Metodi per la valutazione ECG degli indicatori di rischio cardiaco, e suscettibilità a Aconitina indotte aritmie nei ratti dopo stato epilettico

Sommario

Tecniche per la misurazione dell'attività elettrica del cuore con elettrocardiogramma (ECG), e l'analisi dei fattori di rischio cardiaci e predisposizione alle aritmie seguenti stato epilettico (SE) nel ratto sono descritti.

Abstract

Aritmie cardiache letali contribuiscono alla mortalità in una serie di condizioni patologiche. Diversi parametri ottenuti da un non-invasiva, elettrocardiogramma facilmente ottenibile (ECG) sono stabilite, ben validati indicatori prognostici di rischio cardiaco in pazienti affetti da una serie di cardiomiopatie. Aumento della frequenza cardiaca, diminuzione della variabilità della frequenza cardiaca (HRV), e una maggiore durata e la variabilità di attività elettrica cardiaca ventricolare (intervallo QT) sono indicativi di aumentato rischio cardiaco ^1-4. Nei modelli animali, è importante confrontare questi ECG derivati ​​variabili e predisposizione alle aritmie indotte sperimentalmente. L'infusione endovenosa del aconitina agente aritmogena è stato ampiamente utilizzato per valutare la suscettibilità alle aritmie in una serie di condizioni sperimentali, tra cui modelli animali di depressione ⁵ e ipertensione ^6, a seguito dell'esercizio ⁷ e l'esposizione agli inquinanti atmosferici ^8, così come la determinazione del antiaritmici l'efficacia di agenti farmacologici ^9,10.

Va notato che la dispersione QT negli esseri umani è una misura della variazione dell'intervallo QT in tutto il set completo di porta da uno standard di ECG a 12 derivazioni. Di conseguenza, la misura della dispersione QT dal 2-ECG nel ratto descritti in questo protocollo è diverso da quello calcolato da uomo registrazioni ECG. Questo rappresenta un limite nella traduzione dei dati ottenuti dai roditori umano medicina clinica.

Stato di male epilettico (SE) è un attacco singolo o una serie di continuo crisi ricorrenti di durata superiore a 30 min ^{11,12 11,12,} ed i risultati della mortalità nel 20% dei casi ^13. Molti individui sopravvivere alla SE, ma muoiono entro 30 giorni ^14,15. Il meccanismo di (s) di questo mortalità ritardo non è del tutto chiaro. È stato suggerito che le aritmie ventricolari letali contribuire a molte di queste morti ^14-17. Oltre a SE, pazienti con crisi epilettiche spontaneamente ricorrenti, epilessia cioè, sono a rischio di morte prematura improvvisa e inattesa associata a epilessia (SUDEP) ^18. Come per SE, i precisi meccanismi che mediano SUDEP non sono noti. E 'stato proposto che le anomalie e le aritmie ventricolari risultante dare un contributo significativo ^18-22.

Per studiare i meccanismi di crisi legate alla morte cardiaca, e l'efficacia delle terapie cardioprotettivi, è necessario ottenere entrambi gli indicatori ECG derivati ​​di rischio e valutare suscettibilità alle aritmie cardiache in modelli animali di disturbi convulsivi ^23-25. Qui si descrivono i metodi per l'impianto di elettrodi ECG nella Sprague-Dawley di laboratorio ratto (Rattus norvegicus), a seguito di SE, raccolta e analisi di registrazioni ECG, e induzione di aritmie durante l'infusione endovenosa di aconitina.

Queste procedure possono essere utilizzati per determinare direttamente i rapporti tra ECG derivate misure di attività elettrica cardiaca e suscettibilità alle aritmie ventricolari nei modelli di ratto di disturbi convulsivi o qualsiasi patologia associata ad un aumentato rischio di morte cardiaca improvvisa.

Protocollo

1. Materiali da Costruzione

1. Un catetere giugulare è costruito da un pezzo (100 mm) di tubo in polietilene PE-50, smussati da un lato, e poi riempito con soluzione salina eparina (50 U eparina / mL di soluzione salina).
2. Gli elettrodi di registrazione ECG sono costruiti da due da 100 mm di lunghezza del filo d'argento isolato (30AWG). Una estremità dei fili è spogliato e saldato ad un microconnettore, e l'isolamento è attorcigliato per formare un terzo filo che viene utilizzato come terreno. Cinque mm di isolamento è spogliato dalla fine distale dei fili e scartato.

2. L'impianto di catetere giugulare Vena

1. Anestetizzare l'animale con la somministrazione di uretano, ip (1,2 g / kg).
2. Controllate regolarmente (intervalli di 10 min), profondità dell'anestesia, valutando la risposta del pedale ritiro e / o riflessi oculari. Se necessario, supplemento anestesia.
3. Dopo l'animale si trova al piano adeguato di anestesia, radere la parte destra del collo dalla clavicola al mento.
4. Fare un incisione longitudinale (10-15 mm) nella pelle sopra l'arteria carotide e aprire l'incisione.
5. Utilizzo di tecniche di dissezione smussa, si sviluppa il muscolo sottostante per individuare e isolare la vena giugulare destra.
6. Mettere due pezzi di seta chirurgica (# 2) sotto la vena giugulare e posizionare i punti di sutura al porzioni più rostrale e caudale dell'incisione. Legare la legatura rostrale di interrompere il flusso attraverso la vena.
7. Ritrarre la legatura caudale di sollevare la nave fuori dal tessuto sottostante e fare un piccolo taglio. Poi, inserire l'estremità smussato della eparina pieno (50 U / ml soluzione fisiologica) catetere in polietilene PE-50 (100 mm di lunghezza), e far progredire la punta circa 8 mm al livello dell'atrio destro.
8. Al fine di assicurare il catetere, cravatta la legatura caudale sia intorno alla nave e catetere. Infine, chiudere la ferita con due clip ferita o sutura.
9. Durante l'impianto del catetere, l'estremità esposta può essere bloccato con un hemostat o collegato per evitare il riflusso di sangue prima di attaccamento a una pompa per infusione.

3. L'impianto di elettrodi CG

1. Mettere l'animale sul dorso e radere al petto.
2. Per il posizionamento degli elettrodi, fare due incisioni longitudinali (≈ 10 mm), uno in alto a destra e uno nei quadranti in basso a sinistra del petto, e libera la cute sovrastante per esporre i muscoli del torace.
3. Sutura una delle esposizione di 5 mm punte dei fili d'argento elettrodi nei muscoli del torace in ciascuna delle zone esposte, e posizionare l'elettrodo di massa per via sottocutanea.
4. Chiudere le incisioni con clip ferita e collegare il microconnettore nel dispositivo di registrazione.
5. Avvolgere l'animale liberamente in un asciugamano per mantenere la temperatura corporea durante la procedura.

4. Registrazione ECG

sono realizzati con un Powerlab sistema di acquisizione dati e computer Macintosh o hardware simile / software (amplificata, 50X, filtrata, 1-1000 Hz).
1. Dopo un periodo di equilibrio di 20-30 minuti, registrare ECG per 20 minuti.

5. Indurre aritmie ventricolari

1. Fissare il catetere giugulare vena di una siringa remoto collocato in una pompa per infusione programmabile.
2. Iniziare l'infusione aconitina ad un tasso di consegnare una dose costante di 5 ug / kg / min per 7 minuti.
seguito o la fine del periodo di infusione, l'eutanasia dell'animale utilizzando una procedura approvata.

6. Analisi di ECG

1. L'intervallo QT rappresenta la durata totale di attività elettrica ventricolare. Fig. 1 mostra una registrazione ECG modello e la durata dell'intervallo QT. Calcolare il tempo medio tra l'inizio del Q-wave e cessazione del T-wave per tutti i battiti cardiaci registrati negli ultimi cinque minuti di intervallo ottenuti durante il periodo di 20 minuti di registrazione.
2. Per correggere l'intervallo QT per le differenze nella frequenza cardiaca (QTc), usare la formula Bazett, il QTc = QT / (RR) ^½, Dove RR è l'intervallo medio tra battiti cardiaci. L'intervallo RR è calcolato come la durata tra successive onde Q ottenuti durante il periodo analizzato.
3. La dispersione QT (QTd) è calcolato sottraendo il QT minima dal QT massimo registrato per ciascun animale.

7. Analisi di variabilità della frequenza cardiaca

I software (cioè LabChart 7, ADInstruments, Inc.) che analizzano la variabilità negli intervalli RR ottenuti durante il periodo di analisi vengono utilizzati per il calcolo automatico della varianza sia temporale e / o spettrale della frequenza cardiaca.

8. Analisi di suscettibilità ad aritmie ventricolari

Calcolare la latenza tra l'inizio dell'infusione aconitina alla prima contrazione ventricolare prematura (PVC, fig. 2, Pannello 1), tachicardia ventricolare (VT, Fig, 2, Panel 2) e la fibrillazione ventricolare (VF, Fig. 2. Panel 3 ).

9. Rappresentante Risultati

Fig. 3 illustra una misura di HRV nel dominio spettrale (radice quadratico medio della deviazione standard degli intervalli RR, RMSSD) nei ratti di controllo e negli animali sottoposti a SE una settimana prima del test. Questa misura di HRV, che rappresenta i cambiamenti nel controllo parasimpatico della funzione cardiaca ²⁶, È significativamente diminuito negli animali seguente stato di male epilettico. Fig. 4 mostra che entrambi intervallo QT corretto (QTc, Panel A) e la dispersione QT (QTd, pannello B) sono aumentati in modo significativo due settimane dopo SE ²⁷. Presi insieme, questi dati prevedono che SE aumenta il rischio di aritmie ventricolari. Questa previsione è confermata dai risultati che i periodi di infusione aconitina necessaria per indurre le aritmie sperimentale (PVC, VT, VF) osservati in questi studi sono stati significativamente più piccoli in animali a seguito SE (Fig. 5) ²⁷.

Figura 1. Modello di registrazione ECG di un battito cardiaco normale che mostra P, QRS, e le onde T. L'intervallo QT è calcolato come il tempo tra le linee tratteggiate.

Figura 2. Pannello 1) precoce (PVC) sono isolati contrazioni dei ventricoli (B) che si verificano tra i battiti cardiaci normali (A). Registrazioni in PVC sono caratterizzati dalla assenza di onde P e T. Panel 2 tachicardia (VT) è una serie di contrazioni ventricolari multiple (C) che si verificano senza battiti cardiaci intervenire normale (A). Pannello di 3 fibrillazione ventricolare (VF) è la mancanza di ritmo e distinguibile alcuna associazione tra QRS e onde P (D).

Figura 3. La radice quadratico medio della deviazione standard (RMSSD; msec) degli intervalli tra i battiti cardiaci osservato nei ratti di controllo e negli animali sottoposti a stato di male epilettico (SE) 1 settimana prima del test. ** P <0,01 rispetto al controllo.

Figura 4. Medio dell'intervallo QT corretto (Pannello A) e la dispersione QT (Pannello B) calcolato da registrazioni ECG ottenuti da animali di controllo (Cont) e di ratti sottoposti a stato di male epilettico (SE) due settimane prima del test. * P <0,05 rispetto al Cont. (Metcalf et al., Am. J. Physiol. Cuore e Circ, 2009, Am Soc Physiol, utilizzato con il permesso di ²⁷).

Figura 5. Latenze (sec) tra l'inizio di infusione aconitina e il 1 ° contrazione ventricolare prematura (PVC), tachicardia ventricolare (VT), e la fibrillazione ventricolare (FV) negli animali di controllo (Cont) e nei ratti sottoposti a stato di male epilettico (SE) due settimane prima ai test. * P <0,05, ** p <0,01 rispetto al Cont. (Metcalf et al., Am. J. Physiol. Cuore e Circ, 2009, Am Soc Physiol, utilizzato con il permesso di ²⁷).

Discussione

Due aspetti delle procedure descritte sono di importanza critica. In primo luogo, la velocità di somministrazione aconitina al cuore devono essere equivalenti tra gli animali. Ciò richiede il posizionamento coerente delle punte catetere venoso giugulare rispetto al cuore, e la regolazione accurata delle velocità di infusione. Il tasso di consegna aconitina al cuore deve essere uguale per valutare adeguatamente l'insorgenza di aritmie ventricolari rispetto alla suscettibilità alterata. Se la consegna aconitina varia,...