È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Elettrofisiologici Registrazione da

16.3K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/51355

⸱

26 febbraio 2014

 ,  , 
1MCDB, Yale University

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo descrive registrazione extracellulare delle possibili azioni di risposta sparati dai neuroni del gusto labellar in Drosophila.

Abstract

La risposta gusto periferico degli insetti può essere potentemente indagato con tecniche elettrofisiologiche. Il metodo qui descritto consente al ricercatore di misurare le risposte gustative direttamente e quantitativamente, riflettendo l'input sensoriale che il sistema nervoso dell'insetto riceve da stimoli di sapore nel suo ambiente. Questo protocollo descrive tutti i passaggi chiave nello svolgimento di questa tecnica. I passaggi critici nel montaggio di un impianto di elettrofisiologia, come la scelta delle attrezzature necessarie e di un ambiente adatto per la registrazione, sono delineati. Abbiamo anche descritto come prepararsi per la registrazione facendo opportuni elettrodi di riferimento e di registrazione, e le soluzioni sapida. Descriviamo in dettaglio il metodo per preparare l'insetto mediante inserimento di un elettrodo di riferimento in vetro al volo per immobilizzare proboscide. Noi mostriamo tracce di impulsi elettrici sparati da neuroni gusto in risposta ad uno zucchero e un composto amaro. Aspetti del protocollo sono tecnicamente impegnativo e includiamo una descrizione dettagliata di alcune sfide tecniche comuni che si possono incontrare, come la mancanza di segnale o rumore eccessivo nel sistema, e le possibili soluzioni. La tecnica ha limitazioni, come l'incapacità di fornire stimoli temporalmente complessi, osservare sfondo cottura immediatamente prima stimolo consegna o usare i composti gusto insolubili in acqua convenientemente. Nonostante questi limiti, questa tecnica (comprese variazioni minori si fa riferimento nel protocollo) è uno standard, procedura ampiamente accettato per la registrazione di risposte neuronali Drosophila al gusto composti.

Introduzione

Il senso del gusto permette un insetto per rilevare una vasta gamma di prodotti chimici solubili e svolge un ruolo importante nella accettazione di una sostanza nutriente, o il rifiuto di uno nocivi o tossici. Gusto è anche pensato di svolgere un ruolo nella selezione del partner, attraverso il rilevamento di feromoni 1-5. Queste funzioni importanti e diverse hanno reso il sistema del gusto insetto bersaglio irresistibile di indagine come i sistemi sensoriali traducono stimoli ambientali in output comportamentali rilevanti.

L'unità principale del sistema di gusto Drosophila melanogaster sono i capelli gusto, o sensillum. Le molecole entrano nel sensillum attraverso un poro al suo 2,6 punta. Sensilli si trovano sul labello, le gambe, il margine dell'ala, e la faringe 6. Sul labello, il numero e la posizione dei sensilli è stereotipati. Ci sono tre classi morfologiche dei sensilli basati sulla lunghezza: lungo (L), intermedio (I), e brevi (S ) Sensilli 7,8. Ogni sensillum contiene o due (I-type) o quattro (L e S-type) neuroni recettori gustativi (GRN) 9. Diversi GRN rispondono a diverse categorie di stimoli gusto: amaro, zucchero, sale e osmolarità 7,10 ed esprimono diversi sottoinsiemi di recettori gustativi 8,11-13. Solo io e S-type sensilla contengo amaro-reattiva GRN 8,10. Il progetto GRN al ganglio subesophageal (SOG) e la loro attivazione da molecole sapide viene trasmesso al sistema nervoso centrale superiore per la decodifica, causando una risposta comportamentale 6. Il numero relativamente piccolo di neuroni e la riconducibilità di analisi molecolare e comportamentale rendono il sistema gusto Drosophila un ottimo modello per lo studio di sistemi gustativi in generale. La relativa facilità con cui il sistema può essere manipolato tramite mutazione genetica o il sistema di espressione GAL4-UAS serve anche come uno strumento prezioso 14,15.

ONTENUTO "> Poiché questi sensilla sporgono dalla superficie del labello, fanno ottimi bersagli per elettrofisiologia. lo sparo della GRN può essere monitorato tramite registrazione extracellulare. Storicamente, il metodo di registrazione parete laterale, che utilizza un elettrodo di vetro inserita nel sensillum per registrare l'attività neuronale, 26 è stato utilizzato. Tuttavia, questo metodo è tecnicamente difficile da eseguire, ed è difficile da registrare per lungo da ciascun preparato. Procedimento punta-registrazione, che misura la risposta dei neuroni con un elettrodo che offre allo stesso tempo una sapida, da allora è diventato il metodo di scelta 9,16. Esso è stato utilizzato per studiare il sistema del gusto di Drosophila melanogaster 8,10,17,18 così come un certo numero di altre specie di insetti 19-23. Ha stato notevolmente facilitato dallo sviluppo dell'amplificatore tastePROBE, che ha superato uno dei principali inconvenienti del metodo punta-registrazione compensandola grande differenza di potenziale tra l'elettrodo di riferimento e l'sensillum insetto, permettendo ai potenziali d'azione GRN da registrare senza eccessivo amplificazione o filtraggio 24. Un altro importante sviluppo è stato l'uso di tricholine citrato come elettrolita registrazione 25. TCC sopprime le risposte dal GRN osmolarità sensibile e non stimola il GRN sensibili al sale, rendendo risposte generate dal tastants amaro e zucchero molto più facile da analizzare 25.

Qui si descrive come la registrazione punta di Drosophila labellar sensilli è attualmente eseguita in laboratorio Carlson. Questo protocollo spiegherà come stabilire un impianto adatto elettrofisiologia, come preparare al volo, e come eseguire le registrazioni di gusto. Presentiamo anche alcuni dati rappresentativi ottenuti dalla registrazione da sottoinsiemi di Drosophila sensilli, nonché alcuni problemi comuni e le possibili soluzioni che si possono incontrare quando si usa questatecnica.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Il seguente protocollo è conforme a tutte le direttive cura degli animali della Yale University.

1. Reagenti agricole per la preparazione

  1. Registrazione installazione attrezzature (Figura 1A).
    1. Scegliere una sala per l'installazione impianto che è libero di ampie variazioni di temperatura o umidità e anche isolata da fonti di rumore elettrico e meccanico, come i frigoriferi e centrifughe.
      figure-protocol-1
      Figura 1. (A) Presentazione di installazione impianto di registrazione. Stereomicroscopio (a) è montato sulla piattaforma anti-vibrazione (b) portaelettrodo. Riferimento (c) è montato sulla piattaforma opposta headstage (d), tramite micromanipolatori. Un tubo di plastica scarico (e) fornire flusso di aria umidificata diretto alla preparazione mosca è montato anche su tegli piattaforma. Headstage è collegato all'amplificatore (f), che è collegato al sistema di acquisizione digitale (DAS) (g), che è collegato ad un PC (h). (B) Configurazione degli elettrodi e del tubo di scarico:. Elettrodo di riferimento a sinistra, elettrodo di registrazione a destra, e il flusso d'aria tubo di scarico diretto in preparazione fly Clicca qui per vedere l'immagine ingrandita.
    2. Mount stereomicroscopio al centro del tavolo anti-vibrazione o piattaforma.
    3. Attaccare micromanipolatori per la preparazione elettrodo di riferimento / insetto e headstage / elettrodo di registrazione rispettivamente a sinistra ea destra del microscopio, utilizzando supporti magnetici.
    4. Mount presa tubo di plastica in una terza micromanipolatore al retro del microscopio, orientato in modo tale che l'apertura del tubo è puntato verso la posizione di mosca prep (vedere Figura 1B).
    5. Utilizzando tubi di plastica flessibile, apresa tachimetro tubo di plastica ad una beuta da vuoto parzialmente riempito con acqua. Collegare una piccola pompa acquario a bolla d'aria attraverso l'acqua nel pallone, generando un flusso d'aria umidificata attraverso il tubo plastico scarico verso la mosca.
    6. Mount fibra ottica sorgente luminosa dal tavolo vibrazione, orientando le uscite per illuminare la preparazione riflettono la luce con un foglio di carta bianca della carta direttamente sotto la preparazione. Accertarsi che la sorgente di luce non poggia sul tavolo. Nota: il vantaggio di riflettere la sorgente di luce su un disco di carta è duplice: migliora il contrasto, rendendo sensilla più facile da visualizzare, e impedisce il riscaldamento del preparato che deriverebbe dalla luce diretta.
    7. Inserire tastePROBE amplificatore nel sistema di acquisizione digitale (DAS), e la DAS in un personal computer, secondo il manuale fornitore. Collegare piede grilletto pedale e organizzare in area di lavoro. Nota: prese a muro elettricamente isolate per l'amplificatore e DAS sono altamente auspicabilegrado.
    8. Elettricamente a terra microscopio, micromanipolatori, e la sorgente luminosa per il collegamento di componenti metallici per tavolo con morsetti a coccodrillo e lunghezze di filo elettrico isolato e nastro isolante. Elettricamente a terra piattaforma di metallo collegandosi alla costruzione di terra o DAS, che viene messa a terra tramite spina di alimentazione.
    9. Installare il software appropriato di acquisizione per la DAS di scelta sul personal computer. Nota: Assicurarsi che i driver di acquisizione digitali sono compatibili con il sistema operativo del PC.
    10. Configurare l'amplificazione software (10-100x), il filtraggio del segnale (tipicamente un filtro passa-banda Bessel impostato da 100 Hz-3, 000 Hz), e frequenza di campionamento (almeno 10 KHz). Nota: ampiezze di segnale dai neuroni gustative sono tipicamente nel range 0,5-2 mV, per cui la scala di visualizzazione è impostato per facilitare la loro visualizzazione. Nota: Il filtro 100 Hz consente di escludere il rumore elettrico estraneo, tuttavia, cambia la forma delle punte e può fare advanced picco ordinamento more impegnativo. In alternativa, un filtro 1 Hz può essere utilizzato.
    11. Facoltativamente, una gabbia di Faraday può essere impostato intorno all'intera tavola vibrante. Tuttavia, piccoli fogli di alluminio sono in genere sufficienti per ridurre il rumore generato dall'ambiente esterno o investigatore.
  2. Glass elettrodi Preparazione
    figure-protocol-2
    Elettrodi Figura 2. Riferimento e di registrazione. Fotografie sotto l'ingrandimento di capillari di vetro tirato in elettrodo di riferimento, con (A) e senza (B) punta rotta, e elettrodi di registrazione (C). Barra bianca rappresenta 2 mm. Clicca qui per vedere l'immagine ingrandita.
    1. Tirare il riferimentoelettrodo da un capillare di vetro usando una pipetta strumento estrattore. Nota: Le impostazioni esatte del programma pipetta estrattore possono variare da strumento a strumento. Provare a raggiungere un lungo cono graduale. La dimensione dei pori sulla punta non è fondamentale perché la punta sarà rotto prima preparazione fly (Figure 2A e 2B), tuttavia, assicurarsi che il diametro della lunghezza conica dell'elettrodo è né troppo sottile, che non consente una sufficiente immobilizzazione del labello, né troppo grande, che potrebbe danneggiare i neuroni gustative o rottura delle ghiandole salivari.
    2. Estrarre l'elettrodo registrazione da un capillare di vetro borosilicato con filamento con uno strumento pipetta estrattore. Cercare di ottenere un cono che è minore di quella dell'elettrodo di riferimento, e un diametro dei pori di circa 10-15 micron (Figura 2C) 28.
  3. Soluzioni sapida preparazione
    1. Utilizzare soluzione Ringer Beadle-Ephrussizione (B & E) come elettrolita elettrodo di riferimento. Per fare un litro di B & E, sciogliere 7,5 g di NaCl, 0,35 g di KCl, e 0,279 g di CaCl 2 ∙ 2H 2 O in un litro di acqua ultrapura. Conservare aliquote inferiori a -20 ° C.
    2. Utilizzare 30 mM soluzione tricholine citrato (TCC) come elettrolita elettrodo di registrazione e solvente per soluzioni sapida 25, se le risposte GRN amaro o zucchero sono da misurare. In alternativa, 1-3 mM soluzione di cloruro di potassio può essere utilizzata se le risposte della cellula acqua devono essere misurate.
    3. Per rendere le soluzioni sapida, pesare la quantità appropriata di sapida in polvere e aggiungere al TCC per fare uno stock concentrazione iniziale. Usare questo per fare diluizioni seriali di questo stock iniziale per produrre la concentrazione desiderata per il test. Nota: Se tastants non facilmente si dissolvono in acqua, un altro solvente, come etanolo, può essere usato per fare magazzino concentrazione iniziale. Una soluzione di controllo adeguato di TCC e solvente senza sapidadovrebbe essere utilizzato in questo caso.
    4. Il negozio di aliquote lungo termine a -20 ° C. Memorizzare un aliquota di lavoro di una soluzione sapida a 4 ° C per la registrazione all'uso fino a una settimana, a seconda delle proprietà chimiche del sapida.

2. Drosophila Preparazione

figure-protocol-3
Figura 3. Preparazione di volare per la registrazione. (A) Posizione di inserimento dell'elettrodo di riferimento nel torace dorsale di volare. La freccia bianca indica l'elettrodo di riferimento. (B) la posizione intermedia di elettrodo di riferimento: avanzare attraverso il collo e la testa, non proboscide ancora esteso. (C, D) volare con elettrodo di riferimento in posizione finale con la punta di elettrodo all'interno labello, e proboscidecompletamente esteso. Clicca qui per vedere l'immagine ingrandita.

  1. Raccogliere le mosche appena eclosed per la registrazione da culture fly ben curati, cresciute sotto-e temperatura condizioni di umidità controllata, e invecchiare 5-10 giorni in flaconi di coltura fresco prima di registrare.
  2. Raffreddare piastra microscopio su ghiaccio per 15-30 minuti prima di preparare mosca.
  3. Backfill elettrodo di riferimento vetro con B & E soluzione con un lungo, plastica sottile ago di 0,5 mm di diametro, ad esempio un ago spinale e siringa da 1 ml e delicatamente toccare eventuali bolle. Rompere piccola quantità di punta fuori con pinze e usare un'azione capillare per tirare fuori tutte le bolle rimanenti con un fazzoletto, osservando sotto microscopio da dissezione.
  4. Presentazione B & E-riempita elettrodo di riferimento sul filo del porta elettrodi di riferimento, facendo attenzione a non introdurre bolle d'aria.
  5. Aspirare volare in una punta di pipetta P200, utilizzando fly aspiratore incorporatodalla tubazione, maglia e puntale; 29 posto nel secchiello del ghiaccio e freddo per 30-60 sec.
  6. Rimuovere la piastra microscopio da ghiaccio, eliminare ogni residuo di umidità, e la posizione sotto il microscopio. Battere delicatamente volare fuori punta della pipetta sulla piastra microscopio.
    Nota: la mosca dovrebbe essere sufficientemente immobilizzato per manipolare facilmente.
  7. Sotto basso ingrandimento, rimuovere delicatamente le zampe anteriori, con un paio di pinze, mentre si tiene la stalla torace con l'altra coppia di pinze. Posizionare la mosca sul suo lato ventrale, lato dorsale verso l'alto. Nota: essere sempre attenti a non toccare il labello con le pinze in qualsiasi momento durante il processo di preparazione per minimizzare i danni meccanici.
  8. Tenendo la mosca in posizione con un paio di pinze, inserire l'elettrodo di riferimento alla linea mediana della dorsale posteriore del torace. Un angolo suggerito di entrata è di circa quarantacinque gradi, in direzione della testa (Figura 3A).
  9. Fissare l'elettrodo di riferimentoe supporto con plastilina in modo che la mosca è visibile sotto il microscopio ad alto ingrandimento. Manovra e l'angolo l'elettrodo di vetro attraverso il collo e la testa, facendo scorrere la mosca nei confronti del titolare elettrodo di riferimento utilizzando due paia di pinze. Nota: Lavorate in fretta, ma senza problemi, è più facile per completare questo passaggio, mentre la mosca è ancora immobilizzata dal freddo (Figura 3B).
  10. Estendere delicatamente la proboscide con una coppia di pinze, facendo scorrere la mosca ulteriormente l'elettrodo di riferimento vetro, finché la punta dell'elettrodo è all'interno del labello e la proboscide è completamente estesa (figure 3C e 3D). Nota: Fare attenzione a non forare qualsiasi parte del tessuto proboscide o distendere il bordo del labello con l'elettrodo di riferimento, in quanto ciò potrebbe danneggiare il volo e / o sapore neuroni e compromettere la qualità di registrazione.

3. Registrazione da Labellar Sensilla

figure-protocol-4
Figura 4. Registrazione da mosca. (A) labello di preparazione volare sulla sinistra con elettrodo di registrazione in linea di contatto a destra, in alto ingrandimento. (B) elettrodo di registrazione e single sensillum sul labello in contatto, in alto ingrandimento. Clicca qui per vedere l'immagine ingrandita.

  1. Mettere sempre a terra toccando la superficie metallica del tavolo anti-vibrazione o piattaforma prima di toccare qualsiasi apparecchiatura durante il processo di registrazione! Nota: E 'estremamente importante non fornire una carica elettrostatica al headstage come che possono danneggiare i circuiti.
  2. Sicuro titolare elettrodo di riferimento al micromanipolatore montato sulla tavola un'aria di Recording rig. Posizione un lobo del labello in campo microscopio di vista, in alto ingrandimento (in genere almeno 140X), in linea con il flusso di aria umidificata.
  3. Accendere il flusso di aria umidificata, computer, DAS, e l'amplificatore. Software di acquisizione Apri.
  4. Sciacquare e riempire elettrodo di registrazione vetro con sapida desideri.
    1. Risciacquare elettrodo di registrazione di vetro con acqua ultrapura utilizzando una siringa e tubo di plastica da 28 a tirare piccole quantità di acqua attraverso il tubo almeno dieci volte.
    2. Sciacquare elettrodo di registrazione con sapida almeno cinque volte. Riempire elettrodo di registrazione di circa un terzo a pieno a metà con sapida e togliere dal tubo. Se ci sono bolle d'aria, toccare per rilasciare o semplicemente riempire l'elettrodo.
    3. Infilare elettrodo sul filo di argento headstage rapidamente ed uniformemente in modo da non introdurre bolle d'aria.
  5. Stimolare singolo sensillum con elettrodo di registrazione sapida-riempita.
    1. Utilizzare il micromanipupressione della bombola per portare l'elettrodo di registrazione allineato sensillum di interesse.
    2. Premere il pedale per avviare la modalità di acquisizione dell'amplificatore.
    3. Avanzare l'elettrodo di registrazione con la manopola di regolazione fine della micromanipolatore attenzione fino a quando non entra in contatto con la punta di sensillum e la registrazione comincia.
    4. Rimuovere l'elettrodo dopo 1-2 sec.
    5. Ripetere passo 3.5 con altri sensilli, se lo si desidera. Nota: Attendere almeno 1 minuto tra presentazioni alla stessa sensillum. Se la registrazione con un singolo sapida per un periodo prolungato di tempo, la soluzione sapida potrebbe seccarsi e la soluzione nella punta può diventare più concentrato. Questo può essere risolto contattando delicatamente la punta dell'elettrodo di vetro con carta liscia per rimuovere una piccola quantità di liquido per capillarità.
  6. Per registrare le risposte a un altro sapida, risciacquare e elettrodo di registrazione del carico con il nuovo sapida e ripetere il punto 3.4. Nota: accuratamente sciacquare l'elettrodo tra tastants è absolutely fondamentale per evitare la contaminazione incrociata.
  7. Salvare i file di dati periodicamente con informazioni di identificazione, come data, genotipo, e tastants. Nota: E 'importante tenere una copia scritta della sapida e dell'identità sensillum di ogni presentazione durante la sessione di registrazione per l'analisi dei dati.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Figura 5A mostra la risposta di una L sensillum ad uno zucchero, saccarosio. Lo stesso sensillum non risponde ad un composto amaro, berberina. Figura 5B mostra che un tipo I sensillum, che contiene un neurone reattivo amaro, visualizza maggiori picchi di ampiezza in risposta alla berberina, e picchi di ampiezza più piccoli in risposta al saccarosio. L sensilla visualizzare una minima risposta di fondo al controllo solvente, TCC, mentre sensilla visualizzo praticamente alcuna risposta al...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Sensilla Labellar variano nella facilità della registrazione a causa delle differenze nella morfologia e l'organizzazione anatomica. A volte un sensillum non risponde ad alcuna tastants, anche uno che è noto per suscitare una risposta positiva. La frequenza con cui ciò si verifica varia a seconda del tipo di sensillum. L sensilla sono più costantemente reattivo e sono relativamente facili da accedere a causa della loro lunghezza. In generale, S sensilli sono sempre reattivo, ma la loro corta lunghezza e la posizione...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato supportato da un predoctoral 1F31DC012985 sovvenzione NRSA (a RD) e da sovvenzioni NIH per JC

Vorremmo ringraziare il Dott. Linnea Weiss per gli utili commenti sul manoscritto, il dottor Ryan Joseph di aiuto per la compilazione figure, e il dottor Frederic Marion-Poll per utili consigli tecnici. Vorremmo inoltre ringraziare gli utili commenti di quattro utenti.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Microscopio stereo zoomOlympusSZX12 DFPLFL1,6x PF oculari: WHN10x-H/22in grado di ingrandimento ~150X con supporto da tavolo a lunga distanza di lavoro
Sistemi cineticida tavolo antivibrantiMicromanipolatori BenchMate2210
NarishigeNMN-21
Supporti magneticiENCOModello #625-0930
Riferimento Porta elettrodoHarvard ApparatusESP/W-F10NPuò essere montato su pipetta sierologica da 5 ml per una gamma estesa
Silver WireWorld Precision InstrumentsAGW15100,3-0,5 mm di diametro
storta generico
Tubodi uscita generico, diametro 1 cm
Tubo flessibile in plasticaNalgene8000-0060VI grado 1/4 di diametro interno 
conico da 500 mlgenerico, con braccio laterale
Pompa per acquarioGiardini acquaticiPompa ad aria 2000
Sorgente luminosa in fibra otticaDolan-JennerIndustries Fiber-Lite 2100
White Card/PaperWhatman1001-110
Sistema di acquisizione digitaleSyntechIDAC-4Alternativa: National Instruments NI-6251  
HeadstageSyntechDTP-1Tasteprobe Tasteprobe
AmplifierSyntechDTP-1Tasteprobe
Clip a coccodrilloGrainger1XWN7Qualsiasi marca va bene
Cavo
Connettore in oro generico Pin WorldPrecision Instruments5482
Personal ComputerDellVostroVerifica la compatibilità con il sistema di acquisizione digitale e il software
Software di acquisizione SyntechAutospikeAutospike funziona con IDAC-4; in alternativa, utilizzare LabView con NI-6251
Foglio di alluminio e/o gabbiaSchermatura dal rumore elettromagnetico Capillari
vetro borosilicatoPrecision Instruments1B100F-4
Estrattore per pipetteSutter Instrument CompanyModello P-87 Estrattore per micropipette fiammeggiante/marrone
SigmaT0252-100G
StereomicroscopioOlympusVMZ 1x-4xin grado di ingrandire 10-40X
SecchielloPunte
pipette generiche p200
Ago spinaleTerumoSN * 2590
Siringa da 1 mlBeckton-Dickenson
Assemblato da puntali per pipette P1000, tubi di plastica flessibili e rete
Modellazione Clay
Generic PincipeFine Science Tools By Dumont11252-00#5SF (punte super-fini)
Siringa da 10 mlBeckton-Dickinson301029
Tubo in plasticaTygonR-3603
Supporto per in plastica Pallone elettrico isolato di Faraday in World Soluzione per perline ed ephrussi Ringer Vedere la ricetta nella sezione del protocollo Citrato di tricolina, 65%  per il ghiaccio per generico Aspiratore di mosche 301025

Riferimenti

  1. Glendinning, J. I., Jerud, A., Reinherz, A. T. The hungry caterpillar: an analysis of how carbohydrates stimulate feeding in Manduca sexta. The Journal of experimental biology. 210, 3054-3067 (2007).
  2. Yarmolinsky, D. A., Zuker, C. S., Ryba, N. J. Common sense about taste: from mammals to insects. Cell. 139, 234-244 (2009).
  3. Thistle, R., Cameron, P., Ghorayshi, A., Dennison, L., Scott, K. Contact chemoreceptors mediate male-male repulsion and male-female attraction during Drosophila courtship. Cell. 149, 1140-1151 (2012).
  4. Toda, H., Zhao, X., Dickson, B. J. The Drosophila female aphrodisiac pheromone activates ppk23(+) sensory neurons to elicit male courtship behavior. Cell reports. 1, 599-607 (2012).
  5. Lu, B., LaMora, A., Sun, Y., Welsh, M. J., Ben-Shahar, Y. ppk23-Dependent chemosensory functions contribute to courtship behavior in Drosophila melanogaster. PLoS Genet. 8, e1002587(2012).
  6. Stocker, R. F. The organization of the chemosensory system in Drosophila melanogaster: a review. Cell and tissue research. 275, 3-26 (1994).
  7. Hiroi, M., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Differentiated response to sugars among labellar chemosensilla in Drosophila. Zoological Science. 19, 1009-1018 (2002).
  8. Weiss, L. A., Dahanukar, A., Kwon, J. Y., Banerjee, D., Carlson, J. R. The Molecular and Cellular Basis of Bitter Taste in Drosophila. Neuron. 69, 258-272 (2011).
  9. Falk, R., Bleiser-Avivi, N., Atidia, J. Labellar taste organs of Drosophila melanogaster. Journal of Morphology. 150, 327-341 (1976).
  10. Hiroi, M., Meunier, N., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Two antagonistic gustatory receptor neurons responding to sweet-salty and bitter taste in Drosophila. Journal of neurobiology. 61, 333-342 (2004).
  11. Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R. Candidate taste receptors in Drosophila. Science (New York, N.Y.). 287, 1830-1834 (2000).
  12. Cameron, P., Hiroi, M., Ngai, J., Scott, K. The molecular basis for water taste in Drosophila. Nature. 465, 91-95 (2010).
  13. Croset, V., et al. Ancient protostome origin of chemosensory ionotropic glutamate receptors and the evolution of insect taste and olfaction. PLoS Genet. 6, e1001064(2010).
  14. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development (Cambridge, England). 118, 401-415 (1993).
  15. Parks, A. L., et al. Systematic generation of high-resolution deletion coverage of the Drosophila melanogaster genome. Nature genetics. 36, 288-292 (2004).
  16. Hodgson, E. S., Lettvin, J. Y., Roeder, K. D. Physiology of a primary chemoreceptor unit. Science (New York, N.Y.). 122, 417-418 (1955).
  17. Dahanukar, A., Lei, Y. T., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. Two Gr genes underlie sugar reception in Drosophila. Neuron. 56, 503-516 (2007).
  18. Lee, Y., Kim, S. H., Montell, C. Avoiding DEET through insect gustatory receptors. Neuron. 67, 555-561 (2010).
  19. Descoins, C., Marion-Poll, F. Electrophysiological responses of gustatory sensilla of Mamestra brassicae (Lepidoptera, Noctuidae) larvae to three ecdysteroids: ecdysone, 20-hydroxyecdysone and ponasterone. A. J Insect Physiol. 45, 871-876 (1999).
  20. Glendinning, J. I., Davis, A., Ramaswamy, S. Contribution of different taste cells and signaling pathways to the discrimination of "bitter" taste stimuli by an insect. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 22, 7281-7287 (2002).
  21. Sanford, J. L., Shields, V. D., Dickens, J. C. Gustatory receptor neuron responds to DEET and other insect repellents in the yellow-fever mosquito, Aedes aegypti. Die Naturwissenschaften. 100, 269-273 (2013).
  22. Merivee, E., Must, A., Milius, M., Luik, A. Electrophysiological identification of the sugar cell in antennal taste sensilla of the predatory ground beetle Pterostichus aethiops. J Insect Physiol. 53, 377-384 (2007).
  23. Popescu, A., et al. Function and central projections of gustatory receptor neurons on the antenna of the noctuid moth Spodoptera littoralis. Journal of comparative physiology. A, Neuroethology. 199, 403-416 (2013).
  24. Marion-Poll, F., Der Pers, J. V. an Un-filtered recordings from insect taste sensilla. Entomologia Experimentalis et Applicata. 80, 113-115 (1996).
  25. Wieczorek, H., Wolff, G. The labellar sugar receptor of Drosophila. J. Comp. Physiol. A. Neuroethol Sens. Neural Behav. Physiol. 164, 825-834 (1989).
  26. Morita, H. Initiation of spike potentials in contact chemosensory hairs of insects. III. D.C. stimulation and generator potential of labellar chemoreceptor of calliphora. Journal of cellular and comparative physiology. 54, 189-204 (1959).
  27. Lacaille, F., et al. An inhibitory sex pheromone tastes bitter for Drosophila males. PLoS One. 2, e661(2007).
  28. Benton, R., Dahanukar, A. Electrophysiological recording from Drosophila taste sensilla. Cold Spring Harbor protocols. 2011, 839-850 (2011).
  29. Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae. J. Vis. Exp. , e1725(2010).
  30. Axon Instruments. The Axon Guide for Electrophysiology & Biophysics Laboratory Techniques. , (1993).
  31. Fujishiro, N., Kijima, H., Morita, H. Impulse frequency and action potential amplitude in labellar chemosensory neurones of Drosophila melanogaster. Journal of insect physiology. 30, 317-325 (1984).
  32. Marion-Poll, F., Tobin, T. R. Software filter for detecting spikes superimposed on a fluctuating baseline. Journal of neuroscience. 37, 1-6 (1991).
  33. Meunier, N., Marion-Poll, F., Lansky, P., Rospars, J. P. Estimation of the individual firing frequencies of two neurons recorded with a single electrode. Chem Senses. 28, 671-679 (2003).
  34. Marion-Poll Lab Website. , Available from: http://taste.versailles.inra.fr/fred (2013).
  35. Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. Peripheral coding of bitter taste in Drosophila. Journal of neurobiology. 56, 139-152 (2003).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Sensilli gustativi di DrosophilaMetodo di registrazione dell'estremitàRegistrazione del gusto labialeMisurazione della risposta gustativaConfigurazione dell'apparato di elettrofisiologiaElettrodo di riferimento in vetroPreparazione della soluzione tastanteSistema di flusso d'aria umidificatoAnalisi della risposta neuronale
Elettrofisiologici Registrazione da
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.