L'imaging cellulare dal vivo di infezioni da virus alphaherpes consente l'analisi degli eventi dinamici di trasporto diretto e la diffusione intercellulare. Qui vi presentiamo le metodologie che utilizzano ceppi virali ricombinanti che esprimono proteine di fusione fluorescenti per facilitare la visualizzazione delle assemblee virale durante l'infezione di neuroni primari.
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Articolo metodologico
Imaging cellulare dal vivo di Alphaherpes Virus Trasporti anterograda e Diffusione
In questo articolo
Sommario
Abstract
Progressi nelle tecniche di microscopia di fluorescenza di cellule vive, così come la costruzione di ceppi virali ricombinanti che esprimono proteine di fusione fluorescenti hanno permesso visualizzazione in tempo reale di trasporto e diffusione del virus alphaherpes infezione di neuroni. L'utilità di nuove proteine di fusione fluorescenti a membrana virale, in involucri, e capsidi, in collaborazione con l'imaging cellulare dal vivo, identificato assemblee di particelle virali in fase di trasporto all'interno di assoni. Utensili simili sono stati impiegati con successo per analisi di cellula-cellula diffusione di particelle virali per quantificare il numero e la diversità di virioni trasmessi tra le cellule. È importante sottolineare che le tecniche di imaging cellulare dal vivo di trasporto anterogrado e la diffusione producono una ricchezza di informazioni tra le velocità delle particelle di trasporto, distribuzioni di particelle, e le analisi temporali della localizzazione delle proteine. Accanto a classici tecniche genetiche virali, queste metodologie hanno fornito spunti criticiin importanti questioni meccanicistici. In questo articolo descriviamo in dettaglio i metodi di imaging che sono stati sviluppati per rispondere alle domande fondamentali della alphaherpes trasporto e diffusione del virus.
Introduzione
L'infezione del sistema nervoso periferico (SNP) di alphaherpes virus come il virus herpes simplex (HSV) -1, -2, e virus pseudorabies (PRV) prevede diversi passaggi intricati e altamente regolamentato in tutto il ciclo vitale del virus. Trasporto all'interno neuroni del sistema nervoso periferico è fondamentale durante gli eventi di entrambi infezione virale primaria e la successiva diffusione inter-host. I meccanismi molecolari che modulano due componenti del ciclo di vita virale; trasporto diretto delle assemblee virali di distanza dal corpo cellulare all'interno di assoni (trasporto anterogrado) e la successiva trasmissione dei virioni di cellule sensibili (diffusione anterograda) sono importanti per la comprensione herpesvirus patogenesi.
Il trasporto e l'uscita di particelle virali in neuroni dipende montaggio di un virione maturo infettiva 1,2. Saggi precedentemente fissato, tra l'immunofluorescenza (IF) e la microscopia elettronica (EM), sono stati usati per studiare lo stato di assemblaggio delle particelle e la protinterazioni ein connessi ai trasporti virione e la diffusione 3-6. Tuttavia la natura dinamica del trasporto di virioni e manufatti sperimentali introdotte dalla fissazione chimica confusa l'interpretazione delle immagini fisse 7,8. Recentemente, un certo numero di proteine di fusione virale-fluorescenti sono state descritte per HSV e PRV cui impatti trascurabili sulla funzionalità delle proteine. Proteina fluorescente verde (GFP) e proteine fluorescenti rossi (mCherry o MRFP) fluorofori sono spesso in coppia per consentire l'imaging di due dei tre componenti strutturali di un virione maturo: capside, tegumento, e glicoproteina 9-11. Imaging cellulare dal vivo di trasporto anterogrado utilizzando virus dual-etichettati visualizza lo stato di assemblaggio delle particelle virali durante il trasporto. Fluoroforo simili esprimendo ceppi virali vengono utilizzati per visualizzare il numero e la diversità dei genomi virali a seguito diffusione 12,13. Le proprietà delle proteine fluorescenti (recensione in 14,15) di grande impattola capacità di visualizzare assemblee virali o cellulari. Le proprietà intrinseche della proteina fluorescente, tra cui auto-interazione e di stabilità, devono essere considerati durante la progettazione e la sperimentazione di nuovi fusioni proteiche per la conservazione della funzionalità di tipo selvaggio.
In concomitanza con la fusione di proteine fluorescenti, due ben caratterizzati in sistemi di colture cellulari in vitro sono impiegate per l'imaging cellulare dal vivo di infezione da herpes virus: dissociata 16 e 17 compartimenti stagni (Figura 1A) ratto superiori gangli (SCG) neuroni cervicali. In entrambi i sistemi, embrione del SCG sono sezionati, dissociato da corpi cellulari singoli, e cromato per la coltura in vitro 18. Neuroni SCG sono parte del sistema nervoso autonomo e possono essere facilmente coltivate e differenziati per il fattore di crescita neuronale (NGF) in un maturo polarizzato stato ex vivo. Neuroni SCG dissociate formano una rete estesa di assoni che permette fo la visualizzazione di particelle virali in quanto sottoposti trasporto anterogrado 6. Culture SCG compartimenti stagni forniscono isolamento fluidico del corpo cellulare dei neuroni (vano S) e termini assoni distali (vano N) 19. Un certo numero di protocolli dettagliati per la costruzione e l'uso di neuroni compartimenti utilizzando originale 20 o modificati Campenot camere di 17 sono stati pubblicati in precedenza. Isolamento fluidico permette di infezione selettiva dei corpi cellulari neuronali e l'individuazione di virioni progenie dopo il trasporto a isolate Termini assoni. Placcatura cellule epiteliali nei termini prima dell'infezione fornisce cellule riceventi per la diffusione dell'infezione virale.
Ci sono molti elementi essenziali importanti per tutti gli esperimenti di imaging cellulare dal vivo, ma la più rilevante per i nostri protocolli sono: acquisizione automatica immagine, illuminazione fluorescente, velocità di formazione immagine e di controllo ambientale. Per tutti gli esperimenti di imaging, utilizziamorovesciata, automatizzato, microscopio a epifluorescenza illuminazione (Figura 1B). Il microscopio è costruito attorno al Nikon Eclipse Ti base e si avvale di un certo numero di sistemi motorizzati controllati da computer per riconfigurare rapidamente il microscopio durante l'acquisizione dell'immagine automatizzato. Per l'illuminazione a fluorescenza, usiamo un ampio spettro di mercurio lampada ad arco che può essere attenuato con filtri a densità neutra lungo il sentiero dell'illuminazione. Filtri di eccitazione limitano lo spettro di illuminazione fluorescente e quando accoppiato con multi-pass specchi dicroici e filtri di emissione di fluorescenza visualizzare i composti fluorescenti specifici. I filtri di eccitazione e di emissione sono montati, veloce commutazione ruote portafiltri indipendenti per consentire una rapida acquisizione sequenziale dei canali fluorescenti differenti. La velocità di acquisizione dell'immagine è ulteriormente rafforzata con una telecamera EM-CCD sensibile e veloce, utile per il rilevamento di segnali di bassa intensità e breve immagine tempi di lettura. Controllo ambientale sulla microscope è raggiunto con un alto stadio riscaldato incubatore e un riscaldatore lente obiettivo di mantenere i campioni a temperature elevate, mentre un umidificata e CO 2 atmosfera arricchita viene passato nell'incubatore. Il microscopio è tenuto in una stanza buia con temperatura ambiente mantenuto vicino ai 25 ° C e luce esterna minimizzato con tende oscuranti su tutte le finestre. I seguenti protocolli descrivono l'uso di questo sistema per il trasporto anterogrado e dosaggi diffusione.
Un certo numero di alternative esistono per il controllo per le variabili di imaging cellulare dal vivo. Il controllo delle impostazioni di microscopia può essere eseguita manualmente o tramite sistemi automatizzati dipendenti dal software proprietario. Illuminazione a fluorescenza può essere ottenuto con sorgenti laser alogeno, LED o. La velocità di formazione immagine viene modificata dalla velocità di commutazione filtro e il tempo di visualizzare il segnale con il sistema di rilevamento associato. Controllo ambientale può essere realizzato con hardware specializzato sul mifase croscope, recinto di tutto o parte del microscopio in una scatola riscaldata e umidificata, o elevando la temperatura della stanza in cui verrà eseguita microscopia. Ciascuna di queste alternative presenta vantaggi e svantaggi relativi a costi e prestazioni.
Nel protocollo successivo, abbiamo dettaglio l'uso di cellule vive per studiare rapido trasporto anterogrado e la diffusione di anterograda alphaherpes virus attraverso l'uso di ceppi virali ricombinanti. In tempo reale l'imaging cellulare dal vivo visualizza capside, tegumento, e / o della glicoproteina co-localizzazione su strutture dinamiche in fase di trasporto all'interno assoni 11. Pernottamento timelapse di imaging di colture neuronali compartimenti visualizza assonale uscita virione e l'infezione di cellule suscettibili 12. I protocolli presentati qui sono stati ottimizzati per l'uso con il nostro sistema di imaging particolare, ma sono presentati in termini generali relativi ai quattro elementi di imaging cellulare dal vivo. Nella discussione abbiamovolontà ulteriore dettaglio alcuni ottimizzazione che è necessario per la sperimentazione di successo.
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Protocollo
Sezione 1 - Condizioni di controllo ambientale per la microscopia a fluorescenza live-cell
- 30 min prima di ogni esperimento di imaging collegare e iniziare il riscaldamento del microscopio stadio top incubatore.
- Accendere il microscopio, fonti di luce trasmessa e epifluorescente e controlli hardware automatizzati. Aprire il software di controllo del microscopio, NIS Elements, per la connessione al microscopio ed iniziare il raffreddamento della macchina EM-CCD.
- Fissare Lens più caldo per obiettivo appropriato (60X o 100X immersione in olio). Nota: Selezionare lente dell'obiettivo in base a tipo di esperimento. Il contrasto di interferenza differenziale 100X (DIC) è meglio per il monitoraggio di anterogradi assemblee virioni trasportano mentre l'obiettivo di fase 60X è adatto a visualizzare diffusione anterograda. Un ingrandimento inferiore, obiettivi ad immersione non petrolifere non richiedono una lente più caldo in quanto non entrano in contatto diretto con il campione.
- Attaccare stadio superiore incubatore sul palco motorizzato di mi croscope. Assicurare l'inserto appropriato che conterrà il campione è a posto. Collegare la linea di aria umidificata dal controllo incubatrice alla porta di ingresso sul palcoscenico superiore dell'incubatrice.
- Accendere incubatore e lente controlli più caldi e regolare le impostazioni di temperatura alle condizioni precedentemente verificati specifici per l'obiettivo e il campione viene ripreso (vedi discussione).
- Aprire la valvola di controllo del 5% di CO 2 / serbatoio atmosferico del 95% per fornire CO 2 dell'aria integrato per mettere in scena top incubatore. La portata deve essere compresa tra 60 e 80 ml di gas al minuto. Tassi più veloci si tradurrà in una vasta disidratazione del campione, nonostante la camera di umidificazione.
- Aggiungere olio lente per lente dell'obiettivo e collocare immediatamente la cultura che verrà ripreso nella fase top incubatore.
- Raggiungere l'equilibrio di temperatura in coltura per un minimo di 10 min. Un'ora è preferito, in particolare per l'imaging notte descritto nella Sezione 3.
- Da sei a otto ore prima di imaging, infettare un piatto di 35 mm coprioggetto-fondo maturo, dissociate neuroni SCG con 1 x 10 6 unità formanti placca del virus di interesse (Vedi Tabella 1 per esempio i virus) con il metodo descritto in Taylor et al. 2012A 11. Se testare più di un virus, vaccinazioni off-set da 30-60 min per consentire l'imaging di campioni sequenziali a volte simile post infezione.
- Inserire piatto in fase top incubatore per un minimo di 10 minuti prima di eseguire qualsiasi esperimento. Mentre la temperatura si equilibra, il piano focale si sta spostando e avrà un impatto negativo eventuali esperimenti di imaging.
- Utilizzando la luce trasmessa e l'oculare del microscopio, trovare un corpo cellulare neuronale che ha una estensione assonale chiaramente isolato. In alternativa, utilizzare l'appropriata illuminazione a fluorescenza per trovare una cellula che esprime DATECimporti della tabella di proteine fluorescenti. È importante limitare l'esposizione del campione ad illuminazione fluorescente, in questo passaggio e passaggi successivi, a causa della luce danno cellulare indotto e candeggio delle proteine fluorescenti.
- Attenuare illuminazione a fluorescenza per ridurre l'intensità della luce di eccitazione a cui le cellule sono esposte. Impegnarsi luce attenuando densità neutra (ND) i filtri nel percorso luce di illuminazione a fluorescenza. Per i filmati che durano più di 1 min, un minimo di ND4 devono essere utilizzati per prevenire fotometabolismo di proteine fluorescenti e ampia foto-danneggiamento degli assoni. Strutture altamente fluorescenti in genere può essere visualizzato con un ND8 filtro in posizione.
- Utilizzando il software microscopio (Figura 2 e Supplemental Movie 1A), accendere la luce-percorso alla telecamera EM-CCD.
- Determinare i tempi di imaging e le condizioni ottimali per ogni canale fluorescente.
- Avviare una finestra immagine dal vivo utilizzando il pulsante "Play".
- Determinare le impostazioni di esposizione della fotocamera ottimali per ogni proteina fluorescente. Non superare i 300 ms per canale come aberrazioni dinamiche di strutture virioni rapido movimento si verificherà. Utilizzare il guadagno EM della fotocamera per un ambiente di 300 (raccomandati dal produttore guadagno massimo), per ridurre al minimo il tempo di esposizione e migliorare il rilevamento dei segnali dim. Tempi di esposizione corretta dovrebbe produrre un'immagine con bassa intensità di fondo e segnali ad alta specifiche.
- Dopo aver impostato esposizioni e trovare una regione ben definita di assone, il software deve essere configurato per eseguire l'acquisizione di immagini automatizzato. Fermare la finestra di imaging dal vivo per evitare campione sbiancamento.
- Nel software NIS Elementi, selezionare il 6D - Definire / Esegui applicazione Experiment dal "Applicazioni" menu a discesa.
- Nella finestra di acquisizione del ND, fare clic sulla scheda Ora che determinerà la frequenza di acquisizione delle immagini. Impostare l'intervallo su "No Delay" e la durata di 5 min. Thsoftware e Viene quindi acquisire fotogrammi dell'immagine alla massima frequenza possibile per la durata di 5 min.
- Selezionare la scheda "Lambda", che permette di selezionare le configurazioni hardware pre-impostati utilizzati per l'acquisizione di immagine multipla fluorescente. Fare clic sulla prima casella e nel successivo menu a discesa per selezionare una configurazione hardware appropriato. Ripetere l'operazione per tutte le proteine fluorescenti per essere ripreso.
- Assicurarsi che le schede per "XY Posizioni", "Z-Series" e "Grande immagine" sono de-selezionati.
- Sopra le schede, selezionare la casella "Save to File" per salvare automaticamente le immagini sul disco rigido durante l'acquisizione. Configurare il percorso e il nome file del file di output esperimento. Come esperimenti vengono eseguiti in sequenza, il software verrà aggiunto un numero sequenziale alla fine del nome file designato.
- Una volta che tutte le schede sono state selezionate. Avviare l'esperimento facendo clic sul pulsante "Run-Now".
- Ottimizzare la velocità di acquisizione delle immagini attraverso le impostazioni di esposizione e imagdimensione e. Usando una piccola regione dell'area dell'immagine-grado spesso accelerare velocità di acquisizione fotogrammi. Definire la regione di interesse con lo strumento ROI nel NIS-Elements, selezionando un'area compresa tra il 25% e il 50% della superficie totale dell'immagine. In alternativa, i tempi di esposizione più brevi potranno aumentare i tassi di acquisizione del telaio, ma diminuisce la qualità del segnale (vedi discussione).
Sezione 3 - Pernottamento Time-lapse imaging di anterograda spread Eventi
- Quattro ore prima di imaging, infettano una cultura neuronale compartimenti costruiti in 35 mm μ-Dish. Seminare corpi cellulari neuronali con 1 x 10 6 unità formanti placca del virus di interesse (Vedi Tabella 1 per esempio i virus) con il metodo descritto in Taylor et al. 2012b 12.
- Posizionare delicatamente piatto cultura nella fase top incubatore. Garantire la posizione dell'obiettivo è impostato sul lato del piatto. Portare lentamente l'obiettivo a fuoco, assicuzione l'obiettivo non spinge fino nel campione. Quando il campo fuoco è stato identificato, spostare lentamente l'obiettivo verso il centro del piatto, vicino alla barriera interna demarking il lato interno del vano assone. Durante il movimento, assicurano la profondità fuoco viene mantenuta ed evitare spingendo nel campione. Flessione della superficie plastica dall'obiettivo danneggiare gli assoni e la plastica.
- Aggiungere circa 2 ml di calda (~ 37 ° C), tampone fosfato salino al piatto cultura esterno dell'anello Teflon. Questo circonda la coltura neuronale con un anello di PBS per minimizzare campione disidratazione e fornire isolamento termico.
- Attendere che la temperatura si stabilizzi per almeno 1 ora prima di iniziare l'acquisizione di immagini automatica (3.8). Passi 3.5 tramite 3.7 possono essere configurati in questo periodo.
- Limitare l'intensità della luce al livello più basso possibile per coinvolgere tutti i filtri a densità neutra. Ciò consentirà l'acquisizione di immagini frequente over lunghi periodi di tempo senza eccessivi foto-danneggiamento. Ridurre l'illuminazione si tradurrà in basso segnale, richiedendo esposizioni più lunghe (vedi discussione).
- Utilizzare le impostazioni di esposizione storici o prima di set-up sperimentale generare un piatto parallelo di cellule epiteliali infettate esprimono le proteine fluorescenti bersaglio per stabilire le impostazioni di esposizione, come descritto nella sezione 2.5.
- Dopo aver impostato fidi ai canali necessari, è tempo di configurare il software per l'acquisizione delle immagini automatizzata. Fermare la finestra di imaging dal vivo per limitare campione sbiancamento.
- Nel software di elementi (Figura 2 e film supplementare 2), selezionare il 6D - Definire / Esegui applicazione Experiment dal "Applicazioni" menu a tendina per visualizzare la finestra di acquisizione del ND.
- Nella finestra di acquisizione ND, fare clic sulla scheda Ora. Impostare l'intervallo di "5 min". Impostare la durata di 20 ore. Il campo loop verrà calcolata automaticamente per il numero di ripetizioni del program si esibirà.
- Selezionare la scheda "Lambda". Fare clic sulla prima casella e nel successivo menu a discesa selezionare la configurazione lambda appropriato per contrasto di fase. Ripetere l'operazione per le posizioni successive, selezionando le impostazioni appropriate per ciascuna proteina fluorescente per essere ripreso.
- Selezionare la scheda "Grande immagine", che determina i parametri di immagini multiple per essere combinati in un unico grande campo di vista. Una zona di buone dimensioni composto da 5 x 2 immagini utilizzando un 7% di sovrapposizione cuciture. Ciò consentirà il massimo numero di celle per posizione per essere ripreso senza influire sulla frequenza di acquisizione delle immagini. Inoltre, deselezionare la casella di controllo per "Shutter Chiudi attivo durante il movimento Stage". Questa opzione aumenta la velocità di acquisizione da parte di non chiudere persiane tra le immagini.
- Selezionare la scheda "XY posizioni", per identificare più posizioni che verranno sequenzialmente imaged in parallelo durante il corso del film durante la notte. Selezionare le posizioni che definiscono il centro Point per ogni grande area dell'immagine. Selezionare 6-8 posizioni immagine del campione. Una buona zona immagine avrà piccoli gruppi di cellule in stretta apposizione di assoni chiaramente definiti. Cellule non dovrebbero essere impilati uno sopra l'altro e assone bundling dovrebbero essere minimizzati. Il punto di messa a fuoco è il nucleo della cellula. Posizionare l'obiettivo tale che un involucro nucleare chiaramente definito è visto per la maggior parte delle cellule.
- Assicurarsi che la scheda "Z-Series" è deselezionata.
- Configurare la funzione di salvataggio automatico, come descritto sopra nella sezione 2.6.5.
- Testare l'esposizione e le impostazioni di posizione con "1 ciclo di tempo". Valutare le immagini risultanti per l'illuminazione a luce trasmessa, messa a fuoco e l'inquadratura. Se il focus si è spostato, reimpostare la messa a fuoco per ogni posizione nella scheda XY. Attendere 10 minuti e ripetere questo passaggio fino a fuoco è stabile.
- Dopo che tutte le impostazioni sono stati verificati e testati, avviare l'esperimento automatica facendo clic sul pulsante "Esegui ora".
Sezione 4 - Elaborazione di immagini e di esportazione
Data Export
- Set di dati ottenuti durante live-cell imaging di eventi di trasporto o di diffusione devono essere esportati dal software NIS Elements in tipi di file comunemente utilizzati per un successivo utilizzo in presentazioni e pubblicazioni (Supplemental Movie 3). Per esportare i filmati aprire l'appropriato cruda ND2 file. Nel NIS Elements e selezionare la visualizzazione "split-componente" per visualizzare i canali desiderati fluorescenti. La riproduzione del file a una velocità adeguata; 5 fotogrammi al secondo è un buon punto di partenza per la visualizzazione di fast-trasporti.
- Includere un timestamp per rappresentare un orologio in tempo reale durante la riproduzione del filmato. Fai clic destro sull'immagine e selezionate, Add-informazione ND. Un contatore digitale apparirà nell'angolo in alto a sinistra.
- Modificare il time-stamp per visualizzare le informazioni. Fare clic destro sul bancone e selezionare Modifica informazioni-ND. Nella successiva finestra di pop-up, modificare il testo in modo da riflettere l'immaginariong parametri che sono importanti. Modifica del carattere, colore e dimensione per chiarezza.
- Vai al menu "Modifica" e trovare "Crea vista istantanea" oppure premere il tasto "x". Questo comando apre la finestra "vista istantanea". Selezionare "Applica a tutti i fotogrammi" per generare un 8-bit, RGB, file di esportazione-ready contenente i canali fluorescenti da tutto il film.
- Salva come file. AVI per la compatibilità cross-platform. Impostare la velocità di riproduzione a 200 msec per fotogramma. I file avi. Generati da NIS elementi possono poi essere ulteriormente compressi con altri software di conversione nel tipo di file desiderato.
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Risultati
Anterograda Trasporti
L'applicazione di questo protocollo per le infezioni delle dissociate culture SCG con PRV 348, un ceppo ricombinante PRV esprimono GFP-US9 e proteine di fusione della membrana GM-mCherry, ha facilitato la visualizzazione del trasporto anterogrado di virioni (Figura 3 e Movie supplementare 4). L'incorporazione di queste proteine di fusione in particelle virali risultati nella loro rilevazione sul trasporto puncta, e le condizion...
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Discussione
L'obiettivo di imaging cellulare dal vivo sta osservando processi biologici che si verificano senza significative alterazioni con l'atto di osservazione. Questo obiettivo è raggiunto attraverso l'ottimizzazione tre variabili: il controllo ambientale, la velocità di formazione immagine, e l'illuminazione a fluorescenza. Queste variabili interdipendenti devono essere bilanciati per ottenere condizioni di imaging vitali. I protocolli presentati utilizzano specifiche condizioni per produrre i risultati rappr...
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Dichiarazioni
Non abbiamo nulla da rivelare.
Ringraziamenti
LWE e RK sono supportati dal National Institutes of Health sovvenzioni R37 NS033506-16 e R01 NS060699-03. MPT è stato sostenuto da un Cancer Society Postdoctoral Fellowship americana Research (PF-10-057-01-MPC). La consulenza e la conoscenza del dottor Matteo Lyman e Dr. Oren Kobiler hanno contribuito a progettare la configurazione microscopio e metodi di imaging cellulare dal vivo. Abbiamo anche estendere grazie a Neal Barlow e Brian T. Kain di Nikon Instruments per la loro assistenza tecnica per l'acquisto, l'installazione e la performance del microscopio.
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| piatto di coltura con fondo in vetro da 35 mm | MatTek Corporation; Ashland, MA | P35G-1.5-20-C | |
| 35 mm μ-Dish | Ibidi USA LLC, Verona, WI | 81156 | |
| Corpo del microscopio | Nikon Instruments Inc. | Nikon Eclipse Ti | |
| Microscopio motorizzato X-Y stage | Prior Scientific; Rockland, MA | H117 ProScan Flat Top | |
| Ruote portafiltri motorizzate | Prior Scientific | HF110 a 10 posizioni | |
| Sorgente di illuminazione fluorescente | Lumen Dynamics; Mississauga, Ontario, Canada, | X-Cite 120Q | |
| Chroma Technology Corp.; Bellows Falls, VT | 89000 Sedat Quad - ET 89006 ECFP/EYFP/mCherry - Telecamera ET | ||
| EM-CCD | Andor Technology USA; South Windsor, CT | iXon3 897 | |
| Chamlide stage top incubatore ambientale | Live Cell Instruments; Seoul, Corea del Sud | TC-L-10 | |
| Riscaldatore per lenti dell'obiettivo | Bioptecs; Butler, PA | 150803 Controller 150819-12-08 Software di analisi del riscaldatore | |
| Nikon Instruments Inc.; Melville, NY | Elementi |
Riferimenti
- Johnson, D. C., Baines, J. D. Herpesviruses remodel host membranes for virus egress. Nature reviews. Microbiology. 9 (5), 382-394 (2011).
- Mettenleiter, T. C., Klupp, B. G., Granzow, H. Herpesvirus assembly: a tale of two membranes. Current Opinion in Microbiology. 9 (4), 423-429 (2006).
- Saksena, M. M., Wakisaka, H., et al. Herpes simplex virus type 1 accumulation, envelopment, and exit in growth cones and varicosities in mid-distal regions of axons. Journal of Virology. 80 (7), 3592-3606 (2006).
- Snyder, A., Wisner, T. W., Johnson, D. C. Herpes Simplex Virus Capsids Are Transported in Neuronal Axons without an Envelope Containing the Viral Glycoproteins. Journal of Virology. 80 (22), 11165-11177 (2006).
- Snyder, A., Polcicova, K., Johnson, D. C. Herpes simplex virus gE/gI and US9 proteins promote transport of both capsids and virion glycoproteins in neuronal axons. Journal of Virology. 82 (21), 10613-10624 (2008).
- Tomishima, M. J. A conserved alpha-herpesvirus protein necessary for axonal localization of viral membrane proteins. The Journal of Cell Biology. 154 (4), 741-752 (2001).
- Schnell, U., Dijk, F., Sjollema, K. A., Giepmans, B. N. G. Immunolabeling artifacts and the need for live-cell imaging. Nature Methods. 9 (2), 152-158 (2012).
- Kratchmarov, R., Taylor, M. P., Enquist, L. W. Making the case: Married versus Separate models of alphaherpes virus anterograde transport in axons. Reviews in Medical Virology. 22 (6), 378-391 (2012).
- Antinone, S. E., Smith, G. A. Two modes of herpesvirus trafficking in neurons: membrane acquisition directs motion. Journal of Virology. 80 (22), 11235-11240 (2006).
- Del Rio, T., Ch'ng, T. H., Flood, E. A., Gross, S. P., Enquist, L. W. Heterogeneity of a fluorescent tegument component in single pseudorabies virus virions and enveloped axonal assemblies. Journal of Virology. 79 (7), 3903-3919 (2005).
- Taylor, M. P., Kramer, T., Lyman, M. G., Kratchmarov, R., Enquist, L. W. Visualization of an alphaherpesvirus membrane protein that is essential for anterograde axonal spread of infection in neurons. mBio. 3 (2), (2012).
- Taylor, M. P., Kobiler, O. Alphaherpesvirus axon-to-cell spread involves limited virion transmission. Proceedings of the National Academy of Sciences. , (2012).
- Kobiler, O., Brodersen, P., Taylor, M. P., Ludmir, E. B., Enquist, L. W. Herpesvirus replication compartments originate with single incoming viral genomes. mBio. 2 (6), (2011).
- Shaner, N. C., Steinbach, P. A., Tsien, R. Y. A guide to choosing fluorescent proteins. Nature Methods. 2 (12), 905-909 (2005).
- Snapp, E. L. Fluorescent proteins: a cell biologist's user guide. Trends in Cell Biology. 19 (11), 649-655 (2009).
- Ch'ng, T. H., Flood, E. A., Enquist, L. W. Culturing primary and transformed neuronal cells for studying pseudorabies virus infection. Methods in molecular biology (Clifton, N.J.). , 292-299 (2005).
- Curanovic, D., Ch'ng, T. H., Szpara, M., Enquist, L. Compartmented neuron cultures for directional infection by alpha herpesviruses. Current protocols in cell biology. Chapter 26 (Unit 26.4), (2009).
- Zareen, N., Greene, L. A. Protocol for culturing sympathetic neurons from rat superior cervical ganglia (SCG). J. Vis. Exp. (23), e988(2009).
- Ch'ng, T. H., Enquist, L. W. Neuron-to-Cell Spread of Pseudorabies Virus in a Compartmented Neuronal Culture System. Journal of Virology. 79 (17), 10875-10889 (2005).
- Campenot, R. B., Lund, K., Mok, S. -A. Production of compartmented cultures of rat sympathetic neurons. Nature Protocols. 4 (12), 1869-1887 (2009).
- Kramer, T., Greco, T. M., Taylor, M. P., Ambrosini, A. E., Cristea, I. M., Enquist, L. W. Kinesin-3 Mediates Axonal Sorting and Directional Transport of Alphaherpesvirus Particles in Neurons. Cell Host & Microbe. 12 (6), 806-814 (2012).
- Smith, G. A., Gross, S. P., Enquist, L. W. Herpesviruses use bidirectional fast-axonal transport to spread in sensory neurons. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (6), 3466(2001).
- Kramer, T., Enquist, L. W. Alphaherpesvirus Infection Disrupts Mitochondrial Transport in Neurons. Cell Host & Microbe. 11 (5), 504-514 (2012).
- Swedlow, J. R., Platani, M. Live cell imaging using wide-field microscopy and deconvolution. Cell Structure and Function. 27 (5), 335-341 (2002).
- Kaech, S., Huang, C. F., Banker, G. Short-Term High-Resolution Imaging of Developing Hippocampal Neurons in Culture. Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (3), (2012).
- Frigault, M. M., Lacoste, J., Swift, J. L., Brown, C. M. Live-cell microscopy - tips and tools. Journal of Cell Science. 122 (6), 753-767 (2009).
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