È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Costruzione di vapore Chambers utilizzato per esporre topi da alcol Durante l'equivalente di tutti i tre trimestri di Sviluppo Umano

14.6K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/51839

⸱

13 luglio 2014

 ,  ,  , 
1Department of Neurosciences, School of Medicine, University of New Mexico Health Sciences Center

In questo articolo

Sommario

Dimostriamo la costruzione di camere di vapori dell'alcol utilizzando materiali facilmente reperibili che ospitano contemporaneamente 6 gabbie del mouse. Descriviamo ulteriormente il loro utilizzo in un modello murino di esposizione fetale da alcol equivalente a tutti i 3 trimestri di gravidanza umana. Questo paradigma espone gli animali durante la gestazione e giorni postnatali 1-12.

Abstract

L'esposizione all'alcol durante lo sviluppo può risultare in una costellazione di anomalie morfologiche e comportamentali che sono collettivamente noti come Fetal Alcohol Spectrum Disorders (FASDs). Alla fine più grave dello spettro è la sindrome alcolica fetale (FAS), caratterizzata da ritardo di crescita, dismorfismi cranio-facciale, e deficit neurocomportamentali. Studi con modelli animali, tra cui roditori, hanno chiarito molti meccanismi molecolari e cellulari coinvolti nella fisiopatologia di FASDs. Somministrazione di etanolo per roditori gravidanza è stato usato per modellare esposizione umana durante il primo e secondo trimestre di gravidanza. Terzo trimestre il consumo di etanolo negli esseri umani è stato modellato utilizzando roditori neonatali. Tuttavia, pochi studi sui roditori hanno caratterizzato l'effetto dell'esposizione all'etanolo durante l'equivalente di tutti e tre i trimestri di gravidanza umana, un modello di esposizione che è comune nelle donne in gravidanza. Qui vi mostriamo come costruire camere di vapore da subito omateriali btainable che possono ciascuno ospitare fino a sei gabbie standard del mouse. Descriviamo un paradigma camera di vapore che può essere utilizzato per modellare l'esposizione a etanolo, con una minima manipolazione, durante tutte tre trimestri. I nostri studi dimostrano che le dighe in gravidanza hanno sviluppato notevole tolleranza metabolica all'etanolo. Tuttavia, i topi neonatale non hanno sviluppato la tolleranza metabolica e il numero di feti, il peso del feto, il peso della placenta, il numero di cuccioli / figliata, il numero di morti cuccioli / figliata, e il peso dei cuccioli non è risultata significativamente influenzata dall'esposizione etanolo. Un importante vantaggio di questo paradigma è la sua applicabilità a studi con topi geneticamente modificati. Inoltre, questo paradigma riduce al minimo la manipolazione degli animali, un importante confondere nella ricerca alcolica fetale.

Introduzione

Bere durante la gravidanza può danneggiare il feto, causando alterazioni persistenti in molti organi e sistemi che riducono in modo significativo la qualità della vita per le persone colpite e delle loro famiglie. Si stima che circa il 10-30% delle donne beve durante la gravidanza negli Stati Uniti, con il 1-8% di bere in un modello di 1,2 binge. La gamma di effetti prodotti dall'esposizione etanolo durante lo sviluppo fetale è collettivamente noti come disturbi dello spettro fetale alcolica (FASDs). Stime recenti indicano che FASDs sono un problema di salute pubblica con una prevalenza fino al 2-5% negli USA 3. Il più grave manifestazione di FASDs è la sindrome alcolica fetale (FAS), che è caratterizzata da ritardo di crescita, anomalie cranio-facciali, e deficit neurocomportamentali, tra cui difficoltà di apprendimento. La prevalenza di FAS è stata stimata essere 0,2-0,7% negli Stati Uniti 3. I trattamenti attualmente disponibili per FASDs sono solo parzialmente efficacie sviluppo di trattamenti più efficaci è limitata dalla scarsa comprensione delle basi cellulari e molecolari di questo complesso spettro di disturbi.

I dati dei Birth Defects Prevention Study nazionali (NBDPS) indicano che le donne incinte più frequentemente bevono durante il 1 ° trimestre, prima della gravidanza è stato rilevato, seguita da astinenza durante le fasi successive della gestazione 2. Il NBDPS anche scoperto che il secondo modello più comune del consumo di etanolo durante la gestazione comporta potabile in tutte le trimestri di gravidanza 2. Le ragioni di questo sono la mancanza di consapevolezza circa gli effetti potenzialmente nocivi di esposizione fetale etanolo (anche a basse dosi), accesso limitato alle cure prenatali, anamnesi positiva per disturbi neuropsichiatrici, e l'abuso o dipendenza da etanolo 4. È interessante notare che il NBDPS riferito che il terzo modello più comune di consumo coinvolto astinenza durante la 1 St e 2 nd trimestre seguite da consumo durante il 3 ° trimestre di gravidanza, quando spesso si ritiene che bere è sicuro perché organogenesi è stata in gran parte completata. Tuttavia, il 3 ° trimestre è un periodo di elevata suscettibilità ai danni del sistema nervoso etanolo-indotta perché questo è un periodo in cui i circuiti neuronali sono sottoposti a profonda raffinatezza 2. Il NBDPS anche identificato altri, meno frequenti i modelli di consumo di alcol che si verificano durante la gravidanza, tra cui il consumo in tutto il 1 ° e 2 trimestre nd seguite da astinenza durante il 3 ° trimestre 2.

Nel tentativo di modellare i diversi modelli di consumo di etanolo osservati in donne in gravidanza, un numero di sviluppo paradigmi esposizione etanolo sono state definite utilizzando diverse specie animali, ratti e topi essendo 5,6 più comune. La durata della gravidanza in questi animali tipicamente lasts circa 3 settimane, che corrisponde al 1 ° e 2 nd trimestre di gravidanza umana. Molti studi sui roditori hanno valutato l'impatto di varie dosi e modelli di esposizione all'etanolo durante questo periodo. Esempi dei metodi frequentemente utilizzati per amministrare etanolo per topi e ratti in gravidanza includono la somministrazione tramite diete liquide 7,8, aggiunta di etanolo all'acqua potabile 9,10, bere volontaria di soluzioni saccarina dolcificata 11, sonda gastrica gastrica 12, l'inalazione dei vapori 13 e iniezione sottocutanea o intraperitoneale 14. I risultati di questi studi hanno ricapitolato molti dei deficit riscontrati negli esseri umani con FASDs, dimostrando che l'esposizione durante le prime fasi della gravidanza è sufficiente a danneggiare i circuiti neuronali attraverso il cervello (recensito in 6,15).

Esperimenti con roditori hanno dimostrato che l'esposizione durante la equivalente al 3 Trimestre di gravidanza umana, che corrisponde approssimativamente alle prime 1-2 settimane di vita post-natale nei ratti e nei topi, può alterare significativamente lo sviluppo del cervello. L'esposizione durante questo periodo è stata modellata con la somministrazione di etanolo per ratti neonati o topi. L'etanolo è stato somministrato a questi animali utilizzando una varietà di metodi, compreso l'alimentazione tramite gastrostomia negli animali allevati artificialmente 16-18, intubazione intragastrica 19, iniezione sottocutanea 20 e vapore inalazione 21,22. Questi studi hanno dimostrato in modo convincente che la crescita scatto cervello è un periodo di elevata vulnerabilità agli effetti sullo sviluppo di etanolo 6.

Come accennato in precedenza, potabile durante tutte trimestre di gravidanza è un modello comune di consumo di etanolo in donne 2. Tuttavia, relativamente pochi studi hanno valutato l'impatto di questo modello di esposizione utilizzando modelli animali. Alcuni di questi studi hanno preso advantage di grandi animali dove avviene il 3 ° trimestre equivalente in utero piuttosto che il periodo neonatale come nel caso di ratti e topi. Questi modelli animali sono primati non umani 23,24 e le pecore 25-27. Tuttavia, questi modelli animali non sono stati ampiamente utilizzato nella ricerca FASDs, in parte, a causa del costo elevato e la necessità di strutture di cura specializzati. Roditori sono stati più comunemente usati per caratterizzare l'effetto di tutto trimestre etanolo esposizione sullo sviluppo fetale 5. Le cavie sono state particolarmente vantaggiosa in questo senso dato il loro ampio sviluppo prenatale e similarità nella maturazione del cervello a quello umano 28,29. Con cavie, è stato possibile caratterizzare l'effetto di etanolo esposizione in utero che comprende il periodo di sviluppo equivalente della umana 3 ° trimestre. Il costo relativamente elevato di questi animali, così come la durata relativamente lunga della gravidanza(~ 67 giorni), ha limitato il loro utilizzo per un paio di laboratori che lavorano sulla ricerca FASDs.

A causa del loro utilizzo costo-efficacia e in largo nella ricerca biomedica, i ricercatori hanno usato topi per modellare l'esposizione all'etanolo durante tutti i trimestri di gravidanza. Negli studi iniziali, i ratti sono stati esposti durante la gravidanza attraverso diete liquide seguita dalla somministrazione di etanolo tramite gastrostomia per allevati artificialmente neonati (giorni postnatali (P) 1-10) con conseguente picco dei livelli di etanolo nel sangue (BEC) nelle dighe di 0,08 g / dl e nei cuccioli 0.16 g / dl. Questo paradigma ha causato alterazioni duraturi in ottica mielinizzazione del nervo e ha ridotto il numero di fibre glia Bergmann nel cervelletto 30-32. Allo stesso modo, Maier e collaboratori con condizioni di allevamento artificiali somministrati etanolo per le dighe di ratto in gravidanza in modo binge-like tramite intubazione intragastrica seguita dalla somministrazione neonatale durante parte del 3 ° trimestre equivalente (P4-9) 33,34. PEAK BEC materne e pup erano 0,3 g / dl sia giorno di gestazione 20 e P6. Questo paradigma esposizione all-trimestre ha provocato un ritardo di crescita che era significativamente maggiore rispetto a quella osservata in cuccioli esposti durante i periodi selezionati di gestazione 33. Inoltre, ratti esposti a etanolo durante l'equivalente di tutti trimestre mostravano una riduzione del numero di cerebellare Purkinje e granuli che era maggiore di quello osservato in animali esposti durante altri periodi 34. Riduzione del numero delle cellule dell'ippocampo sono stati segnalati anche con questo paradigma, ma questi effetti sembrano essere principalmente a seguito di esposizione durante il 3 ° trimestre equivalente 35. Un metodo che prevede la somministrazione di etanolo via intragastrica sonda gastrica per entrambe le ratte gravide e topi neonatale è stato utilizzato anche per modellare tutti trimestre l'esposizione 36. Questo metodo, che ha prodotto BECs di 0,13 g / dl nelle femmine (giorno di gestazione 17) e 0,24 g / dl in cuccioli P6, lon indottadella durata di g-alterazioni nei livelli dei neurotrasmettitori monoamine nell'ippocampo e nell'ipotalamo, e una maggiore espressione di DNA metiltransferasi e metil CpG proteine ​​2 vincolanti nell'ippocampo 37,38. Utilizzando un paradigma simile esposizione (BEC = 0,14-0,2 g / dl nelle dighe e 0,2 g / dl nei cuccioli), Gil-Mohapel et al. 39 rilevato un aumento del numero di nuovi neuroni immaturi nel giro dentato di ratti adulti che può rappresentare un meccanismo di compensazione per il danno neuronale indotta da etanolo o un'alterazione nella maturazione dei neuroni adulti nati. Gli investigatori hanno anche tentato di modellare qualsiasi esposizione trimestre etanolo esponendo dighe via diete liquide o l'acqua potabile sia durante la gravidanza e l'allattamento 9,40. Tuttavia, l'utilità di esporre i cuccioli attraverso il latte materno è limitata, perché in genere si traduce in BECs bassa pup (ad esempio, ,002-,05 g / dl; 41,42).

I topi sono stati utilizzati anche extenstivamente per caratterizzare gli effetti dell'esposizione etanolo sviluppo. Questo modello animale condivide molte delle forze sopra descritti per il modello animale di ratto, con il vantaggio aggiuntivo che molti ceppi di topi geneticamente modificati sono disponibili 5. I topi sono stati utilizzati con successo per caratterizzare gli effetti di etanolo durante il 1 °, 2 ° o 3 trimestri di gravidanza rd 43,44. Tuttavia, l'impatto di una esposizione trimestre su questi animali non è stato ben caratterizzato perché è tecnicamente più difficile da esporre topi durante l'equivalente di tutti trimestre di gravidanza umana. Ad esempio, l'allevamento artificiale e gavage gastrica, che sono stati utilizzati con successo nei ratti, richiedono procedure più specializzati nei topi 45. Per quanto a nostra conoscenza, solo uno studio finora ha cercato di studiare l'effetto di una esposizione trimestre etanolo utilizzando topi; questi animali sono stati esposti a soluzione di etanolo in acqua potabile during gravidanza e allattamento 46. BEC materni erano 0,07 g / dl e pup BEC non sono stati determinati, ma dovrebbero essere una frazione di quelli in dighe.

Qui, descriviamo un nuovo modello per l'esposizione tutti trimestre etanolo di topi in cui l'alcol viene somministrato ad entrambi dighe e neonati in stato di gravidanza attraverso le camere di inalazione di vapori. Camere di vapore sono state costruite sulla base di un progetto precedente 47. Noi forniamo istruzioni dettagliate su come costruire le camere di inalazione ed eseguire le procedure di esposizione. Forniamo anche informazioni sui BECs che possono essere raggiunti e l'impatto dell'esposizione sulla sopravvivenza della prole e la crescita.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Tutte le procedure di animali sono state approvate dalla University of New Mexico Scienze della Salute-Centro Institutional Animal Care ed uso comitato.

1. Vapor Chamber Assembly

  1. Tagliare i fogli di policarbonato con una sega circolare o seghetto alle dimensioni previste nel video per la parte superiore, inferiore, anteriore, posteriore, lati e porta (Figura 1 e Tabella 1).
  2. Con una sega circolare o seghetto, tagliare un'apertura alta 8 pollici da 16 pollici di larghezza nel mezzo del pannello frontale.
  3. Misurare e segnare i fori per la cerniera pianoforte sul 18 pollici da 10 pollici foglio di policarbonato che diventerà la porta della camera.
  4. Nella porta, fori lavello contatore con un bit 5/16 di pollice trapano, e con un bit 3/16 di pollice trapano, praticare il foro per le viti. Assicurarsi praticare fori lavello contatore sulla parte interna della porta per le teste delle viti.
  5. Preparare le lastre in policarbonato per la saldatura.
  6. Montare front, pannelli posteriori e laterali sul pannello inferiore utilizzando saldare # 16.
  7. Sigillare eventuali lacune tra i pannelli con Weld-on # 16.
  8. Fissare il pannello superiore con saldare # 16.
  9. Utilizzare pinze a barre o libri di testo pesanti per tenere tutto a posto, mentre le saldature cura.
  10. Attaccare un 1 pollice da un pezzo 12 pollici di policarbonato sulla parte anteriore del pannello 1 pollice sotto l'apertura per il fissaggio della cerniera della porta.
  11. Lasciare almeno 24 ore per saldare per curare.
  12. Tagliate due pezzi di tubo PEX 12 centimetri di lunghezza e 1 pezzo di tubo PEX lungo 1 pollice.
  13. Con un bit 5/16 trapano, praticare un foro in ciascuno dei tubi PEX 12 pollici circa 1 a 2 pollici da un'estremità.
  14. Collegare il tubo PEX 2 x 12 pollici a un connettore a T 3/8 pollici con i fori situati lontano dal connettore.
  15. Tappare le estremità aperte dei tubi PEX con tappi da 3/8 di pollice.
  16. Fissare la cerniera pianoforte al pannello frontale e porta con 4-40 viti e dadi macchina.
  17. Utilizzando la porta come guida, marca i fori necessari per la cerniera del piano sul distanziale 1 pollice sul pannello anteriore della camera.
  18. Con un po '3/16 di pollice trapano, praticare i fori nel pannello frontale per la cerniera pianoforte.
  19. Fissare la porta e pianoforte cerniera al pannello frontale con 4-40 viti e dadi macchina.
  20. Assemblare i morsetti a ginocchiera come mostrato nel video con una rondella e dado su entrambi i lati del braccio laterale.
  21. Marco e trapano 3/16 fori pollici per l'interruttore morsetti sul pannello frontale e allegare Morsetti a ginocchiera con 4-40 viti e dadi macchina.
  22. Aggiungere guarnizioni gommino 3/8 pollici per l'interno della porta.
  23. Con un noioso punta 5/8 di pollice, praticare un foro al centro del pannello superiore della porta di ingresso.
  24. Praticare un foro di 1/2 pollice in basso / centro del pannello posteriore per la porta di uscita.
  25. Montare la porta di uscita spingendo la parte filettata del 3/8 di pollice attraverso parete adattatori attraverso la parete di fondo della camera di vapore nel foro porta di uscita. Fissare il dado dalinterno della camera per tenere in posizione.
  26. Rimuovere la copertura di protezione da lastre in policarbonato.
  27. Fissare il pezzo 1 pollice di tubo PEX al connettore a T e forzare il tubo PEX attraverso il foro nella parte superiore della camera dall'interno.
  28. Attaccare a 3/8 di pollice 90 gomito all'inizio del tubo PEX 1 pollice dall'esterno.
    NOTA: Praticare un foro da 1/2 pollice nella porta e inserire una setti di tenuta 1/2 pollice nel foro.
  29. Ripetere i passaggi 1-22 per l'aria di controllo unico da camera.

2. Rack e all'Assemblea Air consegna

  1. Se il posizionamento delle camere sul carrello / cremagliera menzionato nell'elenco materiale, montare il carrello secondo le istruzioni del produttore.
  2. Con i dadi e bulloni di ricambio, allegare un pezzo pezzo di policarbonato al rack per contenere i regolatori di flusso d'aria.
  3. Ovunque sul pezzo pezzo di policarbonato, marchio e trapano 3/4 di pollice di buchi per i regolatori di flusso d'aria e attaccare i regolatori con i dadidisponibile.
  4. Attaccare 3/8 di pollice attraverso parete adattatore per le porte di ingresso e di uscita dei regolatori di flusso d'aria.
  5. Montare il pallone etanolo con la pietra di aerazione, # 8 tappo e sgancio rapido in linea connettori.
  6. Uso 3/8 di pollice tubi TYGON, collegare i regolatori di flusso per la pompa dell'aria e pallone etanolo come mostrato in Figura 1.
  7. Per l'unica camera d'aria, collegare la porta di uscita del regolatore di flusso d'aria verso l'ingresso 3/8 di pollice 90 gomito con tubo TYGON 3/8 di pollice, come mostrato nella Figura 1.

figure-protocol-1
Figura 1. Rappresentazione schematica della configurazione delle camere di vapore. Un connettore a T è collegato alla pompa di aria a basso rumore. Un lato del connettore a T è direttamente collegato ad un regolatore di flusso d'aria per il solo aria camera vapore. Gli altri side è diviso di nuovo e collegato a due diversi regolatori di flusso d'aria, uno per l'aria e uno per l'etanolo. La camera d'aria è direttamente collegato al regolatore come mostrato. Per la camera di vapore etanolo, un regolatore di flusso d'aria è collegata alla pietra aeratore immerso in etanolo liquido nel pallone filtro. Il braccio porta laterale del pallone filtro è collegato con l'uscita del regolatore dell'aria come indicato. Il vapore etanolo fuse e aria viene poi collegata all'ingresso della camera di vapore etanolo. I tubi di scarico (non mostrati) sono collegati ad una presa di ventilazione nella stanza.

3. Prova Vapor Chambers e regolare i livelli Etanolo

  1. Aggiungere 600 ml di etanolo 190 prova al pallone filtro, inserire la pietra aerazione, e collegare a Ingresso di tubo al braccio laterale del pallone.
  2. Chiudere porte delle camere e accendere la pompa di aria.
  3. Regolare regolatori di flusso d'aria in modo che circa la metà di quanto l'aria passa attraverso l'alcol liquido come l'aria viene miscelata con. Adjust l'aria solo flusso d'aria al flusso combinato di alcol e l'aria della camera di etanolo.
  4. Consentire camere equilibrare per almeno 30 minuti prima di misurare la concentrazione di etanolo aria.
  5. Misurare la concentrazione di etanolo aria estraendo 5 ml di aria con un ago 18G e una siringa da 60 ml attraverso il setto. Diluire il campione con aria ambiente disegnando lo stantuffo per 60 ml (01:12 diluizione). Misurare il livello di etanolo aria usando un etilometro secondo le istruzioni del produttore. È necessaria la diluizione dell'aria della camera di raggiungere livelli di vapore di alcol nel campo di rilevamento del etilometro.
    NOTA: Se si utilizza diversi livelli di esposizione alcol diluizione potrebbe essere necessario modificare.
  6. Come punto di partenza, regolare i regolatori di flusso d'aria in modo da ottenere una concentrazione di alcol aria di circa 4,5-5 g / dl (g di alcol vaporizzato per dl di aria).

4. Allevamento di animali

  1. Femmine House Group C578BL / 6 topi (2-3 mesi) per almeno 1 settimana per sincronizzare i cicli ovarici.
  2. Ospitare autonomamente maschio topi C57BL / 6 (2-5 mesi) per almeno 2 settimane.
  3. Dopo la sincronizzazione, mettere una donna sola con un singolo maschio per 5 giorni per consentire l'accoppiamento.
  4. Dopo l'accoppiamento, rimuovere maschi e femmine singolarmente casa e metterli nelle camere.

5. Pre-e post-natale Etanolo Vapor Esposizione

  1. Esporre dighe gravidanza di vapori di etanolo per 4 ore al giorno a partire dalle 10:00 durante il ciclo di luce (luci a partire da 06:00-18:00), tranne il giorno della nascita per prevenire la morte dei cuccioli.
  2. Pesare dighe giorno di gestazione (G) 5, G13-G14 e G18-G20 per monitorare le gravidanze; biancheria da letto era cambiato nei giorni in cui le femmine sono stati pesati per ridurre al minimo la manipolazione.
  3. Ogni giorno sostituire il cibo per i gruppi etanolo esposto evitare il consumo di pellets con qualsiasi etanolo assorbito in loro.
  4. Il giorno dellala nascita non esporre gli animali. Dopo la nascita esporre le dighe ei cuccioli per 4 ore al giorno a partire dalle 10:00 da P1-P12.
  5. Pesare cuccioli su P2, P8, P12, e P25; e cambiare la biancheria da letto su P8 e P12 per ridurre al minimo la movimentazione aggiuntiva.
  6. Subito dopo l'ultima esposizione (P12), trasferire le gabbie di un animale stanza custodia standard.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Figura 2A mostra che sia i topi in gravidanza e prole neonatale sono stati esposti a concentrazioni di vapori di etanolo relativamente stabili nelle camere. Questi variavano tra 4-6 g / dl. Figura 2B mostra i BECs conseguiti nei topi in gravidanza in funzione del tempo. BEC sono stati misurati utilizzando un alcool deidrogenasi standard basato dosaggio 48. A G5, BECs rapidamente salito a ~ 60 mM 2 ore dopo l'inizio dell'esposizione e ha raggiunto la fine del periodo di esposi...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Qui, descriviamo in dettaglio i metodi per la costruzione delle camere di inalazione di vapori. I materiali e gli strumenti necessari per costruire le camere sono prontamente disponibili un certo numero di fornitori commerciali e la procedura per la costruzione delle camere sono relativamente semplici. Il sistema che descriviamo qui non contiene valvole di ritegno in linea per impedire il riflusso e la miscelazione. Siamo stati in grado di misurare qualsiasi etanolo rilevabile in aria solo camere che suggeriscono che no...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Sostenuto dal National Institutes of Health concede R01-AA015614, R01-AA014973, T32-AA014127 e K12-GM088021. Gli autori ringraziano Samantha L. Blomquist per l'assistenza tecnica e Drs. Kevin Caldwell e Donald Partridge per valutare criticamente il manoscritto e video.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Policarbonato 1/4" trasparente 48" x 24"McMaster-Carr8574K2310
Guarnizione a bulbo in gommapiuma 3/8"w x 7/32"hMcMaster-Carr93085K6710 ft
Weld-on #16McMaster-Carr7515A113
Cerniera per pianoforte lunga 12"McMaster-Carr1658A112 x 1 ft
Morsetti a levetta standardMcMaster-Carr5126A268
Tubo PEX 1/2"McMaster-Carr51275K88
Raccordo a T spinato da 10 piedi (Nero) Confezione 10McMaster-Carr5463K6081
Tappo spinato (Nero) Confezione 10McMaster-Carr5462K791
Spina Gomito raccordo (Nero) Confezione 10McMaster-Carr5463K5961
Adattatori passanti da 3/8", tubo a tubo filettatoMcMaster-Carr5463K8511
Vite a croce Phillips 4-40McMaster-Carr91772A1121
Dado esagonale a vite a macchina 4-40McMaster-Carr90480A0051
Flussometro a pannello 2-20McMaster-Carr41945K763
PARCHETTA, FILTRO 1.000 ml 6/CONFEZIONEVWR89001-800numero arabo
Guarnizione di precisione SeptaVWR89084-4901
VWR Black Rubber Stopper #8 1-foroVWR59581-3671
TUBO TYGON R3603 3/8X9/16 50'VWR89068-5561
TUBO TYGON R3603 1/4X11/16 50'VWR89068-5021
Aeratore Stone P2120VWR32573-0071
3/8" T-connettori Pk da 20VWR46600-0601
VWR Sezionatori conici Pk di 10VWR46600-1101
3/8 Tubo flessibile Barb con valvola di accoppiamento in lineaPiù freddo Prodotti AziendaHFCD176121
Pompa ad aria di media capacitàLMI ProduttoriDB60L1
Nexelate Wire Shelving 36 "L X 24" P X 63 "HT9A990135 industriale globale1
Set di (4) ruote in poliuretano da 5" GlobalindustrialT9A5005911

Riferimenti

  1. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). World Health Organization Who. Alcohol use and binge drinking among women of childbearing age--United States. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 61 (28), 534-538 (2012).
  2. Ethen, M. K., et al. Alcohol consumption by women before and during pregnancy. Matern Child Health J. 13, 274-285 (2009).
  3. May, P. A., et al. Prevalence and epidemiologic characteristics of FASD from various research methods with an emphasis on recent in-school studies. Dev Disabil Res Rev. 15, 176-192 (2009).
  4. Wendell, A. D. Overview and epidemiology of substance abuse in pregnancy. Clin Obstet Gynecol. 56, 91-96 (2013).
  5. Cudd, T. A. Animal model systems for the study of alcohol teratology. Exp Biol Med (Maywood. 230, 389-393 (2005).
  6. Valenzuela, C. F., Morton, R. A., Diaz, M. R., Topper, L. Does moderate drinking harm the fetal brain? Insights from animal models). Trends Neurosci. 35, 284-292 (2012).
  7. Sliwowska, J. H., Song, H. J., Bodnar, T., Weinberg, J. Prenatal Alcohol Exposure Results in Long-Term Serotonin Neuron Deficits in Female Rats: Modulatory Role of Ovarian Steroids. Alcohol Clin. Exp. Res. 10, (2013).
  8. Sutherland, R. J., McDonald, R. J., Savage, D. D. Prenatal exposure to moderate levels of ethanol can have long-lasting effects on hippocampal synaptic plasticity in adult offspring. Hippocampus. 7, 232-238 (1997).
  9. Naassila, M., Daoust, M. Effect of prenatal and postnatal ethanol exposure on the developmental profile of mRNAs encoding NMDA receptor subunits in rat hippocampus. J Neurochem. 80, 850-860 (2002).
  10. Servais, L., et al. Purkinje cell dysfunction and alteration of long-term synaptic plasticity in fetal alcohol syndrome. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 9858-9863 (2007).
  11. Brady, M. L., Allan, A. M., Caldwell, K. K. A limited access mouse model of prenatal alcohol exposure that produces long-lasting deficits in hippocampal-dependent learning and memory. Alcohol Clin Exp Res. 36, 457-466 (2012).
  12. Bake, S., Tingling, J. D., Miranda, R. C. Ethanol exposure during pregnancy persistently attenuates cranially directed blood flow in the developing fetus: evidence from ultrasound imaging in a murine second trimester equivalent model. Alcohol Clin Exp Res. 36, 748-758 (2012).
  13. Cuzon, V. C., Yeh, P. W., Yanagawa, Y., Obata, K., Yeh, H. H. Ethanol consumption during early pregnancy alters the disposition of tangentially migrating GABAergic interneurons in the fetal cortex. J Neurosci. 28, 1854-1864 (2008).
  14. Godin, E. A., et al. Magnetic resonance microscopy defines ethanol-induced brain abnormalities in prenatal mice: effects of acute insult on gestational day 7. Alcohol Clin Exp Res. 34, 98-111 (2010).
  15. Gil-Mohapel, J., Boehme, F., Kainer, L., Christie, B. R. Hippocampal cell loss and neurogenesis after fetal alcohol exposure: insights from different rodent models. Brain Res Rev. 64, 283-303 (2010).
  16. Diaz, J., Samson, H. H. Impaired brain growth in neonatal rats exposed to ethanol. Science. 208, 751-753 (1980).
  17. Stanton, M. E., Goodlett, C. R. Neonatal ethanol exposure impairs eyeblink conditioning in weanling rats. Alcohol Clin Exp Res. 22, 270-275 (1998).
  18. West, J. R., Hamre, K. M., Pierce, D. R. Delay in brain growth induced by alcohol in artificially reared rat pups. Alcohol. 1, 213-222 (1984).
  19. Tran, T. D., Stanton, M. E., Goodlett, C. R. Binge-like ethanol exposure during the early postnatal period impairs eyeblink conditioning at short and long CS-US intervals in rats. Dev Psychobiol. 49, 589-605 (2007).
  20. Ikonomidou, C., et al. Ethanol-induced apoptotic neurodegeneration and fetal alcohol syndrome. Science. 287, 1056-1060 (2000).
  21. Heaton, M. B., Paiva, M., Madorsky, I., Siler-Marsiglio, K., Shaw, G. Effect of bax deletion on ethanol sensitivity in the neonatal rat cerebellum. J Neurobiol. 66, 95-101 (2006).
  22. Ryabinin, A. E., Cole, M., Bloom, F. E., Wilson, M. C. Exposure of neonatal rats to alcohol by vapor inhalation demonstrates specificity of microcephaly and Purkinje cell loss but not astrogliosis. Alcohol Clin Exp Res. 19, 784-791 (1995).
  23. Kraemer, G. W., Moore, C. F., Newman, T. K., Barr, C. S., Schneider, M. L. Moderate level fetal alcohol exposure and serotonin transporter gene promoter polymorphism affect neonatal temperament and limbic-hypothalamic-pituitary-adrenal axis regulation in monkeys. Biol Psychiatry. 63, 317-324 (2008).
  24. Schneider, M. L., et al. Moderate-level prenatal alcohol exposure alters striatal dopamine system function in rhesus monkeys. Alcohol Clin Exp Res. 29, 1685-1697 (2005).
  25. Ramadoss, J., Hogan, H. A., Given, J. C., West, J. R., Cudd, T. A. Binge alcohol exposure during all three trimesters alters bone strength and growth in fetal sheep. Alcohol. 38, 185-192 (2006).
  26. Ramadoss, J., Lunde, E. R., Pina, K. B., Chen, W. J., Cudd, T. A. All three trimester binge alcohol exposure causes fetal cerebellar purkinje cell loss in the presence of maternal hypercapnea, acidemia, and normoxemia: ovine model. Alcohol Clin Exp Res. 31, 1252-1258 (2007).
  27. Ramadoss, J., Tress, U., Chen, W. J., Cudd, T. A. Maternal adrenocorticotropin, cortisol, and thyroid hormone responses to all three-trimester equivalent repeated binge alcohol exposure: ovine model. Alcohol. 42, 199-205 (2008).
  28. Byrnes, M. L., Reynolds, J. N., Brien, J. F. Brain growth spurt-prenatal ethanol exposure and the guinea pig hippocampal glutamate signaling system. Neurotoxicol Teratol. 25, 303-310 (2003).
  29. Catlin, M. C., Abdollah, S., Brien, J. F. Dose-dependent effects of prenatal ethanol exposure in the guinea pig. Alcohol. 10, 109-115 (1993).
  30. Phillips, D. E., Krueger, S. K. Effects of combined pre- and postnatal ethanol exposure (three trimester equivalency) on glial cell development in rat optic nerve. Int J Dev Neurosci. 10, 197-206 (1992).
  31. Phillips, D. E., Krueger, S. K., Rydquist, J. E. S. hort- Short- and long-term effects of combined pre- and postnatal ethanol exposure (three trimester equivalency) on the development of myelin and axons in rat optic nerve. Int J Dev Neurosci. 9, 631-647 (1991).
  32. Shetty, A. K., Burrows, R. C., Wall, K. A., Phillips, D. E. Combined pre- and postnatal ethanol exposure alters the development of Bergmann glia in rat cerebellum. Int J Dev Neurosci. 12, 641-649 (1994).
  33. Maier, S. E., Chen, W. J., Miller, J. A., West, J. R. Fetal alcohol exposure and temporal vulnerability regional differences in alcohol-induced microencephaly as a function of the timing of binge-like alcohol exposure during rat brain development. Alcohol Clin Exp Res. 21, 1418-1428 (1997).
  34. Maier, S. E., Miller, J. A., Blackwell, J. M., West, J. R. Fetal alcohol exposure and temporal vulnerability: regional differences in cell loss as a function of the timing of binge-like alcohol exposure during brain development. Alcohol Clin Exp Res. 23, 726-734 (1999).
  35. Livy, D. J., Miller, E. K., Maier, S. E., West, J. R. Fetal alcohol exposure and temporal vulnerability: effects of binge-like alcohol exposure on the developing rat hippocampus. Neurotoxicol Teratol. 25, 447-458 (2003).
  36. Kelly, S. J., Lawrence, C. R. Intragastric intubation of alcohol during the perinatal period. Methods Mol Biol. 447, 101-110 (2008).
  37. Perkins, A., Lehmann, C., Lawrence, R. C., Kelly, S. J. Alcohol exposure during development: Impact on the epigenome. Int J Dev Neurosci. 31, 391-397 (2013).
  38. Tran, T. D., Kelly, S. J. Alterations in hippocampal and hypothalamic monoaminergic neurotransmitter systems after alcohol exposure during all three trimester equivalents in adult rats. J Neural Transm. 106, 773-786 (1999).
  39. Gil-Mohapel, J., et al. Altered adult hippocampal neuronal maturation in a rat model of fetal alcohol syndrome. Brain Res. 1384, 29-41 (2011).
  40. Popovic, M., Caballero-Bleda, M., Guerri, C. Adult rat's offspring of alcoholic mothers are impaired on spatial learning and object recognition in the Can test. Behav Brain Res. 174, 101-111 (2006).
  41. Guerri, C., Sanchis, R. Alcohol and acetaldehyde in rat's milk following ethanol administration. Life Sci. 38, 1543-1556 (1986).
  42. Matta, S. G., Elberger, A. J. Combined exposure to nicotine and ethanol throughout full gestation results in enhanced acquisition of nicotine self-administration in young adult rat offspring. Psychopharmacology (Berl. 193, 199-213 (2007).
  43. Olney, J. W. Fetal alcohol syndrome at the cellular level). Addict Biol. 9, 137-149 (2004).
  44. Sulik, K. K. Genesis of alcohol-induced craniofacial dysmorphism. Exp Biol Med (Maywood). 230, 366-375 (2005).
  45. Lewis, S. M., et al. Modifying a displacement pump for oral gavage dosing of solution and suspension preparations to adult and neonatal mice). Lab Anim (NY). 39, 149-154 (2010).
  46. Cebolla, A. M., et al. Effects of maternal alcohol consumption during breastfeeding on motor and cerebellar Purkinje cells behavior in mice. Neurosci Lett. 455, 4-7 (2009).
  47. Becker, H. C., Hale, R. L. Repeated episodes of ethanol withdrawal potentiate the severity of subsequent withdrawal seizures: an animal model of alcohol withdrawal "kindling". Alcohol Clin. Exp. Res. 17, 94-98 (1993).
  48. Galindo, R., Valenzuela, C. F. Immature hippocampal neuronal networks do not develop tolerance to the excitatory actions of ethanol. Alcohol. 40, 111-118 (2006).
  49. Workman, A. D., Charvet, C. J., Clancy, B., Darlington, R. B., Finlay, B. L. Modeling transformations of neurodevelopmental sequences across mammalian species. J Neurosci. 33, 7368-7383 (2013).
  50. Becker, H. C., Diaz-Granados, J. L., Weathersby, R. T. Repeated ethanol withdrawal experience increases the severity and duration of subsequent withdrawal seizures in mice. Alcohol. 14, 319-326 (1997).
  51. Ukita, K., Fukui, Y., Shiota, K. Effects of prenatal alcohol exposure in mice: influence of an ADH inhibitor and a chronic inhalation study. Reprod Toxicol. 7, 273-281 (1993).
  52. Varma, P. K., Persaud, T. V. Influence of pyrazole, an inhibitor of alcohol dehydrogenase on the prenatal toxicity of ethanol in the rat. Res Commun Chem Pathol Pharmacol. 26, 65-73 (1979).
  53. Balcombe, J. P., Barnard, N. D., Sandusky, C. Laboratory routines cause animal stress. Contemp Top Lab Anim Sci. 43, 42-51 (2004).
  54. Arias, C., Molina, J. C., Mlewski, E. C., Pautassi, R. M., Spear, N. Acute sensitivity and acute tolerance to ethanol in preweanling rats with or without prenatal experience with the drug. Pharmacol Biochem Behav. 89, 608-622 (2008).
  55. Nizhnikov, M. E., Molina, J. C., Varlinskaya, E. I., Spear, N. E. Prenatal ethanol exposure increases ethanol reinforcement in neonatal rats. Alcohol Clin Exp Res. 30, 34-45 (2006).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Camere a vapore di alcolmodello di esposizione fetale all'alcol nel topoparadigma di esposizione all'etanolocostruzione di camere in policarbonatosistema di regolazione del flusso d'ariaesposizione di topi gravideesposizione di topi neonatimisurazione dell'alcol nel sanguesigillatura con morsetto a levaporte di ingresso e uscita
Costruzione di vapore Chambers utilizzato per esporre topi da alcol Durante l'equivalente di tutti i tre trimestri di Sviluppo Umano
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.