Articolo metodologico

Un metodo per la sistematica elettrochimici ed elettrofisiologiche di valutazione dei neurali registrazione elettrodi

DOI:

10.3791/51084

⸱

3 marzo 2014

 ,  ,  , 
1School of Psychological Science, La Trobe University, 2Intelligent Polymer Research Institute, University of Wollongong, 3ARC Centre of Excellence for Electromaterials Science, 4Health Innovations Research Institute, College of Science, Engineering, and Health, RMIT University

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diversi rivestimenti degli elettrodi influiscono sulle prestazioni di registrazione neurale attraverso modifiche alle proprietà elettrochimiche, chimiche e meccaniche. Confronto di elettrodi in vitro è relativamente semplice, tuttavia confronto della risposta in vivo è tipicamente complicata da variazioni di distanza elettrodo / neurone e tra animali. Questo articolo fornisce un metodo robusto per confrontare elettrodi di registrazione neurali.

Abstract

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Nuovi materiali e disegni per impianti neurali sono in genere testati separatamente, con una dimostrazione di prestazioni, ma senza riferimento ad altre caratteristiche implantari. Ciò preclude una razionale selezione di un particolare impianto come ottimale per una particolare applicazione e lo sviluppo di nuovi materiali basati sui parametri più critici prestazioni. Questo articolo sviluppa un protocollo per in vitro e in vivo test di elettrodi di registrazione neurali. Parametri consigliati per il test elettrochimico ed elettrofisiologico sono documentati con i passaggi chiave e potenziali problemi discussi. Questo metodo elimina o riduce l'impatto di molti errori sistematici presenti in una semplificazione in vivo paradigmi di prova, soprattutto le variazioni della distanza elettrodo / neurone e tra modelli animali. Il risultato è una forte correlazione tra la critica in vitro e in vivo risposte, come impedenza e SIde segnal-to-rumore. Questo protocollo può essere facilmente adattato a test altri materiali elettrodici e disegni. Le tecniche in vitro possono essere espanse per qualsiasi altro metodo non distruttivo per determinare ulteriori importanti indicatori di performance. I principi utilizzati per l'approccio chirurgico nel percorso uditivo possono anche essere modificati per altre regioni o tessuti neurali.

Introduzione

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Impianti neurali sono sempre più utilizzati per la ricerca, il controllo protesi e trattamento di disturbi come il morbo di Parkinson, epilessia e perdita sensoriale 1,2. Misurazione e / o controllare sia la composizione chimica e elettrica del cervello è la base per tutti gli impianti neurali. Tuttavia, è importante somministrare un trattamento solo quando il tessuto neurale è in stato aberrante per ridurre gli effetti collaterali 3. Per esempio, stimolatori cerebrali profondi per il trattamento dell'epilessia dovrebbe essere applicato solo un impulso elettrico al cervello durante un attacco. Alcuni effetti indesiderati possono essere distonia, perdita di memoria, disorientamento, la funzione cognitiva, allucinazioni indotte, depressione o anti-depressione 3,4. In molti dispositivi, un sistema a circuito chiuso è quindi necessario registrare attività elettrica e di innescare stimolazione quando viene rilevato uno stato anomalo. Registrazione di elettrodi vengono usati anche per controllare prodispositivi protesici. E 'fondamentale per registrare l'attività neurale bersaglio con il più alto rapporto segnale-rumore per ottenere il triggering più accurata e il controllo del dispositivo. Un elevato rapporto segnale-rumore è anche altamente desiderabile per applicazioni di ricerca, come dati più affidabili possono essere ottenuti, con conseguente minor soggetti di prova richiesti. Ciò consentirà anche una maggiore comprensione dei meccanismi e dei meccanismi coinvolti nella stimolazione neurale e la registrazione.

Dopo una protesi neurale è stata posta nel cervello, una risposta immunitaria viene attivato 5,6. La durata della risposta è generalmente diviso in fasi acute e croniche, ciascuna composta da diversi processi biologici 7. La risposta immunitaria può avere effetti drammatici sulle prestazioni dell'impianto, come l'isolamento degli elettrodi dei neuroni bersaglio di incapsulamento in una cicatrice gliale o degradazione chimica dei materiali implantari 8.Ciò può ridurre il rapporto segnale-rumore di un elettrodo di registrazione e la potenza di un elettrodo di stimolazione, e piombo sull'elettrodo guasto 9. L'attenta scelta di design dell'impianto e dei materiali sono necessari per evitare il fallimento per tutta la durata dell'impianto.

Molti materiali diversi e design di impianti sono stati sviluppati recentemente per migliorare il rapporto segnale-rumore e stabilità dell'impianto per la registrazione neurale. Materiali per gli elettrodi hanno incluso platino, iridio, tungsteno, ossido di iridio, ossido di tantalio, grafene, nanotubi di carbonio, drogato polimeri conduttori, e più recentemente idrogel. Materiali di substrato provato include anche silicio, ossido di silicio, nitruro di silicio, seta, Teflon, poliimmide, e silicone. Varie modifiche elettrodi sono stati indagati, utilizzando rivestimenti come laminina, neurotrofine, o monostrati auto-assemblati e trattamenti a base di elettrochimica, plasma e tecniche ottiche. Design dell'impiantos potrebbe essere 1 -, 2 - o 3-dimensionale con gli elettrodi generalmente sulla punta di una sonda isolante o lungo il bordo di un codolo per penetrare elettrodi o in una matrice a 2 dimensioni per impianti con superficie corticale. Indipendentemente dal disegno dell'elettrodo o materiale, letteratura precedente ha tipicamente dimostrato le prestazioni del nuovo impianto senza riferimento ad altri costrutti implantari. Questo impedisce una valutazione sistematica delle loro proprietà.

Questo protocollo fornisce un metodo per la comparazione dei diversi materiali elettrodici attraverso una serie di tecniche analitiche ed elettrofisiologici. Si basa su un articolo pubblicato di recente che ha confrontato 4 drogato diversa conduzione rivestimenti polimerici (polipirrolo (PpY) e di poli-3 ,4-etilendiossitiofene (PEDOT) drogato con solfato (SO 4) o para-toluene solfonato (PTS)) e 4 rivestimento in diversi spessori 10. Questo articolo ha trovato un materiale, PEDOT-PTS con un tempo di deposizione 45 sec,avuto il rapporto e picco più alto numero di segnale-rumore con il minor rumore di fondo e che questi parametri dipendevano impedenza dell'elettrodo. PEDOT-PTS visualizzato anche biostabilità acuta superiore rispetto agli altri polimeri drogate conduzione ed elettrodi iridio nude. Il protocollo consente i parametri critici controllando il rapporto segnale-rumore e la stabilità di essere determinato e utilizzato per migliorare ulteriormente le prestazioni di elettrodi di registrazione neurali.

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Protocollo

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Il protocollo è stato approvato dalla La Trobe University (09-28P) e RMIT University comitati etici degli animali (1315).

1. Elettrodo Preparazione e test preliminari in vitro

  1. Preparare le soluzioni di deposizione di rivestimento elettrodi, per esempio 10 mM 3,4-etilendiossitiofene (Edot) e 0,1 M di sodio para-toluene solfonato (Na 2 pts) per formare poli-3 ,4-etilendiossitiofene-PTS (PEDOT-PTS).
  2. Collegare la matrice di elettrodi per un potenziostato.
  3. Posizionare con cura la matrice di elettrodi nella soluzione di deposizione e bloccare in posizione.
  4. Collocare un controelettrodo maglia platino ed elettrodo di riferimento Ag / AgCl nella soluzione di deposizione e collegarsi ad un potenziostato.
  5. Utilizzando potenziostato, rivestimenti deposito sugli elettrodi desiderati. Condizioni di deposizione (potenziale, corrente e tempo) potranno variare a seconda delle vernici desiderati. Per rivestimenti PEDOT-PTS, un pote applicatantial di 1 V per 15, 30, 45, o 60 sec è stato usato. Quattro elettrodi sulla matrice devono essere rivestiti con il rivestimento in una configurazione sfalsata (Figura 1).
  6. Rimuovere la matrice di elettrodi dalla soluzione di deposizione e risciacquare delicatamente con acqua deionizzata.
  7. Ripetere la procedura di rivestimento con altri materiali come desiderato.
  8. Preparare la soluzione di test in vitro (0,3 M fosfato di sodio (Na 2 HPO 4) in acqua deionizzata).
  9. Collegare la matrice di elettrodi per un potenziostato.
  10. Posizionare con cura la matrice di elettrodi nella soluzione di test e bloccare in posizione.
  11. Posizionare un contatore elettrodo maglie platino ed elettrodo di riferimento Ag / AgCl nella soluzione di test e connettersi a un potenziostato.
  12. Utilizzando il potenziostato, effettuare spettroscopia di impedenza elettrochimica sequenziale (EIS) (Offset potenziale 0 V, ampiezza 10 mV, gamma di frequenza 10-100,000 Hz) e voltammetria ciclica (1 ciclo, campo di potenziale 00,8 a -0,8 V, frequenza di scansione di 100 mV / sec) su tutti gli elettrodi. Elettrodi non testati sono conservati presso potenziale circuito aperto e un momento tranquillo di 1 sec viene utilizzato tra ciascuna prova. Tutti i 32 elettrodi sono in contatto con la soluzione per la sessione di test completo di 1 ora.
  13. Rimuovere la matrice di elettrodi dalla soluzione di prova e lavare delicatamente con acqua deionizzata.
  14. Eseguire tutte le altre analisi desiderati come la microscopia ottica.
  15. Conservare le sonde in un contenitore protettivo asciutto per evitare danni e degrado delle superfici degli elettrodi.

2. Elettrodi impianto

  1. Pesare il topo.
  2. Iniettare uretano (20% w / v in acqua distillata, 1,3 g / kg ip) per anestesia nonrecovery.
  3. Garantire esordio anestesia testando per un riflesso ritiro pizzico punta. Se l'anestesia non è sufficiente, dosi supplementari di uretano deve essere somministrato (0,3 g / kg ip).
  4. Applicare il lubrificante occhio, e poi radere la testa del unIMAL.
  5. Posto l'animale in posizione prona su un piatto omeotermale e inserire una sonda rettale (37,5 ° C).
  6. Mettere una barra orecchio nella posizione finale circa previsto entro il telaio stereotassico, e quindi regolare l'animale per posizionare la barra orecchio nel meato acustico esterno.
  7. Allineare la seconda barra orecchio nel meato acustico esterno controlaterale. Spostare l'animale nei bar orecchio ad allinearsi con il supporto del dente.
  8. Utilizzando pinze rat-dente, aprire la mascella dell'animale, agganciare gli incisivi superiori sopra il supporto del dente e bloccare il naso al suo posto.
  9. Crea un'incisione nella pelle della testa, circa 1 mm verso destra della linea mediana e da 10 mm ad rostrale a 10 mm caudale di lambda.
  10. Retrarre la pelle e lateralmente muscolare dall'incisione per esporre parietale e ossa interparietale Utilizzo 20% soluzione di perossido di idrogeno e un tampone di garza, strofinare la superficie dell'osso esposto.
  11. Praticare un foro di circa3 millimetri 2 nell'osso interparietal più vicino al lambda e la linea mediana possibile e togliere il tappo osso. Utilizzando soluzione salina sterile, lavare il foro per rimuovere la polvere di osso o frammenti che possono danneggiare l'elettrodo.
  12. Utilizzando le forbici spuntate-schietto, sezionare sotto la collottola e creare una cavità. Avvolgere un filo di Ag / AgCl in cotone, saturare con soluzione salina e quindi inserire l'elettrodo di riferimento nella cavità.
  13. Fare un'incisione della dura madre sul piano sagittale con la punta di un ago.
  14. Fissare la matrice di elettrodi al manipolatore elettrodo e regolarne la posizione sopra l'apertura con un angolo rostro-caudale 19 °. Inserire manualmente l'elettrodo circa 2 mm nel cervello verso il collicolo inferiore.
  15. Fissare il diffusore al bar all'orecchio cava di sinistra.
  16. Assicurarsi che l'amplificatore è acceso. Quindi verificare l'anestesia degli animali prima di sigillare la camera di registrazione.

3.In Testing vivo

  1. Invia raffiche di rumore bianco, (rumore gaussiano distribuito, 1-44 kHz, 10 msec tempo di salita-discesa) e monitorare l'attività su ciascun elettrodo. La velocità massima alla quale scoppia dovrebbe essere consegnato è uno scoppio ogni 200 msec.
  2. Utilizzando il microdrive motorizzato, inserire lentamente la matrice di elettrodi fino a quando l'attività acusticamente guidato viene registrata sui 3 elettrodi più distali di ciascun gambo (il numero e la posizione delle attività di registrazione elettrodi possono variare con il posizionamento degli elettrodi o design elettrodo).
  3. Eseguire il protocollo di stimolazione acustica con 300 ripetizioni di 50 msec raffiche di rumore bianco (rumore gaussiano distribuito, 1-44 kHz, 10 msec tempo di salita-discesa), con un tasso di ripetizione 1 sec a 70 dB, e registrare l'attività dell'unità multipla a ciascun elettrodo ( 24.4 kHz frequenza di campionamento).
  4. Inserire lentamente la matrice di elettrodi altri 200 μ m nella IC per posizionare ciascun elettrodo o meno nella stessa posizione come elettrodo più distale da the posizione di registrazione iniziale.
  5. Ripetere la stimolazione acustica e il protocollo di registrazione neurale.
  6. Continuare inserendo la matrice di elettrodi in 200 μ m passi e l'esecuzione della stimolazione acustica e il protocollo di registrazione neurale fino a quando tutti gli elettrodi hanno registrato l'attività acusticamente guidato da un minimo di 3 posizioni (in genere 8-12 posizioni elettrodi in tutto).
  7. Ritrarre la matrice di elettrodi in 200 μ m passi e continuare a svolgere la stimolazione acustica e il protocollo di registrazione neurale fino alla posizione iniziale matrice di elettrodi è raggiunto.
  8. Rientrare con cautela la matrice di elettrodi manualmente.
  9. Iniettare una dose eccessiva di pentobarbitone sodio (Lethobarb; 200 mg / kg ip) di eutanasia dell'animale.
  10. Lavare delicatamente la matrice di elettrodi con acqua distillata. Poi memorizzare le sonde in un contenitore protettivo asciutto per evitare danni e degrado delle superfici degli elettrodi.

4. Post-impianto in vitro Testing

  1. Lavare delicatamente la matrice di elettrodi con acqua distillata per rimuovere eventuali contaminazioni.
  2. Collegare la matrice di elettrodi per un potenziostato.
  3. Posizionare con cura la matrice di elettrodi nella soluzione di test e bloccare in posizione.
  4. Posizionare un contatore elettrodo maglie platino ed elettrodo di riferimento Ag / AgCl nella soluzione di test e connettersi al potenziostato.
  5. Utilizzando il potenziostato, effettuare spettroscopia di impedenza elettrochimica sequenziale (EIS) (Offset potenziale 0 V, ampiezza 10 mV, gamma di frequenza 10-100,000 Hz) e voltammetria ciclica (1 ciclo, il potenziale range da 0,8 a -0,8 V, frequenza di scansione di 100 mV / sec ) su tutti gli elettrodi. Elettrodi non testati sono conservati presso potenziale circuito aperto e un momento tranquillo di 1 sec viene utilizzato tra ciascuna prova. Tutti i 32 elettrodi sono in contatto con la soluzione per la sessione di test completo di 1 ora.
  6. Rimuovere la matrice di elettrodi dalla soluzione di prova e lavare delicatamente con acqua deionizzata.
  7. Pmerletti la matrice di elettrodi in una soluzione detergente enzimatica per 24 ore.
  8. Rimuovere la matrice di elettrodi dalla soluzione e sciacquare con acqua distillata.
  9. Collegare la matrice di elettrodi per un potenziostato.
  10. Posizionare con cura la matrice di elettrodi nella soluzione di test e bloccare in posizione.
  11. Posizionare un contatore elettrodo maglie platino ed elettrodo di riferimento Ag / AgCl nella soluzione di test e connettersi al potenziostato.
  12. Utilizzando il potenziostato, effettuare spettroscopia di impedenza elettrochimica sequenziale (EIS) (Offset potenziale 0 V, ampiezza 10 mV, gamma di frequenza 10-100,000 Hz) e voltammetria ciclica (1 ciclo, il potenziale range da 0,8 a -0,8 V, frequenza di scansione di 100 mV / sec ) su tutti gli elettrodi. Elettrodi non testati sono conservati presso potenziale circuito aperto e un momento tranquillo di 1 sec viene utilizzato tra ciascuna prova. Tutti i 32 elettrodi sono in contatto con la soluzione per la sessione di test completo di 1 ora.
  13. Rimuovere la matrice di elettrodi dalla soluzione in esame elavare delicatamente con acqua deionizzata.
  14. Conservare le sonde in un contenitore protettivo asciutto per evitare danni e degrado delle superfici degli elettrodi.

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Risultati

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Una serie di elettrodi tipico utilizzato per questo protocollo sperimentale è mostrato in Figura 1. Ci sono 32 elettrodi all'iridio su 4 stinchi con 413 μ m 2 Superficie geometrica nominale e una μ m passo 200. Ogni secondo elettrodo sulla matrice è stata rivestita con uno dei quattro rivestimenti differenti elettrodi, etichettate 1-4. I materiali di rivestimento sono stati scelti con attenzione per le loro proprietà chimiche, meccaniche ed elettrochimiche. Come accennato in...

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Discussione

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Questo protocollo fornisce un metodo per la comparazione dei rivestimenti elettrodo di registrazione neurali entro un animale. Il design elettrodo utilizzato è ideale per l'impianto in un ratto collicolo inferiore (IC), con dimensioni di un livello simile. Variazioni di questo elettrodo come più spazio tra gambi impedirebbero tutti gambi essendo nel ratto IC Allo stesso tempo, mentre gambi più lunghi e un passo più grande tra gli elettrodi aumentano il rischio che le punte gambo verranno in contatto con la base del ...

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Dichiarazioni

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
Gli autori riconoscono il sostegno del Consiglio della Ricerca Australiano attraverso il Centro di Eccellenza per Electromaterials Science.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Attenuatore programmabileTDTPA5Controlla l'ampiezza del segnale acustico su tutte le frequenze
Driver elettrostatico dell'altoparlanteTDTED1Aziona gli altoparlanti elettrostatici (EC1)
Altoparlante elettrostatico accoppiatoTDTEC1Fornisce il suono all'animale
Stazione base di elaborazioneTDTRZ2Registra l'attività neurale dall'array di elettrodi (utilizzando il preamplificatore PZ2)
PreamplificatoreTDTPZ2-256Preamplificatore ad alta impedenza a 256 canali
Processore multifunzioneTDTRX6Utilizzato per generare stimoli acustici
Elettrodo multicanaleNeuroNexus TechnologiesA4 & volte; 8– 5mm-200-200-413Array di elettrodi a 4 gambi a 32 canali
PotenziostatoCH StrumentiCHI660BDeposita i rivestimenti degli elettrodi ed esegue voltammetria ciclica ed EIS (utilizzato con CHI684)
MultiplexerCH InstrumentsCHI684Passa da un elettrodo all'altro sul potenziostato
Fosfato disodicoFluka71644Utilizzato nella soluzione di prova
3,4- Etilendiossitiofene (EDOT)Sigma Aldrich483028Un materiale di rivestimento dell'elettrodo
para-toluene sulfonato (Na2pTS)Sigma Aldrich152536Un materiale di rivestimento dell'elettrodo
UretanoSigma AldrichU2500Utilizzato per anestetizzare l'elettrodo animale
Argento/Cloruro d'argentoCH InstrumentsCHI111Utilizzato per testare l'elettrodo in vitro
Elettrodo di platinoCH InstrumentsMW4130Utilizzato per testare l'elettrodo in vitro
Microdrive motorizzatoSutter InstrumentsDR1000Per controllare la posizione dell'array di elettrodi durante l'intervento
chirurgico Detergente enzimaticoAdvanced Medical OpticsUltrazymePulisce la proteina dall'array di elettrodi dopo l'impianto
Involucro acusticoTMC Ametek83-501Isola l'animale dal rumore acustico ed elettrico
Telaio stereotassicoDavid Kopf Instruments1430Protegge e posiziona l'animale
Regolatore di temperaturaWorld Precision InstrumentsATC1000Controlla la temperatura dell'animale
Trapano osseoKaVo DentalK5PlusUtilizzato per eseguire la craniectomia
AspiratoreFlaemSuction proUtilizzato per eseguire la craniectomia

Riferimenti

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  1. Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation. IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).
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  3. Perlmutter, J. S., Mink, J. W. Deep Brain Stimulation. Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).
  4. Weaver, F. M., et al. Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease. J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).
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  7. Liu, X., et al. Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes. IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).
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  12. Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film. J. Neural Eng. 3, 59 (2006).

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