Articolo metodologico

In Situ Rilevamento di Autoreattivi CD4 cellule T nel cervello e nel cuore Utilizzo Maggiore di Istocompatibilità Dextramers classe Complex II

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DOI:

10.3791/51679

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1 agosto 2014

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1School of Veterinary Medicine and Biomedical Sciences, University of Nebraska, Lincoln, 2Center for Biotechnology, University of Nebraska, Lincoln, 3Nebraska Center for Virology and School of Biological Sciences, University of Nebraska, Lincoln

In questo articolo

Sommario

Il protocollo per rilevare le cellule autoreattive T CD4 nel cervello e nel cuore dalla colorazione diretto con complesso maggiore di istocompatibilità di classe II dextramers è stato descritto nella presente relazione. Per un'analisi completa, un metodo affidabile per enumerare le frequenze di cellule CD4 + T antigene-specifiche in situ è pensato anche.

Abstract

Questo rapporto dimostra l'uso di destrameri di classe II del complesso maggiore di istocompatibilità (MHC) per la rilevazione di cellule T CD4 autoreattive in situ nell'encefalomielite autoimmune sperimentale (EAE) indotta dalla proteina proteolipide della mielina (PLP) 139-151 nei topi SJL e dalla miocardite autoimmune (EAM) indotta dalla miosina pesante cardiaca α (Myhc) 334-352 nei topi A/J. Sono stati utilizzati due set di cocktail di reagenti destromeri, in cui le cellule dextrmeri + sono state analizzate mediante microscopio confocale a scansione laser (LSCM): EAE,IA / PLP 139-151 dextrameri (specifici) / anti-CD4 e IAs/virus dell'encefalomielite murina di Theiler (TMEV) 70-86 destrameri (controllo) / anti-CD4; e EAM, IAk/Myhc 334-352 destromeri/anti-CD4 e IAk/ribonucleasi bovina (RNasi) 43-56 destratrameri (controllo)/anti-CD4. L'analisi LSCM delle sezioni cerebrali ottenute da topi EAE ha mostrato la presenza di cellule positive per i destromeri CD4 e PLP 139-151, ma non per i dextrameri TMEV 70-86, suggerendo che la colorazione ottenuta con i destrameri PLP 139-151 fosse specifica. Allo stesso modo, le sezioni cardiache preparate da topi EAM hanno rivelato la presenza di Myhc 334-352, ma non di cellule RNasi 43-56-destmer+ come previsto. Inoltre, è stato ideato un metodo completo per analizzare quantitativamente le frequenze delle cellule T CD4 antigene-specifiche nelle immagini seriali "Z".

Introduzione

L'uso del complesso maggiore di istocompatibilità (MHC) di classe II tetrameri per la rilevazione di cellule antigene-specifiche CD4 T è stata una sfida 1-7. Per migliorare la sensibilità di rilevazione di MHC classe II tetrameri, il team di ricerca ha creato tetrameri di prossima generazione, denominati "dextramers" 8. Dextramers contengono dorsali destrano in cui più frazioni streptavidina-fluoroforo sono coniugate, in modo che diversi peptidi-tethered, biotinilati monomeri MHC possono essere collegati ad una molecola destrano 9. Così, grandi aggregati di dextramers MHC che contengono diversi complessi MHC-peptide possono interagire con molteplici recettori delle cellule T (TCR).

Questo gruppo ha recentemente generato dextramers per varie auto-antigeni e ha dimostrato che la sensibilità di rilevazione di dextramers era di circa cinque volte più di tetrameri 8. I sistemi sperimentali includono encefalomielite autoimmune sperimentale (EAE) indotto con proteolipid proteina (PLP) 139-151 nei topi SJL; EAE indotta con mielina degli oligodendrociti glicoproteina (MOG) 35-55 in topi C57BL / 6; e miocardite autoimmune sperimentale (EAM) indotta con miosina cardiaca catena pesante-α (MyHC) 334-352 in A / J topi. Questo studio dimostra l'uso di PLP 139-151 - e MyHC 334-352 dextramers per rilevare le cellule antigene-specifiche CD4 T in situ con specificità sviluppando un protocollo di colorazione diretta, eliminando così la necessità di amplificare i segnali utilizzando anticorpi fluoroforo, un approccio comunemente impiegato con l'utilizzo di tetrameri. Inoltre, un metodo completo di valutare tessuti è anche stato studiato per enumerare affidabile le frequenze di cellule CD4 T antigene-specifiche in situ 10. Rilevamento di cellule T antigene-specifiche in situ permette delineazione di eventi provocati da stimoli antigenici specifici da quelle causate dall'attivazione astanti. Allo stesso modo, la tecnica in situ anche provides opportunità per monitorare la cinetica di infiltrazioni di cellule T antigene-specifiche negli organi bersaglio.

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Protocollo

Etica Dichiarazione:

Tutte le procedure di polizia sono state condotte in conformità con le linee guida per la cura e l'uso di animali da laboratorio e approvati dalla University of Nebraska-Lincoln, Lincoln, NE.

1. Induzione di EAE

  1. Per indurre EAE, preparare l'emulsione peptide / adiuvante completo di Freund (CFA) come descritto in 11 con le seguenti modifiche: Fase 1.1:. Preparare PLP 139-151 ad una concentrazione di 1 mg / ml in 1x tampone fosfato isotonico (PBS) Fase 1.4:. utilizzare 200 ml di emulsione CFA contenenti 100 mg di PLP 139-151 per animale Passo 1.4.1: per immunizzare dieci animali, preparare 2 ml di emulsione mescolando 1 ml di PLP 139-151 (1 mg / ml in 1x . PBS) e un volume uguale di CFA Passo 1.5: iniettare 200 ml di emulsione in dosi per via sottocutanea divisi nelle due regioni inguinali (~ 75 ml ciascuna) e la regione sternale (~ 50 ml) di cinque-sei settimane di età fematopi le SJL / J. I passi 1.7 e 1.8 non sono applicabili per l'induzione di EAE.

2. Punteggio clinico di topi EAE e la raccolta di cervelli

  1. Monitorare gli animali per la comparsa di segni clinici, e segnare la malattia-gravità tutti i giorni dalle 9 giorni post-immunizzazione come segue: 0 - sani; 1 - limp coda o debolezza degli arti posteriori, ma non entrambi; 2 - limp coda e debolezza degli arti posteriori; 3 - parziale paralisi degli arti posteriori; 4 - paralisi completa degli arti posteriori; 5 - moribondi o morti 12.
  2. Euthanize i topi quando raggiungono un punteggio neurologica di 3 o 4 utilizzando CO 2. Per eutanasia topi, pre-riempire la camera di eutanasia in primo luogo con CO 2 ruotando il regolatore del serbatoio di CO 2 non superiore a 6 psi e permettono animali di rimanere all'interno della camera per circa 5 minuti per raggiungere la completa asfissia. Immergere gli animali sacrificati nel 70% di alcol. Immediatamente, collocare gli animali su un tampone assorbente e usando un paio di sterile perfunghi porcini e forbici espongono i cuori tagliando attraverso la cavità toracica. Forare le orecchiette destra e profumato iniettando 10 ml di freddo 1x PBS nei ventricoli sinistro dei cuori.
  3. Scavare il cranio tagliandoli cranio in modo circolare usando un paio di forbici curve, e con attenzione, capovolgere le ossa del cranio con una pinza. Raccogliere il cervello smussato dissezione e utilizzando un bisturi pulito, cervello separato dal cervelletto. Mettere il cervello in una provetta contenente freddo 1x PBS e lasciare la provetta in ghiaccio fino al trattamento.

3. In Situ colorazione di sezioni cerebrali con MHC di classe II (IA s) / PLP 139-151 Dextramers

  1. Preparare 4% PBS tamponata basso punto di fusione agarosio, sciogliere mediante riscaldamento a 50 ° C e lasciato in un bagno d'acqua a 40 ° C fino all'utilizzo.
  2. Mettere il cervello in un usa e getta stampo base profonda cassetta istologia mantenuto su ghiaccio e versare fuso (40 ° C) agarosio. Immediatamente, premere il cervello delicatamentecon una pinza di immergersi tessuto. Lasciare la cassetta in ghiaccio per 15-20 minuti fino a quando la solidificazione è completa.
  3. Riempite la vasca con vibratome refrigerati 1x PBS. Riempire lo spazio intorno vibratome bagno con cubetti di ghiaccio per mantenere la temperatura di PBS tra 0 e 2 ° C. Fissare una lama di rasoio pulito nel vibratome e impostare l'angolo della lama a 15 °.
  4. Posizionamento del tessuto in vibratome. Trim eccesso di agarosio da tutti i lati del tessuto incorporato e leggermente esporre la superficie ventrale del cervello.
    1. Spalmare vibratome blocco di tessuto con colla super e trasferire il tessuto agarosio-embedded sulla superficie incollata posizionando la superficie ventrale esposta del cervello sopra la colla per sezionamento trasversale. Non spostare il tessuto, una volta che il tessuto è impostato sul blocco.
    2. Posizionare il blocco vibratome contenente il tessuto agarosio-embedded su ghiaccio, e lasciare asciugare la colla per 15 min.
  5. Nel frattempo, posizionare la camera di tessutobri uno per pozzetto di una piastra da 24 pozzetti. Riempire i pozzetti contenenti le camere di tessuto con 1 ml di PBS 1x freddo, e lasciare la piastra su ghiaccio.
    1. Preparare le camere di tessuto ed accompagnato da una sottile maglia in nylon al taglio-end di una pipetta 25 ml in polipropilene utilizzando colla super; dopo il taglio della maglia in eccesso intorno alla pipetta, intercettato pipetta con una lunghezza di 1 cm dalla mesh.
  6. Abbassare la lama vibratome al livello della superficie superiore del tessuto; impostare la velocità vibratome a 0,22 mm / sec e iniziare sezionamento con un movimento in avanti per fare 200 sezioni micron di spessore. Trasferire una sezione cerebrale per bene con un pennello morbido acquerello nelle camere di tessuto collocati all'interno dei pozzetti di una piastra da 24 pozzetti. Mantenere la piastra su ghiaccio fino sezionamento è completa per prevenire il degrado del tessuto. Nota: Seguire questa procedura per ottenere in totale, tre sezioni coppie provenienti da tre diverse regioni della dorsale cervello alla superficie ventrale (Figura 2). Una sezione daogni coppia (in totale tre sezioni) collocato in tre alloggiamenti del tessuto individuali sono designati per la colorazione con dextramers specifici (IA s / PLP 139-151) e anti-CD4. Allo stesso modo, un'altra serie di tre sezioni che si trovano in tre alloggiamenti del tessuto individuali sono designati per la colorazione con dextramers di controllo (IA s / TMEV 70-86) e anti-CD4.
  7. Trasferire le tre camere di tessuto contenenti le sezioni designate per colorazione con dextramers specifici in tre pozzetti in una piastra da 24 pozzetti con una camera per pozzetto in cui, 300 ml di un cocktail contenente allophycocyanin (APC)-coniugati PLP 139-151 dextramers (2,5 mcg / ml) e anti-CD4-ficoeritrina (PE; stato precedentemente aggiunto 5 mg / ml) in soluzione di bloccaggio (1x PBS con siero normale di capra 2%). Coprire i pozzetti con un coperchio.
  8. Allo stesso modo, trasferire le tre camere di tessuto contenenti le sezioni designate per la colorazione con dextramers di controllo in tre pozzetti in una piastra da 24 pozzetti con una camera per noill in cui, 300 ml di un cocktail contenente TMEV APC coniugato 70-86 dextramers (2,5 mcg / ml) e anti-CD4-PE (5 mg / ml) in soluzione di blocco aggiunto in precedenza. Coprire i pozzetti con un coperchio. Nota: Consultare Massilamany et al, 8 per la preparazione di dextramers, e le molecole di destrano per preparare dextramers sono stati gentilmente forniti da Immudex, Copenhagen, Danimarca..
  9. Etichettare i pozzi, e avvolgere il piatto con un foglio di alluminio e posizionare la piastra su una piattaforma oscillante impostata su rotazioni dolci per 1,5 ore al buio a temperatura ambiente.
  10. Dopo il periodo di incubazione, lavare sezioni di tessuto sulla piattaforma oscillante, trasferendo le camere di tessuto per un fresco e contenente 1 ml di PBS 1x freddo, ed evitare dribblando il contenuto di un pozzetto nell'altra. Ripetere il lavaggio tre volte, permettendo almeno 10 minuti per lavaggio. Assicurarsi che le sezioni di tessuto non vengono asciugati in quanto potrebbero aderire ai lati della camera.
  11. Fissare le sezioni trasferendo il cham tessutobri in un fresco ben in piastra da 24 pozzetti contenenti 1 ml di filtrato 4% paraformaldeide tamponata con PBS (pH 7.4) su una piattaforma oscillante per 2 h con rotazioni dolci.
  12. Ripetere il lavaggio tre volte come descritto al punto 3.10.
  13. Posizionare le sezioni colorate e fissate su un vetrino microscopico pulito con una spazzola morbida acquerello. Asciugare l'acqua in eccesso senza toccare la sezione, e montare la sezione con mezzo di montaggio. Coprire con un vetrino microscopico e permettere ai vetrini si asciughino RT O / N in camera oscura.
  14. Conservare i vetrini in una scatola di diapositive a prova di luce a 4 ° C.

4. Induzione di EAM e la Raccolta di cuori

  1. Indurre EAM come descritto nel riferimento 11.
  2. Euthanize i topi al giorno 21 post-immunizzazione con camera pulita dotata di CO 2 bombola del gas, e immergere gli animali nel 70% di alcol. Immediatamente, collocare gli animali su un tampone assorbente e usando un paio di pinze e forbici esporre cuores tagliando attraverso la cavità toracica. Forare le orecchiette destra e profumato iniettando 10 ml di freddo 1x PBS nei ventricoli sinistro dei cuori. Raccogliere i cuori e posto in provette contenenti freddo 1x PBS.

5. In Situ colorazione di sezioni di cuore con MHC di classe II (IA k) / MyHC 334-352 Dextramers

  1. Preparare 4% PBS tamponata basso punto di fusione agarosio, sciogliere mediante riscaldamento a 50 ° C e lasciato in un 40   ° C a bagnomaria fino al momento dell'uso.
  2. Mettere il cuore in un usa e getta profondo stampo base di cassetta istologia tenuti in ghiaccio, e versare fuso 40 ° C agarosio fino a quando i tessuti sono completamente sommerse come descritto al punto 3.2.
  3. Seguire passo 3.3.
  4. Trim eccesso di agarosio da tutti i lati del tessuto incorporato e leggermente esporre la base del cuore. Spalmare vibratome blocco di tessuto con colla super e trasferire il tessuto agarosio-embedded sulla superficie incollata posizionando la superficie esposta delcuore sopra la colla. Non spostare il tessuto, una volta che il tessuto è impostato sul blocco.
    1. Posizionare il blocco vibratome contenente il tessuto agarosio-embedded su ghiaccio, e lasciare asciugare la colla per 15 min.
  5. Seguire i punti 3.5 e 3.6.
  6. Trasferire le sezioni cardiache utilizzando un pennello morbido acquerello nelle camere di tessuto collocati all'interno dei pozzetti di una piastra da 24 pozzetti. Mantenere la piastra su ghiaccio fino sezionamento è completa per prevenire il degrado del tessuto. Nota: Seguire questa procedura per ottenere in totale, otto sezioni accoppiati dal vertice alla base del cuore (Figura 2). Mettere tutte le sezioni in camere di tessuto, assegnando fino a 3 sezioni per ogni camera. Una sezione di ciascuna coppia (in totale otto sezioni) è designato per colorazione con dextramers specifici (IA k / MyHC 334-352) e anti-CD4. Allo stesso modo, un altro gruppo di otto sezioni è designato per la colorazione con dextramers di controllo (IA k / RNase 43-56) e anti-CD4.
  7. Trasferire iltre camere di tessuto contenenti le sezioni designate per colorazione con dextramers specifici in tre pozzetti in una piastra da 24 pozzetti con una camera per pozzetto in cui, 300 ml di un cocktail contenenti APC-coniugati MyHC 334-352 dextramers (2,5 mcg / ml) e anti-CD4-PE (5 mg / ml) in soluzione bloccante è stato precedentemente aggiunto. Coprire i pozzetti con un coperchio.
    1. Analogamente, trasferire le tre camere di tessuto contenenti le sezioni designate per colorazione con dextramers controllo in tre pozzetti in una piastra da 24 pozzetti con una camera per pozzetto in cui, 300 ml di un cocktail contenente RNase APC coniugato 43-56 dextramers (2,5 mcg / ml) e anti-CD4-PE (5 mg / ml) in soluzione bloccante è stato precedentemente aggiunto. Coprire i pozzetti con un coperchio.
  8. Etichettare i pozzi, e avvolgere il piatto con un foglio di alluminio e posizionare la piastra su una piattaforma oscillante impostata su rotazioni dolci per 1,5 ore al buio a temperatura ambiente.
  9. Seguire i passaggi, 3,10-3,11
  10. Ripetere il lavaggio thrghiaccio come descritto al punto 3.10.
  11. Posizionare le sezioni colorate e fissi (fino a tre sezioni / diapositive) su un vetrino microscopico pulito con una spazzola morbida acquerello. Asciugare l'acqua in eccesso senza toccare le sezioni, e montare le sezioni utilizzando un mezzo di montaggio. Coprire con un vetrino microscopico e permettere ai vetrini si asciughino RT O / N in camera oscura.
  12. Conservare i vetrini in una scatola di diapositive a prova di luce alle 4 ° C.

6. Analisi dei Dextramer + (DEXT +) CD4 + T Cells da microscopio confocale (LSCM) (comune ad entrambe le sezioni del cervello e del cuore)

  1. Utilizzare Nikon A1-Eclipse sistema di microscopia confocale 90i per la scansione di routine e l'acquisizione delle immagini. Per iniziare Fare clic aperta, il software NIS Elements AR (versione 4.13).
    1. Scegliere "TRITC" canali "Cy5" dal pannello. Le lunghezze d'onda di eccitazione / emissione rispettivamente per i canali TRITC e Cy5, 561,5 nm / 553-618 nm e 640,7 nm / 663-738 nm appaiono per impostazione predefinita.
    2. Assegnare il pseudocolore "verde" e "rosso" per il (dextramer-APC) canali TRITC (CD4-PE) e Cy5, rispettivamente.
    3. Posizionare il vetrino da esaminare sul palco microscopico e mettere a fuoco manualmente sotto ingrandimento 100X. Impostare "HV" a 110 e offset a "0". Fare clic su "Focus" e regolare la "tensione" per ottimizzare i laser.
    4. Fare clic su "Focus"; scansione sezione dall'alto verso il basso, e impostare il livello 'Z' per l'acquisizione delle immagini. Fare clic su "serie CH" e acquisire la sequenza di immagini. Identificare dext + cellule T CD4 + che appaiono come cellule puntiformi giallo basato su co-localizzazione dei segnali generati sia dal rosso (dextramers) e verde (CD4) canali.
  2. Utilizzare Olympus FV500-BX60 microscopio confocale per un facile conteggio quantitativo di cellule + CD4 + T Dext. Per iniziareclicca aperto, il software FluoView (versione 4.3).
    1. Selezionare "Cy3" coloranti e "Cy5" dal menu a discesa, quindi fare clic su "Applica" per caricare i rispettivi laser. Nota: le lunghezze d'onda di eccitazione / emissione per Cy3 (543 nm / pseudocolored "verde"; CD4-PE), canali e Cy5 (dextramer-APC 633 nm / pseudocolored "rosso").
    2. Posizionare il vetrino da esaminare sulla diapositiva microscopica, e mettere a fuoco manualmente in basso ingrandimento (4X o 10X). Fare clic su "Focus", mentre il laser Cy3 è acceso, e focalizzare l'attenzione infiammatorio.
    3. Modificare l'obiettivo di ingrandimento 100X. Impostare la dimensione del file di "512/512" dal menu a discesa. Fare clic su "Focus" e regolare i valori di "PMT", "Gain" e "Offset" parametri per ottimizzare i laser separatamente per Cy3 e Cy5.
    4. Fare clic su "stage Z" e poi cliccare su "Focus", mentre entrambi i laser sono. Setlo spessore della "fase Z" cliccando "su" e "giù" frecce. Impostare l'intervallo "Z" a 2 micron.
    5. Fare clic su "Stop", e scegliere "Seq123". Quindi, fai clic su "XYZ" e cominciare ad acquisire le immagini della serie "Z" per l'area selezionata all'interno del focolaio infiammatorio. Salvare le "immagini di serie Z" come file AVI. Per salvare i file di immagine, selezionare l'immagine da "immagine di serie Z", e poi salvarli in formato "tiff".
  3. Esaminare tre sezioni accoppiate dal cervello, dove una serie di tre sezioni era macchiata di IA s / PLP 139-151 dextramers/anti-CD4 e l'altra serie di tre sezioni con IA s / TMEV 70-86 dextramers/anti-CD4 per eseguire analisi quantitativa.
    1. Analogamente, analizzare otto sezioni accoppiati per il cuore, in cui, una serie di otto sezioni è stato colorato con IA k / MyHC 334-352 dextramers/anti-CD4 e un altro sét di otto sezioni con RNase 43-56 dextramers/anti-CD4.
  4. Esaminare 10-15 focolai infiammatori per sezione di cervello, ed in ogni fuoco, acquisire una serie di 15 a 25 immagini seriali in sequenza.
    1. Esaminare un totale di 20 focolai infiammatori da tutte le otto sezioni di cuore e da ogni fuoco acquisire 10 a 15 immagini seriali in sequenza. Prendete le immagini di serie 'Z' attraverso la scansione dei vetrini in un movimento 'orizzontale-verticale-up orizzontale-verticale down' in modo da evitare la ripetizione di serie 'Z' all'interno della stessa attenzione.
    2. Una volta che le immagini seriali 'Z' vengono catturati, denominare i file individuando i numeri di diapositiva, il nome delle sezioni e il numero di 'Z' immagini seriali scattate.
      1. Utilizzare software 'ImageJ' per contare le cellule T CD4 + Dext in relazione al numero totale di cellule T CD4 +. Selezionare il 'tipo di contatore' in 'ImageJ, controllare e# 8216; mostra tutto 'e iniziare a contare cliccando il centro di ogni cella e continuare a contare in diversi' 'immagini seriali Z utilizzando le frecce laterali. Dopo aver contato tutte le cellule T CD4, scegliere un altro tipo di contatore e conta CD4 + DEXT + cellule T. Fare clic sulla scheda dei risultati per ottenere il numero totale di cellule contate con i due contatori diversi.
      2. Per ottenere il numero totale, aggiungere il numero di cellule in tutte le 'Z' immagini seriali che rappresentano tutte le tre sezioni cerebrali o tutte le otto sezioni cardiache.

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Risultati

In questo rapporto, nella rilevazione in situ di antigene-specifiche, autoreattivi cellule T CD4 di colorazione diretto con MHC di classe II dextramers è descritto. Sezioni cerebrali appena tagliato sono state derivate da topi EAE e colorate con cocktail contenenti PLP 139-151 (controllo) dextramers e anti-CD4 (specifico) o TMEV 70-86. I primi pannelli in figura 1 mostra l'analisi LSCM di sezioni cerebrali costained con PLP 139-151 dextramers (rosso) e di anticorpi CD4 (verde), in ...

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Discussione

A differenza di tetrameri MHC di classe, l'uso di MHC classe II tetrameri per applicazioni di routine continua ad essere impegnativo, soprattutto per enumerare le frequenze precursori di cellule T CD4 autoreattivi bassa affinità, dovute in parte alla loro dipendenza di attivazione 6,15-17. Recentemente, questo problema è stato aggirato con la creazione della prossima generazione di tetrameri, chiamati "dextramers," ci permette di rilevare le cellule antigene-specifiche CD4 T per un certo numero ...

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Dichiarazioni

Nessun conflitto di interessi sono stati dichiarati.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto dalla American Heart Association e dei Bambini Cardiomiopatia Foundation (SDG2462390204001), e il National Institutes of Health (HL114669). CM è un destinatario di una borsa di assegno di ricerca post-dottorato assegnato dalla Fondazione miocardite, NJ.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
CFASigma Aldrich, St Louis, MO5881Negozio a 4 ° C
MTB  Estratto di H37Rv Difco Laboratories, Detroit, MI231141negozio a 4 ° C
PTElenco Biologicals Laboratories, Campbell, CA181Negozio a 4 ° C
1x PBS Corning, Manassas, VA21-040-CVNegozio a 4 ° C
Topi femmina A/JJackson Laboratories, Bar Harbor, ME646
Topi femmina SJL/JJackson Laboratories, Bar Harbor, ME686
Leur-lok sterile 1 ml syrringeBD, Franklin Lakes, NJ309628
Leur-lok sterile 3 ml syrringeBD, Franklin Lakes, NJ309657
Ago sterile, 18 GBD, Franklin Lakes, NJ305195
Ago sterile, 27 1/2 GBD, Franklin Lakes, NJ305109
rubinetto a 3 vieSmiths Medical ASD, Inc. Dublino, OHMX5311L
rotoli di bende di garza Kerlix Covidien, Mansfield, MA6720
KimwipesKimberly-Clark Professional, Roswell, GA34155
Agarosio, Basso punto di fusione, Grado analiticoPromega corporation, Madison, WIV2111
Siero di capra normale immunopuroThermo Scientific, Waltham, MA31873Negozio a -20 ° C
Anti-topo CD4 coniugato con colorante PEeBioscience, San Diego, CA 12004185negozio a 4 ° C
Scienze della microscopia elettronica con paraformaldeide, Hatfield, PA19202Negozio a 4 ° C
Faramount Terreno di montaggio acquosoDako, Carpinteria, CA10073021
Provetta conica (15 ml)BD Biosciences, San Jose, CA352099
Provetta conica (50 ml)BD Biosciences, San Jose, CA352070
Piastre per coltura tissutale a fondo piatto a 24 pozzettiBD Biosciences, San Jose, CA356775
Pennelliper acquerello #2Charles Leonard, Inc. Hauppauge, NY73502
Vetrini per microscopio semplici, dimensioni: 3" x 1" x 1,2 mmFisher Scientific, Pittsburgh, PA1255010
Premium Cover glass, 22 x 22-1Fisher Scientific, Pittsburgh, PA12548B
Cassette istologiche monouso per stampi a base profondaProdcust da laboratorio, Rochester, NYM-475-10
Loctite Super collaHenkel Corporation, Westlake, OH1471879
Lamette da barbaGillette SuperSilver
Myhc-a 334-352 (DSAFDVLSFTAEEKAGVYK)Neopeptide, Cambridge, MAStore a 4 ° C
PLP 139-151 (HSLGKWLGHPDKF)Neopeptide, Cambridge, MANegozio a 4 ° C
MHC classe II/IAs destrameri PLP 139-151 o TMEV 70-86 coniugati con coloranteConservare a 4 ° C
MHC classe II/IAk Myhc 334-352 o RNasi 40-56 destrimeri coniugati con coloranteConservare a 4 ° C
destrano coniugato SA-APCImmundex, Copenaghen, DemarkStore a 4 ° C
Forbici e pinze chirurgiche steriliINOX tool Corporation
Micro fornoGE Healthcare, Pittsuburgh, PA
Leica VT 1200 VibratomoLeica Microsystems, Inc. Buffalo Grove, IL
Olympus BX 60  Microscopio confocale a scansione laserOlympus America, Inc. Center Valley, PA
Microscopio confocale Nikon A1-Eclipse 90iNikon Inc. Melville, NY
APC APC

Riferimenti

  1. Cecconi, V., Moro, M., Del Mare,, Dellabona, S., P,, Casorati, G. Use of MHC class II tetramers to investigate CD4+ T cell responses: problems and solutions. Cytometry A. 73 (11), 1010-1018 (2008).
  2. Ferlin, W., Glaichenhaus, N., Mougneau, E. Present difficulties and future promise of MHC multimers in autoimmune exploration. Curr Opin Immunol. 12, 670-675 (2000).
  3. Kwok, W. W., Ptacek, N. A., Liu, A. W., Buckner, J. H. Use of class II tetramers for identification of CD4+ T cells. J Immunol Methods. 268, 71-81 (2002).
  4. Landais, E., et al. New design of MHC class II tetramers to accommodate fundamental principles of antigen presentation. J Immunol. 183, 7949-7957 (2009).
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