Stimolazione cerebrale profonda come trattamento per la tossicodipendenza in un modello di ratto

Abstract

Fonte: Batra, V., et al. Un metodo generale per valutare gli effetti della stimolazione cerebrale profonda sull'autosomministrazione di metanfetamina per via endovenosa. J. Vis. Exp. (2016).

Questo video mostra un modello di tossicodipendenza nel ratto in cui l'animale si autosomministra metanfetamina per via endovenosa premendo una leva, portando a un comportamento compulsivo di ricerca di droghe guidato dal rilascio di dopamina nel nucleo accumbens. Per contrastare questo, il ratto viene sottoposto a stimolazione cerebrale profonda (DBS) tramite un elettrodo bipolare impiantato, che fornisce impulsi ad alta frequenza per inibire i neuroni iperattivi nel nucleo accumbens. Gli effetti della DBS vengono quindi valutati osservando i cambiamenti nel comportamento di ricerca di droghe, rivelando il suo potenziale per ridurre le risposte correlate alla dipendenza.

Protocollo

Tutte le procedure che coinvolgono modelli animali sono state esaminate dal comitato istituzionale locale per la cura degli animali e dal comitato di revisione veterinaria JoVE.

1. Acclimatazione ai roditori e restrizione alimentare

1. Utilizzare ratti Wistar adulti che abbiano 3 mesi all'inizio dell'esperimento. I ratti domestici vengono alloggiati singolarmente in gabbie dotate di un'unità a flusso laminare e di un filtro dell'aria in una struttura per la cura degli animali accreditata dall'American Association for Accreditation of Laboratory Animal Care (AAALAC) a temperatura e umidità controllate, su un ciclo di luce/buio inverso di 12 ore (luci spente alle 06:00).
2. Fornire acqua e cibo standard per roditori liberamente fino a quando il peso corporeo è di circa 380 – 400 g. Successivamente, i ratti con restrizioni alimentari e li mantengono all'85-90% del loro peso corporeo durante le sessioni sperimentali per facilitare l'acquisizione e il mantenimento della risposta alla metanfetamina.
3. Maneggiare i roditori nella stanza della gabbia domestica ogni giorno dall'arrivo durante le sessioni sperimentali al fine di registrare il peso corporeo e regolare l'assegnazione giornaliera del cibo.
4. Una volta raggiunti i pesi target, prepararsi a impiantare chirurgicamente ogni ratto con un catetere giugulare a permanenza cronica ed elettrodi stimolanti intracranici.

2. Preparazione del catetere per cateterismo della vena giugulare

1. 1. Preparare un tubo silastico lungo 13 cm con un diametro interno di 0,012 x 0,025', creare una sfera di silicone a 4 cm da un'estremità del tubo utilizzando un tubo in silicone extra ed elettrocauterizzazione e lasciare asciugare all'aria.
   2. Immergere l'altra estremità del tubo in un solvente a base di limonene derivato dagli agrumi per alcuni minuti e lasciarlo espandere. Collegare il tubo espanso a una cannula guida in acciaio inossidabile piegata ad angolo retto.
   3. Ancorare la base piegata della cannula guida in acciaio inox a un quadrato da 1" di rete biocompatibile utilizzando cemento acrilico dentale.
   4. Sciacquare il catetere dentro e fuori con etanolo e acqua distillata. Iniettare aria attraverso il tubo per eliminare le goccioline di liquido residue. Lasciare asciugare per una notte (O/N).
2. Tecnica sterile
   1. Esegui tutti gli interventi chirurgici in una suite chirurgica dedicata agli animali utilizzando tecniche chirurgiche asettiche. Sterilizzare gli strumenti e gli impianti utilizzando un'autoclave e preparare un'area sterile posizionando della carta impermeabile sul tavolo operatorio (OR) coperto con uno o più asciugamani sterili.
   2. Indossare guanti sterili e tenere tutti gli strumenti, le protesi e le garze chirurgiche sull'area sterile durante la procedura. Pulire ogni strumento con un tampone imbevuto di alcol seguito da 20 secondi in uno sterilizzatore a microsfere tra le procedure quando vengono eseguiti più interventi chirurgici.
3. Anestesia
   1. Pretrattare i ratti con atropina (solfato) (0.04 mg/kg, s.q.) seguito da pentobarbital (20 - 50 mg/kg, ip) per ottenere l'anestesia.
   2. Iniettare agli animali una sospensione sterile di penicillina G procaina (75.000 unità, intramuscolare [i.m.]) e un agente analgesico (carprofene, 5 - 10 mg/kg, sc o ketoprofene, 2 - 5 mg/kg, sc) immediatamente prima dell'intervento chirurgico per ridurre rispettivamente le infezioni perioperatorie e il dolore.
   3. Verificare l'adeguatezza dell'anestesia somministrando un moderato pizzicamento delle dita dei piedi all'animale e, se non si verifica alcuna risposta, procedere. Applicare il lubrificante per gli occhi su entrambi gli occhi.
4. Preparazione del sito chirurgico
   1. Radi una toppa dorsale di 2 x 2 cm sulla schiena del ratto appena dietro a una linea che collega le scapole. Radere un cerotto ventrale di 1 x 1 cm nella regione destra del collo tra l'osso mascellare e lo sterno.
   2. Pulire le aree rasate con tamponi imbevuti di alcol seguiti da una soluzione di betadine. Metti il topo su un asciugamano sterile e lascia asciugare il betadine prima di procedere.
5. Impianto di catetere
   1. Fai un'incisione parallela a una linea che collega le scapole nella regione medio-scapolare sul retro usando un coltello a 10 lame. Utilizzare un emostatico per separare la pelle dal tessuto connettivo sottostante per creare un piano per la base del catetere a rete. Irrigare l'area con soluzione fisiologica sterile e coprirla con una garza sterile prima di girare il ratto sulla schiena.
   2. Praticare un'incisione diagonale tra la mascella destra e lo sterno utilizzando un coltello a 10 lame. Utilizzare un emostatico per separare la pelle dal tessuto connettivo sottostante per localizzare la vena giugulare.
      Nota: La vena giugulare appare bianca/argentea e lucida ed è più grande nei ratti maschi che nelle femmine.
   3. Posizionare una spatola sotto la vena, legare delicatamente una sutura di seta 4-0 attorno alla parte superiore (parte prossimale) della vena esposta e spingere la vena indietro nel collo.
   4. Separare i tessuti connettivi per creare una tasca superficiale sotto la pelle del collo inferolaterale ma sopra il muscolo. Spingere un trocar sterilizzato dall'incisione del collo all'incisione medioscapolare scavando un tunnel all'indietro dietro il braccio e verso l'alto. Far scorrere il catetere dalla parte posteriore al collo inserendo un filo guida rigido attraverso il trocar dall'estremità del collo e nel catetere distale. Tirare indietro il filo guida fino all'incisione del collo e il catetere distale collegato seguirà.
   5. Isolare la vena giugulare destra su una spatola tirando verso l'alto la sutura prossimale precedentemente posizionata. Usa una forbice a sfera per fare un piccolo taglio parziale sul lato superiore della vena.
   6. Inserire una pinza curva nell'incisione venosa per aprirla. Tenendo le pinze separate ma in posizione, passare la punta del catetere tra le punte delle pinze e nella vena di circa 2 - 3 cm, dove terminerà all'esterno dell'atrio destro.
   7. Fissare il catetere legando una sutura di seta 4-0 attorno alla vena distale. Lega insieme le suture prossimale e distale in un nodo "a scatola" per aggiungere ulteriore stabilità.
   8. Lavare il catetere con soluzione fisiologica sterile eparinizzata e prelevare il sangue per confermare l'avvenuto impianto. Tagliare le suture 1 - 2 mm sopra i nodi e infilare il catetere prossimale rimanente sotto la pelle del collo. Chiudere con una sutura/metodo appropriato a scelta. Se si utilizzano suture o graffette non assorbibili, queste devono essere rimosse in 10-14 giorni in anestesia generale. Coprire l'incisione con un unguento antibiotico utilizzando un applicatore sterile con punta di cotone.
   9. Ancorare il catetere distale/cannula guida/rete al tessuto sottocutaneo della schiena utilizzando suture riassorbibili in due degli angoli opposti della base della rete. Chiudere l'incisione posteriore attorno alla cannula guida utilizzando suture riassorbibili interrotte e non invertite. Coprire l'incisione con un unguento antibiotico utilizzando un applicatore di cotone sterile.
6. Cura postoperatoria
   1. Lavare il catetere con una soluzione salina sterile eparinizzata allo 0,9% utilizzando una siringa da 3 ml e posizionare un otturatore nella cannula guida per evitare l'intasamento.
   2. Lavare quotidianamente il catetere di ogni ratto per mantenere la pervietà.
   3. Subito dopo la procedura, posizionare il ratto nella sua gabbia domestica sopra un termoforo nella sala operatoria e osservare fino a quando la coscienza e il movimento spontaneo ritornano.
   4. Riporta il ratto recuperato nella stanza della colonia e lascia passare da cinque a sette giorni prima della chirurgia intracranica. Pesare, maneggiare e valutare quotidianamente le loro condizioni generali, compreso il controllo dell'infezione e la valutazione del comportamento, dell'aspetto e dei livelli di attività degli animali.
   5. Consultare il veterinario delle risorse animali in caso di problemi e seguire i regimi di trattamento raccomandati. Iniettare agli animali un agente analgesico (carprofene, 5 - 10 mg/kg, sc o ketoprofene, 2 - 5 mg/kg, sc) per trattare il dolore perioperatorio secondo necessità.

3. Posizionamento dell'elettrodo

1. intracranico Preparazione chirurgica
   1. Eseguire tutti gli interventi chirurgici in condizioni sterili come descritto nella sezione 2.2.
2. Anesthesia
   1. Posiziona l'animale in una camera di induzione dell'anestesia e fornisci un flusso di gas isoflurano nella camera a 1.000 - 2.000 ml/min con il vaporizzatore impostato al 5%.
   2. Una volta che l'animale è sdraiato, rimuoverlo dalla camera e posizionarlo nel cono del naso sulla piattaforma operativa stereotassica imbottita. Commutare il flusso di gas dalla camera al cono anteriore e far funzionare il gas con il vaporizzatore impostato al 2 - 3%.
   3. Regolare il vaporizzatore secondo necessità per mantenere una respirazione stabile e nessuna risposta alla stimolazione durante l'intervento chirurgico.
   4. Iniettare nel ratto una sospensione sterile di penicillina G procaina (75.000 unità, i.m.) e un agente analgesico (buprenorfina da 0,05 a 0,5 mg/kg sc) immediatamente prima dell'intervento chirurgico per ridurre rispettivamente le infezioni perioperatorie e il dolore.
   5. Verificare l'adeguatezza dell'anestesia somministrando un moderato pizzicamento delle dita dei piedi all'animale e, se non si verifica alcuna risposta, procedere. Applicare il lubrificante per gli occhi su entrambi gli occhi.
3. Preparazione del sito chirurgico
   1. Radi la parte superiore della testa del ratto e posiziona il topo nelle barre auricolari per mantenere la testa immobile durante la procedura. Pulire l'area rasata con tamponi imbevuti di alcol seguiti da una soluzione di betadine. Lasciare asciugare la betadina prima di procedere.
4. Impianto di elettrodi
   1. Afferra il cuoio capelluto tra e leggermente anteriormente alle orecchie con una pinza e usa le forbici per tagliare la base. Questa manovra rimuoverà un'area di 1,5 x 1 cm di pelle sopra la metà del cranio.
   2. Usa una lama da 10 per praticare un'incisione circonferenziale attraverso il pericranio fino al cranio e una pinza curva per raschiare e rimuovere il pericranio. Irrigare l'area con soluzione fisiologica sterile, tamponare il sangue in eccesso e la soluzione salina con una garza e lasciare asciugare completamente il cranio in modo che i punti di riferimento ossei, incluso il bregma, possano essere visti chiaramente.
   3. Per la chirurgia bilaterale, montare due elettrodi bipolari platino-iridio, uno in ciascun portaelettrodo su entrambi i lati della piattaforma operatoria stereotassica. Spostare il primo elettrodo in posizione ~1 mm sopra la bregma e annotare le coordinate stereotassiche per le posizioni antero-posteriore (AP) e mediale-laterale (ML), che verranno visualizzate sul display digitale. NON toccare effettivamente la punta dell'elettrodo con il cranio perché l'elettrodo non funzionerà più. Ripetere questa procedura per l'altro elettrodo.
   4. Calcola le coordinate AP e ML finali in base alla struttura target di interesse. Spostare l'elettrodo in questa posizione con la punta appena sopra il cranio per ottenere la coordinata dorso-ventrale (DV) iniziale sul display digitale. Calcolare la profondità DV finale in base alla struttura target di interesse.
      Nota: In questo esempio è stato preso di mira il guscio del nucleo accumbens, dato il suo noto coinvolgimento nel comportamento di consumo di farmaci, utilizzando le seguenti coordinate stereotassiche relative a bregma:Coordinata di ingresso AP = [Coordinata visualizzata digitalmente a bregma] + Coordinata di ingresso 1,6ML = [Coordinata visualizzata digitalmente a bregma] ± 2,4 per destra/sinistraProfondità DV = [Coordinata visualizzata digitalmente sulla superficie del cranio all'ingresso AP/ML] - 8.5
   5. Segnare la posizione di ingresso proiettata di ciascun elettrodo sulla superficie del cranio con un pennarello indelebile. Non urtare o toccare la punta dell'elettrodo durante questa manovra.
   6. Utilizzare una fresa diamantata a sfera rotonda per praticare un foro di 1,4 mm in corrispondenza di ogni segno. Fare attenzione a non immergersi attraverso il cranio nella volta intracranica con il trapano ad alta velocità. Usa una pinza curva per perforare la dura madre una volta che il cranio è stato perforato.
   7. Utilizzare una fresa diamantata a sfera rotonda per praticare fori da 0,7 mm in altre quattro posizioni dietro gli ingressi degli elettrodi per il posizionamento delle viti del cranio. Usa un cacciavite manuale per inserire quattro viti in acciaio inossidabile da 0,8 (diametro) x 3,2 (lunghezza) mm nel cranio, due su ciascun lato della linea mediana. Fissare saldamente queste viti fino a circa la metà della loro lunghezza nel cranio perché sono l'infrastruttura principale che manterrà il cappuccio cranico in posizione per le prossime settimane e mesi.
   8. Inserire con cautela il primo elettrodo attraverso il suo foro di fresatura nel cervello fino alla profondità DV calcolata ruotando manualmente la manopola che gestisce la coordinata Z del portaelettrodo. Ruotare la manopola a una velocità approssimativamente pari a 1/2 giro al secondo per evitare danni indebiti alla punta dell'elettrodo. Assicurarsi che la punta dell'elettrodo non tocchi il bordo osseo del foro di sbavatura quando entra nel cervello.
   9. Fissare il primo elettrodo utilizzando la super colla stratificata sul foro di fresatura e sulle viti posteriori, seguita dal cemento dentale. Una volta che questo costrutto si è asciugato completamente, rimuovere l'elettrodo dal suo supporto. Ripetere il processo di inserimento e cementazione per il secondo elettrodo. Applicare il cemento dentale fino al bordo della pelle, ma non sovrapporlo alla pelle perché questo allenta la cappetta di cemento cranico a lungo termine.
5. Cura postoperatoria
   1. Posiziona due cappucci antipolvere sopra i piedistalli degli elettrodi per evitare l'intasamento.
   2. Subito dopo la procedura, posizionare il ratto nella sua gabbia domestica sopra un termoforo nella sala operatoria e osservare fino a quando la coscienza e il movimento spontaneo ritornano.
   3. Riporta il ratto recuperato nella stanza della colonia e lascia passare cinque giorni prima di iniziare l'esperimento. Pesare, maneggiare e valutare quotidianamente le condizioni generali dei ratti, compreso il controllo dell'infezione e la valutazione del comportamento, dell'aspetto e dei livelli di attività degli animali.
   4. Consultare il veterinario delle risorse animali in caso di problemi e seguire i regimi di trattamento raccomandati. Iniettare agli animali un agente analgesico (buprenorfina da 0,05 a 1 mg/kg sc) per trattare il dolore perioperatorio secondo necessità. Il sanguinamento intracranico può essere più diffuso con l'uso di farmaci antidolorifici non steroidei (carprofene, 5 - 10 mg/kg, sc o ketoprofene, 2 - 5 mg/kg, sc), quindi utilizzare la buprenorfina perioperatoriamente per la chirurgia intracranica.

4. Apparato operativo

1. Utilizzare camere di condizionamento operante in plastica e acciaio inossidabile contenute all'interno di involucri fonoassorbenti per eseguire gli esperimenti comportamentali.
2. Equipaggia ogni custodia con una ventola di scarico per fornire ventilazione e rumore bianco per mascherare i suoni estranei.
3. Utilizzare un personal computer e un sistema di interfaccia software comportamentale per programmare le procedure e raccogliere i dati sperimentali.
4. Configurazione generale
   1. Equipaggia ogni camera sperimentale con due leve di risposta montate su una parete della camera, con una luce di stimolo situata sopra ogni leva. Designare una delle leve, la leva "attiva", in modo che produca una conseguenza programmata quando viene premuta.
   2. Programmare una luce di stimolo situata direttamente sopra la leva di risposta attiva per illuminarsi durante ogni sessione operativa, indicando la disponibilità del farmaco.
   3. Avere una risposta sulla leva attiva che si traduce in un'erogazione di metanfetamina per infusione (0,05 mg/kg/infusione in 100 μl 0,9% NaCl) nell'arco di 2,8 secondi, accompagnata dall'accensione della luce domestica sulla parete opposta per 5 secondi e dallo spegnimento della luce dello stimolo per un timeout di 30 secondi.
   4. Contare le risposte sulla leva attiva, ma non devono avere conseguenze pianificate durante il periodo di timeout di 30 secondi. Per il completamento, registrare le risposte sulla leva inattiva, ma non dovrebbero avere conseguenze programmate.

5. Procedura di autosomministrazione di metanfetamina per via endovenosa (IV)

1. Preparazioni generali
   1. Carica i ratti nelle camere operative il più rapidamente e con calma possibile per ridurre al minimo gli artefatti comportamentali. Fissare un guinzaglio a molla in acciaio inossidabile alla cannula guida sul dorso del roditore e a una girella per fluidi a prova di perdite sospesa sopra la camera operatoria.
   2. Garantire l'integrità del tubo di collegamento dalla parte girevole alla siringa per farmaci da 20 ml in una pompa a motore situata all'esterno dell'involucro insonorizzante. Per fare ciò, spingere il tubo di collegamento in plastica di almeno 1/4 di pollice sulla punta girevole in metallo e sulla punta dell'ago della siringa del farmaco fino a quando non scivola via con una trazione moderata. Controbilanciare la girella e il gruppo guinzaglio per consentire un movimento relativamente libero dell'animale.
   3. Condurre sessioni operative all'incirca alla stessa ora ogni giorno, dal lunedì al venerdì.
2. Acquisizione
   1. Al fine di facilitare l'acquisizione rapida dell'autosomministrazione di metanfetamina per via endovenosa, esegui i ratti in sessioni giornaliere di 6 ore per quattro o cinque giorni consecutivi.
   2. Condurre queste sessioni con un rapporto fisso FR-1 + 30 secondi di programma di rinforzo durante il quale i ratti ricevono un'infusione di metanfetamina EV per ogni pressione sulla leva attiva, seguita da un timeout di 30 secondi (ad esempio, non si verificano conseguenze di segnale o ricompensa con la pressione di una delle leve).
      Nota: questo accesso iniziale prolungato e "facile" farà sì che la maggior parte dei roditori acquisisca un comportamento significativo nell'assunzione di droghe in meno o uguale a una settimana (Figura 3).
3. la seconda settimana di allenamento, esegui i ratti in sessioni giornaliere di 2 ore dal lunedì al venerdì per mantenere e perfezionare l'autosomministrazione di metanfetamina per via endovenosa.
4. Condurre sessioni su un rapporto fisso FR-1 + 30 secondi di timeout di rinforzo.
5. Documentare una risposta stabile e intensa quando il numero totale di presentazioni di metanfetamina in ogni sessione varia meno del 10% per tre sessioni consecutive (Figura 4) e il numero cumulativo di infusioni nei primi 30 minuti è maggiore del numero cumulativo di infusioni durante i secondi 30 minuti (Figura 5).
   Nota: Questo criterio assicura che i ratti sviluppino un modello di carico di droga all'inizio della sessione che indica un comportamento di dipendenza19 e non semplicemente un uso occasionale.

Post-Session

1. Alla fine di ogni sessione, scollega il guinzaglio dalla schiena del roditore. Lavare il catetere con 0,1 ml di soluzione salina allo 0,9% contenente 800 UI di streptochinasi per prevenire la formazione di coaguli di sangue. Inserire un otturatore in ciascuna cannula guida per evitare l'intasamento prima di riportare i ratti nelle gabbie domestiche.
2. Testare la pervietà dei cateteri immediatamente dopo la fine di ogni sessione sperimentale il mercoledì per tutto il corso dell'esperimento.
   1. Prepara una siringa da 3 cc con un ago da 22 G, contenente soluzione salina batteriostatica eparinizzata per testare la pervietà del catetere. Collegare un'estremità di un pezzo di tubo di plastica lungo da 4 a 6 pollici all'ago e l'altra estremità al perno metallico del gruppo catetere-cannula sulla schiena dell'animale.
   2. Mettere in infusione da 0,1 a 0,2 ml di soluzione fisiologica per garantire un flusso limpido, quindi tirare indietro lo stantuffo della siringa. Se il catetere è pervio, dovrebbe essere lavato facilmente e aspirare il sangue che sarà visibile nel tubo. Rilasciare lo stantuffo e infondere altri 0,2 ml per far rifluire tutto il sangue attraverso il catetere.
   3. Se non è possibile prelevare il sangue, rimuovere la siringa da 3 cc e il tubo dal perno metallico.
   4. Preparare una siringa da 1 cc con un ago da 22 G, contenente sodio metoexitale, un anestetico ad azione rapida, per testare ulteriormente la pervietà del catetere. Collegare un'estremità di un pezzo di tubo di plastica lungo da 4 a 6 pollici all'ago e l'altra estremità al perno metallico del gruppo catetere-cannula sulla schiena dell'animale.
   5. Infondere 1,5 mg e rimuovere rapidamente la siringa da 1 cc e il tubo dal perno di metallo sul dorso dell'animale. Ricollegare la siringa da 3 cc riempita con soluzione fisiologica batteriostatica eparinizzata e infondere 0,1 - 0,2 ml. Se l'animale perde tono muscolare entro 3 secondi, il catetere è pervio e funzionante.

Vedere il file supplementare "Insidie comuni" per una sezione sulle insidie che affronta le reazioni avverse alla metanfetamina, la mancata autosomministrazione di metanfetamina e la difficoltà di estrazione dei ratti.

6. Apparecchio per la stimolazione cerebrale

1. Utilizzare da 10 a 12 scatole di plexiglass (12 x 18 x 18 pollici) (l x a x p) per eseguire gli esperimenti DBS. Copri ogni scatola all'esterno con carta rigida opaca che copre il retro e i lati della scatola per evitare che i ratti si guardino o interagiscano tra loro. Lasciare scoperto il pannello frontale trasparente in modo che l'esaminatore possa visualizzare gli animali durante le sessioni di stimolazione.
2. Copri la parte superiore delle scatole con un pannello semipermeabile che impedisce ai ratti di fuoriuscire consentendo il flusso d'aria. Utilizzare questo pannello per supportare i commutatori che si trovano sopra ogni scatola per facilitare il collegamento elettrico tra il cappuccio della testa del roditore e il sistema di stimolazione.
3. Utilizzare un sistema di stimolazione in grado di fornire corrente costante a più animali contemporaneamente per gli esperimenti DBS. Utilizzare un sistema costituito da un processore di segnale digitale/interfaccia di comunicazione programmabile dall'utente, uno stimolatore, un pacco batteria dello stimolatore, una scatola splitter di canale e il software di accompagnamento (vedere la scheda dei materiali).
4. Utilizzare cavi di lunghezza personalizzata per collegare le porte del canale dello stimolatore al piedistallo elettronico superiore di ciascun commutatore.
   Nota: la lunghezza necessaria dipenderà dal singolo laboratorio. Questi cavi si trovano al di fuori dell'area dell'animale e non devono essere coperti da una molla in acciaio inossidabile.
5. Collegare il piedistallo elettronico inferiore del commutatore al piedistallo dell'elettrodo impiantato sul cappuccio della testa del roditore utilizzando cavi da 16 pollici coperti da una molla in acciaio inossidabile. Assicurarsi che i cavi siano sufficientemente lunghi da consentire il libero movimento in ogni area dell'involucro senza tensioni significative sul cappuccio della testa.
   Nota: un cavo che termina all'incirca dove si troverebbe la testa del topo quando si trova su tutti e quattro i piedi è solitamente adeguato.
6. Programmazione della stimolazione cerebrale
   1. Usa un personal computer e un software di programmazione per programmare i parametri di stimolazione (ad esempio, forma d'onda, frequenza, larghezza dell'impulso, ritardo interstimolo, ampiezza della corrente) e raccogliere i dati sperimentali.
   2. Utilizzando un linguaggio di programmazione visuale, specificare quali funzioni eseguirà ciascun dispositivo per soddisfare i punti finali sperimentali e quali dati verranno memorizzati e/o proiettati per la visualizzazione in tempo reale. I comandi che eseguono questo particolare progetto sono illustrati nella Figura 1.
   3. Specificare la frequenza, l'ampiezza dell'impulso e l'ampiezza desiderate nel pannello di controllo visivo (Figura 2) prima dell'inizio dell'esperimento. I parametri tipici per la stimolazione ad alta frequenza nei ratti sono simili a quelli utilizzati nella stimolazione cerebrale profonda umana clinica: frequenza da 130 a 180 Hz, larghezza dell'impulso da 60 a 90 msec e ampiezza di corrente da 100 a 250 μA4,8-10.
      Nota: Nel roditore viene utilizzata una corrente inferiore a causa delle sue dimensioni ridotte rispetto al primate.

7. Procedura di stimolazione cerebrale profonda

1. Per caricare i ratti nelle scatole, collegare il cavo a molla in acciaio inossidabile dal commutatore a ciascun piedistallo dell'elettrodo sul cappuccio della testa. Testare l'impedenza di ciascun elettrodo facendo funzionare 5 μA di corrente a una frequenza di 1.000 Hz per 2 secondi.
   1. Se l'impedenza è uguale o inferiore a 125 KOhm, allora procedi con l'esperimento perché l'elettrodo è in grado di fornire una stimolazione terapeutica. Se l'impedenza è maggiore di 125 kOhm, prendere in considerazione la possibilità di rimuovere l'animale dall'esperimento perché l'elevata resistenza dell'elettrodo può troncare la corrente a livelli potenzialmente sub-terapeutici.
2. Sottoporre i ratti a una o due sessioni simulate per l'assuefazione, durante le quali saranno attaccati al cavo o ai cavi degli elettrodi ma non riceveranno alcuna terapia attiva. I test simulati elimineranno qualsiasi effetto comportamentale non specifico. Immediatamente dopo ogni sessione simulata, trasporta i ratti nelle scatole operative per la sessione giornaliera di 2 ore di autosomministrazione di metanfetamina per via endovenosa.
3. Controbilanciare i ratti in due gruppi, una coorte di stimolazione attiva e una di stimolazione fittizia, in modo che l'assunzione di farmaco al basale non sia significativamente diversa tra i gruppi.
4. Eseguire sessioni giornaliere di DBS sulla coorte di roditori per 5 giorni, durante le quali ricevono una stimolazione cerebrale elettrica attiva o nessuna stimolazione per 3 ore, a seconda dell'assegnazione del gruppo. Immediatamente dopo ogni sessione di DBS, trasportare i ratti alle scatole operative per la sessione giornaliera di 2 ore di autosomministrazione di metanfetamina per via endovenosa.
   1. Osserva attentamente gli animali durante almeno una parte di ogni sessione DBS per assicurarti che la stimolazione non stia causando evidenti alterazioni nel comportamento animale. Se si verificano comportamenti anomali durante/dopo la stimolazione, fare attenzione a documentare queste osservazioni. Nota: gli autori non hanno notato alterazioni comportamentali significative o cambiamenti nell'assunzione di cibo/acqua durante l'esperimento descritto in questo articolo.
5. Modificare la durata del trattamento DBS, i parametri elettrici e il tempo tra la sessione DBS e la sessione operante secondo necessità, a seconda dell'ipotesi.

Risultati

Figura 1. Linguaggio di programmazione visiva. Il ricercatore utilizza un linguaggio di programmazione visiva, come l'esempio mostrato qui, per progettare un programma in grado di fornire stimolazione cerebrale a più anima...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Camere operanti per roditori	Med Associates, Inc	ENV-008CT	Med Associates Inc. PO Box 319 St. Albans, Vermont 05478 USA Telefono: (802) 527-2343
Strumento stereotassico per piccoli animali Kopf con console di visualizzazione digitale	Kopf Instruments	Modello 940	Kopf Telefono: 1-877-352-3275 Fax: 1-818-352-3275 E-mail: sales@kopfinstruments.net
Processore Bioamp 3-DSP serie Z	Tucker Davis Technologies	RZ5D	Tucker-Davis Technologies 11930 Research Circle Alachua, FL 32615 USA Tel: 386-462-9622 www.tdt.com
Stimolatore a 32 canali serie Z	Tucker Davis Technologies	IZ2-32	Il software è accompagnato da un manuale che illustra come programmare gli esperimenti utilizzando la piattaforma OpenEx, accessibile qui: http://www.tdt.com/files/manuals/OpenEx_User_Guide.pdf
pacco batteria agli ioni di litio da 48 Volt per stimolatore IZ2	Tucker Davis Technologies	LZ48-200
Splitter Box a 32 canali per PZ5	Tucker Davis Technologies	S-BOX_PZ5
Pacchetto software OpenEx Ext per la registrazione neurale multicanale	Tucker Davis Technologies	OpenEx
Elettrodi stimolanti al platino-iridio	Plastics One Inc	MS303/8-B/SPC ELECT PT 2C TW .005"	Plastics One Inc P.O.Box 21465, S.W. Roanoke, VA 24018, PH 540-772-7950
Cavi a 2 canali tra stimolatore e commutatore	Plastics One Inc	305-441/2 con molla
Cavi a 2 canali tra commutatore ed elettrodo	Plastics One Inc	305-305 con molla
Commutatori a 4 canali	Plastics One Inc	SL2+2C e SL2+SC/SB