Generazione di un modello di infezione del tratto urinario: una tecnica per somministrare batteri uropatogeni nel topo per sviluppare un modello di infezione del tratto urinario

Abstract

Fonte: Luyts, N. et al., Follow-up longitudinale delle infezioni del tratto urinario e del loro trattamento nei topi utilizzando l'imaging a bioluminescenza. (2021).

In questo video, descriviamo la tecnica per la somministrazione intravescicale di batteri uropatogeni per generare un modello di infezione del tratto urinario nei topi. Questo modello può essere utilizzato per comprendere la diffusione dell'infezione batterica uropatogena all'interno del sistema urinario e i meccanismi che determinano la suscettibilità alle infezioni delle vie urinarie.

Protocollo

1. Inoculazione degli animali

1. Preparazione degli animali
   1. Scegli i ceppi di topo desiderati in base alla domanda di ricerca e alla disponibilità di linee knock-out, ai dettagli sperimentali e alle differenze nella suscettibilità alle UTI. Tieni presente che il cateterismo transuretrale è più facile nei topi femmina. Non utilizzare animali di età inferiore alle 8 settimane, poiché sono immunologicamente immaturi. Qui sono stati utilizzati topi femmina C57Bl/6J di 12 settimane.
   2. Ordina gli animali con largo anticipo e lasciali acclimatare, idealmente per 7 giorni. Il gruppo ospita gli animali in gabbie ventilate individualmente, in condizioni standard di luce/buio di 12 ore.
   3. Radere la regione addominale degli animali per limitare la perdita di segnale. Non usare la crema depilatoria, poiché può bruciare rapidamente la pelle degli animali. Trattenere l'animale tenendo saldamente la collottola e gli arti posteriori con la mano non dominante mentre si rade con la mano dominante. In alternativa, radersi in anestesia con isoflurano.
      nota: Gli animali sono stati rasati 2 giorni prima dell'imaging, considerando che gli animali puliranno ulteriormente l'area rasata.
   4. Fornire acqua e cibo standard ad libitum durante l'esperimento. Tuttavia, privare gli animali dell'acqua 2 ore prima dell'instillazione per ridurre al minimo il volume della vescica durante l'instillazione.
   5. Montare un puntale sterile da 24 G su una siringa da 100 μl e riempire la siringa con una soluzione batterica.
2. Instillazione degli animali
   1. Porre gli animali in una camera di induzione e anestetizzarli utilizzando l'inalazione di isoflurano con ossigeno puro come gas vettore (induzione al 3% e mantenimento all'1,5%).
   2. Posizionare un animale su una superficie di lavoro in posizione supina e mantenere un'anestesia stabile con isoflurano utilizzando un cono nasale durante l'instillazione. Applicare l'unguento per gli occhi.
   3. Espellere l'urina residua applicando una leggera compressione e facendo movimenti circolari sulla regione sovrapubica. Pulire il basso addome con etanolo al 70% prima dell'instillazione.
   4. Lubrificare la punta del catetere con soluzione fisiologica. Metti il dito indice della mano non dominante sull'addome e spingilo delicatamente verso l'alto. Iniziare il cateterismo dell'uretra con un angolo di 90° (verticalmente) e, una volta incontrata resistenza, inclinarlo orizzontalmente prima di inserirlo ulteriormente (0,5 cm).
      nota: Non spingere mai con forza il catetere, poiché ciò causerebbe danni all'uretra. Movimenti rotatori delicati possono essere utili nell'inserimento del catetere. D'altra parte, una mancanza di resistenza di solito indica un inserimento errato nella vagina.
   5. Eseguire un'instillazione lenta (5 μL/s) di 50 μL dell'inoculo batterico (2 x 10⁷ CFU).
      nota: Volumi più elevati o un'instillazione più rapida potrebbero causare reflusso ai reni. Durante la pratica della tecnica, l'inchiostro blu può essere utilizzato per valutare il reflusso.
   6. Dopo l'instillazione, tenere la siringa e il catetere in posizione per qualche secondo e poi ritrarli lentamente per evitare perdite. Registrare eventuali irregolarità come un'elevata quantità di perdite o un meato sanguinante ed escludere gli animali, se necessario.
   7. Posizionare l'animale in posizione supina sul cono anteriore della camera di imaging e ripetere i passaggi precedenti 1.1.1-1.1.6 per tutti gli animali rimanenti. Utilizzare un catetere per gruppo sperimentale. Assicurarsi che l'anestesia sia continua e ridurre al minimo il tempo tra il primo e l'ultimo animale.
   8. Se necessario, somministrare antibiotici o farmaci sperimentali, prima o dopo l'imaging (fase 3). Ad esempio, per somministrare l'enrofloxacina, aggiungere 40 μL della soluzione di enrofloxacina (100 mg/mL) a 3,96 mL di soluzione fisiologica per ottenere una diluizione di 1/100. Iniettare 100 μL/10 g per via sottocutanea alle 9 e alle 17 per somministrare 10 mg/kg di enrofloxacina due volte al giorno per 3 giorni.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Aesculap ISIS	Esculap	GT421	tagliacapelli, con cappuccio GT608
Vaporizzatore per anestesia	Apparato di Harvard limitato	N/A	https://www.harvardapparatus.com/ harvard-apparatus-anestheticvaporizers.html
BD Insyte Autoguard 24 GA	Bd	382912	Antinfortunio giallo, utilizzare una punta di plastica sterile per l'instillazione
Topi C57Bl/6J	Janvier	N/A
salina tamponata con fosfato di Dulbecco, Gibco	ThermoFisher Scientifico	Codice 14040-083
Etanolo 70% denaturato 5L	VWR internazionale	85825360
Siringa Hamilton GASTIGHT, PTFE luer lock, 100 μl	Sigma-Aldrich	Codice 26203	per garantire una lenta instillazione batterica di 50 μL
Iso-Vet 1000mg/g	Prodotti veterinari Dechra	N/A	Isoflurano