La pelle biopsia ottenuta utilizzando procedura standard 3 (ad esempio ottenuto con 4 millimetri strumento Visipunch rotondo) dovrebbe essere tenuto in completo DMEM 20% FBS media su ghiaccio. Una volta che il campione è arrivato in laboratorio, elaborare la biopsia appena possibile.
1. Preparazione della pelle Punch Biopsia
PASSI 1,1-1,3 DEVONO essere effettuata in un BIOSAFETY ARMADIO
- Preparare in anticipo: Aggiungere 1 ml di 0,1% di gelatina a ciascun pozzetto di una piastra da 6 pozzetti. Impostare la piastra da parte per 30-60 min. Aspirare la soluzione di gelatina e aggiungere 800 ml di completo DMEM/20% FBS media per ogni bene. Garantire che l'intera superficie del pozzetto è coperto con supporti.
- Invertire il coperchio di un 10 centimetri piatto di coltura tissutale sterili e aggiungere 1,5 ml di DMEM / FBS 20% media al centro del coperchio e diffondere la media di goccia con la punta della pipetta sierologica.
- Utilizzando una pinza sterile, posto tegli pelle biopsia pezzo nei media sul piatto.
2. Dissezione della pelle Punch Biopsia
PASSI 9 2,1-2,2 DEVONO essere effettuata in un ORIZZONTALE cappa a flusso laminare
- Posizionare la porzione di fondo di 10 cm di piatto su coperchio invertita, e trasferire la biopsia al microscopio da dissezione nella cappa a flusso laminare.
- Sezionare una biopsia della pelle tondo 4 mm in 12-15 pezzi di dimensioni uniformi con bordi taglienti per tagliare pezzi in due metà uguali usando un bisturi per tenere la biopsia a posto e la seconda bisturi per tagliare con un moto di rollio in una direzione. Pezzi con bordi frastagliati contribuiscono alla scarsa attaccamento / cella escrescenza.
3. Trasferimento di pelle Dissected Biopsia Pezzi nel tessuto piastre di coltura
PASSI 3,1-3,6 DEVONO essere effettuata in un BIOSAFETY ARMADIO
- Posizionare la parte inferiore del piatto di coltura 10 cm tissutalesulla parte superiore del coperchio invertita, ed il piatto di trasferimento nella all'armadietto biosicurezza.
- Utilizzando una pinza a punta, posto 2-3 biopsia pezzi in ciascun pozzetto della piastra 6-ben preparato contenente 800 ml e non sui pozzi asciutti. Utilizzare maschiatura o scorrevoli movimento per ottenere i pezzi di allegare al fondo del pozzo. Un bisturi è utile per rimuovere eventuali pezzi di biopsia dalle pinze.
- Posizionare la piastra da 6 pozzetti nel 37 ° C incubatore. Monitorare quotidianamente per garantire che vi sia una pellicola di rivestimento supporti fondo del bene per la prima settimana; aggiungere ~ 200 microlitri ogni 2 giorni sostituirà i supporti evaporate.
- Dopo una settimana, aumentare la quantità di supporti a 2 ml di completo DMEM/20% FBS e cambiamento dei media ogni 2-3 giorni.
- Una volta fibroblasti sono confluenti in ciascun pozzetto al punto in cui i fibroblasti stanno raggiungendo i bordi del pozzo, e trypsinize passaggio 6 pozzetti in 2X T75 beute (passaggio 1). I pezzi di tessuto possono essere trasferiti pure. Essi non attaccare ed essere lavato out durante il prossimo cambiamento dei media.
- Una volta che i fibroblasti sono confluenti, trasferirli 3X T175 fiaschi (passaggio 2), congelare in DMEM completo MEDIA Plus 10% DMSO a 1x10 6 cellule / ml per flaconcino.
4. Caratterizzazione dei fibroblasti attraverso Immunostaining
- Fibroblasti cultura in 8 e diapositive da camera rivestite di gelatina.
- Quando le cellule sono al 80% di confluenza, aspirare il terreno da ogni pozzetto.
- Fissare le cellule in 4% paraformaldeide per dieci minuti a temperatura ambiente.
- Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS 1X.
- Permeabilize le cellule con 150 ml di 0,3% Triton X-100 (in PBS) per 5 min a temperatura ambiente.
- Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS 1X.
- Aggiungere 200 microlitri soluzione bloccante (PBS + 5% siero di capra normale (Vector, S-1000)) per 1 ora a temperatura ambiente.
- Preparare una diluizione 1:250 di Anti-Serphin-1 (Anti-coniglio, mAB, Sigma, S5950-200 ml) in soluzione di bloccaggio.
- Aspirate la soluzione di saturazione e aggiungere 150 microlitri della diluizione 1:250 di AntiSERPINH-1. Incubare a 1-2 ore a temperatura ambiente, oppure a 4 ° C durante la notte.
- Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS 1X.
- Preparare un anticorpo monoclonale di capra anti-coniglio 1:200 (Alexa Fluor capra anti-IgG di coniglio (H + L), Invitrogen, A11008) nella soluzione di blocco.
- Aggiungere 150 ml di 1:200 anticorpo monoclonale di capra anti-coniglio in ciascun pozzetto. Incubare per 1 ora, al buio, a temperatura ambiente.
- Lavare i pozzetti una volta con 1XPBS.
- Aspirare il PBS, e sollevare con cura le camere per rivelare solo la diapositiva.
- Montare il vetrino con 2-3 gocce di mezzo di montaggio contenenti DAPI (Vector, H-1200).
- Analizzare il vetrino sotto un microscopio a fluorescenza.