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Articolo metodologico

Intubazione endotracheale in Mouse

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DOI:

10.3791/50269

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5 aprile 2014

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In questo articolo

Sommario

Abbiamo sviluppato un metodo semplice, affidabile e relativamente poco costoso per l'intubazione endotracheale nei topi mediante laringoscopia diretta con un otoscopio con un speculum 2,0 millimetri. Questa tecnica è atraumatica e può essere utilizzato per misurazioni ripetute in esperimenti cronici. Troviamo superiore a tracheostomia o riportato in precedenza tecniche non chirurgiche.

Abstract

Mice, sia di tipo selvatico e transgenici, sono il modello mammiferi principale nella ricerca biomedica attualmente. Intubazione e ventilazione meccanica sono necessari per gli esperimenti sugli animali integrali che richiedono un intervento chirurgico in anestesia profonde o misure della funzione polmonare. Tracheostomia è stato lo standard per intubazione delle vie aeree in questi topi per consentire la ventilazione meccanica. Intubazione orotracheale è stata riportata, ma non è stato usato con successo in molti studi per la difficoltà tecnica sostanziale o un requisito di apparecchiature altamente specializzate e costose. Qui riportiamo una tecnica di laringoscopia diretta utilizzando un otoscopio dotato di uno speculum 2,0 mm utilizzando un catetere venoso 20 G come un tubo endotracheale. Abbiamo utilizzato questa tecnica ampiamente e affidabile per intubare e condurre accurate valutazioni della funzione polmonare nei topi. Questa tecnica si è dimostrato sicuro, con essenzialmente senza perdita degli animali in mani esperte. Inoltre, questa tecnicapuò essere utilizzato per studi ripetuti di topi in modelli cronici.

Introduzione

Il topo di laboratorio ha soppiantato quasi tutte le specie di mammiferi come il modello principale della biologia e patobiologia. Il topo di laboratorio è la più piccola specie di mammiferi che è stato chiaramente e ampiamente dimostrato di essere di valore come modello di malattia umana e si è dimostrato prezioso anticipi della nostra comprensione della biologia umana e della malattia. Il tempo di gestazione breve e un costo sostanzialmente inferiore ha permesso lo sviluppo e lo studio di topi nulli e transgenici come strumento comune nella ricerca biomedica. Tuttavia, la dimensione del topo di laboratorio media (20-25 g) ha limitato il loro studio in studi basati ....

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Protocollo

1. Preparazione degli animali

  1. Ottenere i topi che sono più vecchi di 8 settimane e più di 20 g (i topi più piccoli possono essere intubati da un esperto).
  2. Anestesia
    1. Iniettare topi con 20 mg / kg, ciascuno, di chetamina e xilazina intraperitoneale come preanesthetic. (Questa dose è sufficiente per anestetizzare completamente il mouse, ma facilita il trasferimento, dopo l'intubazione, alla ventilazione meccanica.) Tuttavia, la regolazione dei dosaggi può essere necessario in base alla risposta anestetico in consultazione con il veterinario istituzionale.)
    2. Indurre l'anestesia nei topi con il 3,5% isoflurano / ossigeno in u....

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Risultati

Intubazione con la tecnica di cui sopra è affidabile e veloce. Il posizionamento appropriato del tubo endotracheale è più facilmente verificato osservando gorgogliare gas espirato dal espiratorio sommersa del del circuito di ventilazione (di solito in una trappola PEEP) e deviazioni negative su una pressione delle vie aeree tracciamento (Figura 1). Le deviazioni negative sulla pressione delle vie aeree tracciato sono i più affidabili. Altri hanno usato circolazione di una piccola goccia di fluido nel tu.......

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Discussione

In questo rapporto descriviamo una tecnica semplice e affidabile per intubare i topi che è traumatica e può essere utilizzato più volte nello stesso animale. Questa tecnica può essere realizzato con semplice laboratorio o dispositivo medico che può essere acquistato per una somma modesta. La tecnica di laringoscopia diretta, originalmente riportata da Hastings e colleghi 4, può anche essere utilizzato per una varietà di scopi, ma principalmente per fornire precisione sostanze in esame per il tratto respirator.......

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Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Ringraziamenti

Un merito Sovvenzione del Department of Veteran Affairs e una borsa T32-HL098062 dal NHLBI dei National Institutes of Health sostenuto questo lavoro. Vogliamo riconoscere con gratitudine i consigli di Randolph H. Hasting, MD, Ph.D. e la consulenza e il sostegno del Veterinary Medical Unità del Sistema Sanitario di VA San Diego.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Testa per otoscopio operativoWelch Allyn21700$188.98
Manico per otoscopioWelch Allyn71000$112.20
Speculum riutilizzabileWelch Allyn22002$3.98
Pinze finiMiltex18-779$107.18
Piccolo supporto a morsetto per contenere l'otoscopio
Vaporizzatore di isoflurano (circuito multiplo con trattamento dei gas di scarico sottovuoto)Summit Medical$ 3.000
Flexivent (ventilatore per animali)SCIREQ$ 35.000
Catetere endovenoso (20 G, 1 pollice)BD381233$ 9,62
Tubo in polietilene (PE10) (0,011 in ID, 0,024 in OD) 100 piediIntramedic, Clay-Adams427401$ 115,70
Ketamina 100 mg / ml (10 ml bottiglia)Butler23061$10.00
Xilazina (flacone da 100 ml)Vedco24105$20.00
Isoflurano (flacone da 250 ml)$15.00
Vecuronio bromuro 10 mg/10 mlPfizerNDC 0069-0094-01$15.00

Riferimenti

  1. Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc. natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 8277-8281 (1991).
  2. Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K.

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Ristampe e permessi

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