I prelievi di sangue sono necessari in un gran numero di studi, ad esempio per studiare il profilo farmacocinetico di un composto. Qui, dimostriamo come disegnare sangue topi utilizzando due tecniche: prelievo di sangue dalla vena safena o da puntura cardiaca.
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Articolo metodologico
Disegno di sangue di ratti attraverso la vena safena e da puntura cardiaca
In questo articolo
Sommario
Abstract
Prelievo di sangue da roditori è necessaria per un gran numero di sia in vitro e in vivo. Siti di prelievi di sangue sono numerose nei roditori: retro-orbitale del seno, la vena giugulare, vena mascellare, della vena safena, cuore. Ogni tecnica ha i suoi vantaggi e svantaggi, e alcuni non sono stati approvati più in alcuni paesi (ad esempio, retro-orbitale disegna in Olanda). Una discussione di diverse tecniche di sangue disegno sono disponibili 1-3. Qui, presentiamo due tecniche di prelievo di sangue da topi, ognuno con le sue applicazioni specifiche.
Prelievo di sangue dalla vena safena, purché sia fatto nel modo giusto, induce disagio minimo negli animali e non richiede anestesia. Questa tecnica permette ripetuti disegna di piccole quantità di sangue, come necessarie per gli studi di farmacocinetica 4,5, determinando la chimica al plasma, o conta ematica 6.
Puntura cardiaca permette la raccolta di grandi quantità di sangue da un singolo animale (fino a 10 ml di sangue può essere prelevato da un topo 150 g). Questa tecnica è quindi molto utile come procedura terminale quando un prelievo di sangue dalla safena non avrebbe fornito un campione abbastanza grande. Noi usiamo puntura cardiaca quando abbiamo bisogno di una quantità sufficiente di siero di un ceppo specifico di ratti a crescere le linee di linfociti T in vitro 4-9.
Protocollo
Disegno di sangue di ratti attraverso la vena safena e da puntura cardiaca
Nota: Tutte le procedure devono essere approvati dalla cura degli animali vostro Istituto e sul comitato per l'uso.
1. Prelievo di sangue dalla vena safena
- Questa procedura viene eseguita senza anestesia e richiede due persone, uno che gestisce il topo, e chi esegue il sorteggio.
- Fai un cono da un asciugamano o tenere il topo con i guanti roditore manipolazione, lasciando un arto posteriore esposti.
- Radere la parte posteriore della gamba con un trimmer elettrico fino a quando la vena safena è visibile. Shave una superficie sufficiente, in modo che nessun capello verrà a contatto con il sito della puntura. Utilizzare una piccola quantità di non-fragrante lozione per le mani per mantenere la non rasata i capelli lontano dal sito della puntura.
- Fare un punto di compressione alla base della gamba per rendere il rigonfiamento della vena safena fuori (simile ad usare un laccio emostatico quando un prelievo di sangue da un essere umano o un animale di grandi dimensioni). Puntura della vena con un ago 20G e scoop come il sangue esce con un microvette. Pompaggio con la gamba aiuterà a disegnare più sangue. Quando avrete raccolto abbastanza sangue, tenere pulito un impacco sul sito della puntura per fermare le emorragie.
2. Prelievo di sangue da puntura cardiaca
- Questa procedura richiede l'anestesia ed è terminale. Gli animali devono essere immediatamente eutanasia al termine di una puntura cardiaca.
- Preparare una siringa da 5 ml con un ago 23G1.
- Profondamente anesthesize il ratto e controllo per l'anestesia per la mancanza di movimento spontaneo, il tasso di respirazione lenta, e la mancanza di risposta agli stimoli (come pizzicare un dito del piede). Per garantire l'anestesia prolungata, inserire una siringa contenente un tovagliolo di carta imbevuto di anestetico volatile sul naso del ratto durante la procedura.
- Posizionare il topo sul dorso, di fronte lontano da voi.
- Se siete di mano destra, posizionare il dito indice sinistro al livello del più basso costole, senza applicare alcuna pressione. Il cuore sarà situato circa 1 cm al di sopra questo punto, leggermente a destra.
- Tenendo la siringa in un angolo di 45 gradi, inserire l'ago tra due costole e guardare per una goccia di sangue per entrare in l'ago. Questa è un'indicazione che si è nel cuore. Senza muovere la siringa, tirare lo stantuffo per riempire la siringa. Una volta che la siringa è piena, con attenzione scollegarlo dalla ago e vuoto in un tubo. La siringa può essere ri-collegato l'ago per il disegno più sangue. Dovrebbe essere possibile tracciare 5-10 ml di sangue da un topo 120-180 g.
- Immediatamente eutanasia il topo.
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Discussione
Un prelievo di sangue dalla vena safena è un modo conveniente per ottenere piccole quantità di sangue senza anestesia. Se campionamento ripetuto è necessario, verificare le regole per assicurarsi di non attirare troppo sangue da un ratto.
Prelievo di sangue da puntura cardiaca è un modo conveniente per ottenere grandi quantità di sangue, ma questa è una procedura terminale. L'animale deve essere l'eutanasia al termine del prelievo del sangue.
Queste tecniche (come tutte le tecniche su animali vivi) dovrebbe essere il...
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti | |
|---|---|---|---|---|
| Ago 20G 1/2 | Strumento | BD Biosciences | 305176 | Per la puntura della vena safena |
| Microvette 300 | Strumento | Sarstedt Ltd | 20.1308.100 | Per raccogliere il sangue dalla vena safena |
| Tagliacapelli elettrico | Strumento | Braintree Scientific, Inc. | CLP-32130 | |
| Ago 23 G 1 | Strumento | BD Biosciences | 305145 | Per la puntura cardiaca |
| Siringa di plastica da 5 ml, con estremità liscia | Strumento | Fisher Scientific | 14-826-12 | Per la puntura cardiaca |
Riferimenti
- Van Herck, H., Baumans, V., Brandt, C. J. W. M., Boere, H. A. G., Hesp, A. P. M., Van Lith, H. A., Schurink, M., Beynen, A. C. Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: comparative effects on selected behavioural and blood variables. Laboratory Animals. 35, 131-139 (2001).
- Luzzi, M., Skoumbourdis, E., Baumans, V., Conte, A., Sherwin, C., Kerwin, A., Lang, T., Morton, D., Barley, J., Moreau, E., Weilenmann, R. F., Reinhardt, V. Collecting blood from rodents: a discussion by the laboratory animal refinement and enrichment forum. Animal Technology and Welfare. 4, 99-102 (2005).
- Angelow, O., Schroer, R. A., Heft, S., James, V. C., Noble, J. A comparison of two methods of bleeding rats: the venous plexus of the eye versus the vena sublingualis. Jounal of Applied Toxicology. 4, 258-260 (2006).
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- Beeton, C., Wulff, H., Standifer, N. E., Azam, P., Mullen, K. M., Pennington, M. W., Kolski-Andreaco, A., Wei, E., Grino, A., Counts, D. R., Wang, P. H., LeeHealey, C. J., Andrews, B. S., Sankaranarayanan, A., Homerick, D., Roeck, W. W., Tehranzadeh, J., Stanhope, K. L., Zimin, P., Havel, P. J., Griffey, S., Knaus, H. G., Nepom, G. T., Gutman, G. A., Calabresi, P. A., Chandy, K. G. Kv1.3 channels are a therapeutic target for T cell mediated autoimmune diseases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. , 17414-17419 (2006).
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- Beeton, C., Chandy, K. G. Induction and monitoring of adoptive delayed type hypersensitivity in rats. Journal of Visualized Experiments. 8, (2007).
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