Iniezione intraduttale di coniglio: somministrazione localizzata di soluzione di interesse nella ghiandola mammaria del coniglio

1. Preparazione preoperatoria

1. Registra il peso corporeo di ogni coniglio. Come per tutti gli studi preclinici, monitorare regolarmente il peso degli animali per valutarne la potenziale tossicità.
2. Prima di anestetizzare il coniglio, riempire una provetta conica da 50 ml con gel per ultrasuoni disponibile in commercio e centrifugare a 500 x g per 30 s; al termine della centrifugazione non dovrebbero esserci bolle visibili nel gel.
3. Somministrare glicopirrolato per via sottocutanea alla dose di 0,1 mg/kg e acepromazina per via intramuscolare alla dose di 0,75 mg/kg. Attendere 15-20 minuti affinché il sedativo faccia effetto mentre si monitorano i segni vitali e il comportamento.
   nota: Il glicopirrolato è un agente anticolinergico che previene la bradicardia e riduce le secrezioni respiratorie e gastrointestinali. L'acepromazina è un sedativo che funge da premedicazione per l'anestesia.
4. Somministrare 35 mg/kg di ketamina e 5 mg/kg di xilazina per via sottocutanea come anestetico. Tuttavia, man mano che l'operatore diventa più esperto e può eseguire la somministrazione intraduttale più rapidamente, ridurre i dosaggi del farmaco a 15 mg/kg di ketamina e 3 mg/kg di xilazina per via sottocutanea; Ciò ridurrà il tempo di anestesia e il tempo necessario all'animale per riprendersi dall'anestesia.
5. Controllare e documentare la frequenza cardiaca, l'SPO_2, la temperatura, la frequenza respiratoria e il colore della mucosa ogni 15 minuti. Applicare lubrificante per gli occhi su entrambi gli occhi.
   nota: Solo il personale che ha seguito una formazione adeguata ed è stato approvato dall'IACUC del proprio istituto dovrebbe somministrare o monitorare l'anestesia. L'uso di un monitor per anestesia veterinario può aiutare nell'acquisizione dei segni vitali ed è raccomandato. Il monitor per anestesia veterinaria, tuttavia, non sostituisce la necessità di controllare manualmente l'animale ogni 15 minuti. Consultare le istruzioni del produttore per l'uso corretto di un monitor veterinario.
6. Verificare l'inizio dell'anestesia con un leggero pizzicotto delle dita; il coniglio dovrebbe non rispondere prima di continuare.
7. Radere accuratamente l'addome caudale del coniglio nell'area intorno al terzo e quarto paio di capezzoli inguinali.
8. Con la maggior parte dei peli rimossi, applicare una crema depilatoria da banco sulla zona rasata. Rimuovere la crema 10 minuti dopo l'applicazione utilizzando carta assorbente umida bagnata con acqua tiepida.
   nota: La pelle del coniglio è molto fragile/sensibile. La crema depilatoria deve essere utilizzata per non più di 10 minuti. In effetti, è più sicuro provare un "punto di prova" a 5 minuti e lasciare in posa più a lungo solo se il punto di prova indica che è necessario un periodo di tempo più lungo.
9. Pulisci l'area con garze imbevute di alcol per pulire il sito di iniezione.
10. Metti il coniglio sul dorso in un abbeveratoio a forma di V foderato con una coperta di acqua calda a ricircolo e un tampone assorbente.

2. Preparazione del mezzo di contrasto

1. Ricostituire il mezzo di contrasto non mirato secondo le istruzioni del produttore. Pipettare delicatamente su e giù per mescolare.
   nota: Il mezzo di contrasto utilizzato in questo protocollo è stabile a temperatura ambiente per 4 - 6 ore dopo la ricostituzione. Scuoti delicatamente la fiala tra ogni recupero.
   NOTA: Il volume di soluzione richiesto dipenderà dal numero di dotti da iniettare. Il coniglio ha 4 aperture duttali per capezzolo e 0,2 ml di soluzione sono sufficienti per riempire un albero duttale di un coniglio bianco della Nuova Zelanda adulto (Oryctolaguscuniculus). Pertanto, un volume totale di 0,8 mL può essere erogato a una ghiandola mammaria.

3. Parto intraduttale

1. Individuare i capezzoli appropriati da iniettare; si consiglia la 3° e la 4^° coppia di capezzoli inguinali, in quanto sono facilmente visualizzabili quando l'animale è posizionato sul dorso.
2. Caricare 0,2 mL di soluzione fisiologica sterile allo 0,9% in una siringa di tubercolina Luer-lock da 1 mL con un ago da 22 G. Smaltire correttamente l'ago da 22 G una volta che la soluzione fisiologica è nella siringa e sostituirlo con un ago sterile calibro 25. Strofinare delicatamente l'area con alcol isopropilico all'85% su una garza.
3. Con lo smusso dell'ago rivolto verso l'alto e la siringa parallela al corpo dell'animale, inserire lo smusso dell'ago nel lato del capezzolo e iniettare lentamente 0,1-0,2 mL di soluzione fisiologica; questo consentirà una migliore visualizzazione delle aperture duttali.
4. Caricare 0,2 mL di soluzione iniettabile in una siringa di tubercolina Luer-lock da 1 mL.
5. Tenere delicatamente la tettarella con il pollice e l'indice e sollevarla leggermente per posizionarla per l'iniezione intraduttale; una lente oculare indossabile può aiutare a visualizzare le aperture duttali.
6. Mantenendo la posizione sollevata della tettarella, incannulare accuratamente il dotto di interesse utilizzando un ago a punta smussata da 25 G.
7. Dopo l'incannulamento, ruotare delicatamente la siringa Luer-lock sul mozzo dell'ago per infusione con punta smussata fino a quando non è bloccata in posizione.
8. Sollevare la tettarella e iniettare lentamente la soluzione per ridurre al minimo i potenziali danni causati dal fluido in rapido movimento all'interno del condotto; in nessun momento dovrebbe esserci resistenza durante l'iniezione della soluzione.