטים הקטנות שעוברות דרך שתל הראש וכובע הראש. מרחו גומי סיליקון כדי לכסות את כובע הראש והגולגולת כדי לייצב את כובע הראש עוד יותר על ראש החולדה.מתן buprenorphine ואנטיביוטיקה intraperitoneally כדי לנהל כאב ודלקת ולמנוע זיהום בהתאמה. אותות הדימות האופטי מהתגובה המסוכמת של חולדה ערה וניסוי יחיד של חולדה מורדמת מוצגים. התגובה התפקודית של החולדה הערנית חזקה פי 140 מזו של החולדה המורדמת.היזהר לא להוסיף יותר מדי מלט על צלחת הראש. זה יכול לחסום את הפקק מלהיות קבוע כראוי. שיטה זו יכולה להיות מיושמת באופן נרחב על ראש ער קבוע גולגולת דקה הדמיה.עם craniotomies, זה יכול להיות מורחב פרוטוקולים אחרים דימות מוחי כולל דימות אולטרסאונד פונקציונלי, הדמיית סידן, דימות פלואורסצנטי. הדמיה ערה תאפשר גוף עבודה חדש ללא המשתנים המבלבלים שהוכנסו עם חומרי הרדמה.

head-implants-for-the-neuroimaging-of-awake-head-fixed-rats

Research

JoVE Journal

Neuroscience

מדעי המוח

הסרטון מדגים הליך להשתלת יחידת אלקטרודה רב-ערוצית דו-ערוצית אלחוטית במוח חולדה כדי להקליט ולעורר רשתות עצביות רב-ערוציות.

השתלת מערכת מיקרואלקטרודות דו-כיוונית אלחוטית במוח של חולדה

סרטון זה מדגים את השיטה להשתלת מערכת אלקטרודות על הראש בחולדה מורדמת לצורך זיהוי פרכוסים בזמן אמת. ההליך כולל הצבת אלקטרודות גירוי והקלטה, אבטחתם במלט דנטלי וחיבורן למגבר המותקן על הראש.

השתלת מערכת אלקטרודות על הראש במודל חולדה לזיהוי פרכוסים בזמן אמת

פרוטוקול זה מתאר שיטה סטנדרטית להדמיה תפקודית בתהודה המגנטית בו זמנית וגירוי מוחי עמוק במכרסמים. השימוש בשילוב של כלים ניסיוניים האמורים, מאפשר החקירה של פעילות במורד הזרם העולמית בתגובה לגירוי חשמלי בכמעט כל יעד במוח.

גירוי מוחי עמוק עם fMRI סימולטני במכרסמים

פרוטוקול זה מתאר תכנון והשתלה כירורגית של מנגנון ריסון ראש לניטור פעילות עצבית במבני מוח תת-קורטיקליים בחולדות ערניות.  הוא מתאר נהלים לבידוד נוירונים בודדים בתצורה הסמוכה ולזיהוי יעיל של מיקומם האנטומי.

ניטור Juxtacellular והלוקליזציה של Single נוירונים בתוך מבנים מוחיים תת-קליפת המוח של התראה, חולדות-מרוסן ראש

אנחנו מראים נהלי השתלת הקלטה כירורגית למדוד אותות חזותיים אלקטרו מן העין (electroretinogram) והמוח (ויזואלי עורר פוטנציאל) בחולדות מודעות, וזה יותר מקביל למצב האנושי שבו הקלטות מתנהלות ללא מקעקעת הרדמה.

השרשה ורישום האלחוטי electroretinogram ופוטנציאל חזותי מעורר אצל חולדות Conscious

חיבור אלחוטי, מערכת דו-כיווני הקלטות עצבית רב ערוצית גירוי ב להתנהג בחופשיות חולדות הוא הציג. המערכת היא קל וקומפקטי, וכך יש השפעה מינימלית על הרפרטואר ההתנהגותי animal´s. יתר על כן, מערכת דו-כיוונית זו מספקת כלי מתוחכם כדי להעריך את קשרי הגומלין סיבתי בין תבניות ההפעלה מוח והתנהגות.

חיבור אלחוטי, ממשק דו-כיווני ההקלטה In Vivo גירוי של פעילות עצבית להתנהג בחופשיות חולדות

אנו מתארים שיטה ניסיונית פרה-קלינית להערכת נוירומודולציה מטבולית המושרה על-ידי גירוי מוחי עמוק חריף באמצעות in vivo FDG-PET. כתב יד זה כולל את כל השלבים הניסיוניים, החל מניתוח סטריאוטקסי ועד ליישום הטיפול בגירוי ורכישה, עיבוד וניתוח של תמונות PET.

In vivo טומוגרפיה של פליטת פוזיטרונים לחשיפת דפוסי פעילות המושרים על ידי גירוי מוחי עמוק בחולדות

כאן, אנו מציגים שתל ייחודי הניתן להדפסה בתלת-ממד עבור חולדות, בשם TD Drive, המסוגל להקליט אלקטרודות תיל סימטריות דו-צדדיות, כיום בעד עשרה אזורי מוח מבוזרים בו זמנית.

כונן TD: שתל פרמטרי בקוד פתוח לרישומים אלקטרופיזיולוגיים רב-אזוריים בחולדות מתנהגים וישנים

כאן, אנו מציגים מערכת שתלי בדיקה קלת משקל וחסכונית לאלקטרופיזיולוגיה כרונית במכרסמים המותאמת לקלות שימוש, שחזור בדיקה, רב-תכליתיות ניסיונית ותאימות להתנהגות.

שתל DREAM: מערכת שתלים קלה, מודולרית וחסכונית לאלקטרופיזיולוגיה כרונית בעכברים מקובעים ראש ומתנהגים בחופשיות

פרוטוקול זה מציג תיבה התנהגותית מבוססת מיקרו-בקר להערכת עיכוב קדם-דחף (PPI) על ידי איסוף נתוני תאוצה מחיישן מתחת לקופסה. נתונים אלה מעריכים ליקויים בשער חושי בחולדות מבודדות חברתית, עם שיטה נוספת לסנכרון נתונים עם פעילות עצבית כדי לקדם מחקרים נוירופיזיולוגיים על הפרעות התנהגות.

פיתוח קופסה התנהגותית להערכת עיכוב קדם-דופק ופעילות עצבית במודלים של בעלי חיים פסיכיאטריים

למדו שיטת דימות תפקודי בחולדות ערות ומקובעות ראש באמצעות שתלי ראש קלים. גישה זו מספקת תוצאות חזקות פי 140 מאשר בחולדות מואנחשות ומאפשרת מחקר עצבי מדויק לטווח ארוך.

שתלי ראש לדימות מוחי של חולדות ערות ומקובעות ראש

גלה סרטונים נוספים