Calibrato forcipe Modello di Spinal Cord Injury Compression

Sommario

I modelli di lesioni del midollo spinale dovrebbero essere altamente riproducibili. Dimostriamo che il modello di compressione con pinza calibrata della lesione del midollo spinale è un metodo chirurgico facile da usare per generare lesioni riproducibili al midollo spinale murino.

Abstract

Lesioni compressione del midollo spinale murino sono modelli animali preziosi per lo studio delle lesioni del midollo spinale (SCI) e la terapia rigenerativa vertebrale. La pinza del modello calibrato di lesioni compressione è una comoda, a basso costo, e il modello animale molto riproducibile per SCI. Abbiamo utilizzato un paio di pinze modificati secondo il metodo pubblicato da Plemel et al. (2008) per comprimere lateralmente midollo spinale ad una distanza di 0,35 mm. In questo video, si prova di una laminectomia dorsale per esporre il midollo spinale, seguita da compressione del midollo spinale con la pinza modificati. Nel video, potremo anche affrontare le questioni legate alla cura degli animali da laboratorio paraplegici. Questo modello produce lesioni topi che presentano compromissione nella sensazione, così come la funzione degli arti posteriori locomotoria compromessa. Inoltre, questo metodo di lesioni produce aberrazioni consistenti nella patologia del SCI, come determinato mediante metodi immunoistochimici. Dopo aver visto questo videoeo, gli spettatori dovrebbero essere in grado di determinare le forniture e metodi necessari per la produzione di SCI di diversa gravità nel topo per studi su SCI e / o trattamenti volti ad attenuare impairment dopo l'infortunio.

Introduzione

Modelli animali di SCI sono strumenti preziosi per valutare l'efficacia dei paradigmi terapeutici atti a mitigare i danni in conseguenza di un trauma al midollo spinale. Per necessità sperimentale, questi modelli devono fornire deficit riproducibili in locomotore e comportamenti sensoriali, essere regolabile per produrre lesioni di diversa gravità, e dimostrano che la gravità del pregiudizio correla con il grado di deficit neurologico osservato. Ci sono tre tipi principali di SCI con caratteristiche distinte di lesioni: transection, contusioni, e compressione ^1. Brevemente, una lesione transezione è una lacerazione al midollo spinale, lesioni contusione nasce da una breve forza focale applicata al midollo spinale dorsale, e una lesione di compressione si verifica quando una forza viene applicata pregiudizievole al midollo spinale, e può anche essere denominata lesione da schiacciamento ^2.

Lesioni complete transection sono clinicamente rare negli esseri umani ^3, mentre una contusionelesioni d compressione sono più comuni. Il pregiudizio compressione produce un risultato simile a quello che si trova in SCI umana causata da, per esempio, la compressione tumore o altre forze di compressione pregiudizievoli, e può essere eseguita utilizzando un semplice array di utensili. Contusione e compressione lesioni sono simili in quanto entrambi sono una forza di compressione ed entrambi hanno caratteristiche patologiche simili, come la disorganizzazione citoarchitettonica, e evocano reazioni endogene simili a ferite ^1,4. Il modello contusione applica solito questa forza al midollo spinale dorsale usando un apparecchio speciale in modo simile ai casi umani di SCI risultanti da una occlusione della colonna vertebrale ^2,5,6. Al contrario, le lesioni compressione possono essere generati da una varietà di metodi di applicazione di una forza laterale o dorsalmente. Metodi di un infortunio di compressione comprendono tarati pinze ^7, clip per aneurisma ^2, o mettendo un peso direttamente sul midollo spinale ^8. Un vantaggio delclip aneurisma è che sono in grado di fornire diverse quantità di forza ^9. Il metodo di aggiunta di pesi alla superficie dorsale del midollo spinale direttamente ⁸ richiede il peso di essere in posto per 10 min, aumentando drasticamente la lunghezza della chirurgia e conseguente incongruenze dovute al posizionamento del peso e movimento dovuto alla respirazione del animale. A causa delle piccole dimensioni di topi, situando animali in apparati specializzati, progettati per l'utilizzo in ratti, come martelli per lesioni contusione, potrebbe essere difficile o provocare lesioni incoerenti ^7. Tuttavia, i topi sono disponibili in un'ampia gamma di ceppi transgenici, a differenza degli animali più grandi come topi o conigli che sono molto utili per la ricerca SCI.

Il metodo di utilizzo di pinze Plemel calibrate per comprimere il midollo spinale genera un SCI riproducibile con un alto grado di correlazione tra la gravità pregiudizio e deficit neurologici ^7. Questo modello SCI chirurgicogenerato utilizzando una coppia di n ° 5 pinze Dumont modificati che si terrà a parte ad una distanza definita da una resina epossidica metallo o altro ostacolo per evitare la chiusura completa. Questa distanza progettato assicura che la pinza sarà sempre vicino a una certa larghezza in più interventi chirurgici e da diversi utenti. Il vantaggio del metodo Plemel è che i materiali per produrre il forcipe calibrato possono essere facilmente acquistati ed assemblati in laboratorio, senza necessità di attrezzature specializzate. Queste pinze possono sopportare vari cicli di autoclave e sterilizzazione, e la mancanza di un, apparecchiatura ingombrante separato ottimizza interventi chirurgici.

In questo video dimostriamo l'uso chirurgico di una coppia di pinze calibrate sul mouse midollo spinale per generare un pregiudizio compressione. Ci rivolgiamo anche preoccupazioni unici legati alla cura di midollo spinale danneggiato animali da laboratorio per migliorare la loro qualità di vita post-operatorio e ridurre la mortalità.

Protocollo

Tutte le procedure di animali e metodi di cura degli animali devono essere approvati dalla Institutional Animal Care and Usage Comitato dell'istituzione (IACUC).

1. Preparazione chirurgica

1. Montare tutti gli strumenti chirurgici necessari e reagenti: pinze, forbici Vana, roungeurs, divaricatore, bisturi, forbici, suture, graffette cutanee, Q-tips, saline sterili, spugne chirurgiche e isoflurano. Preparare e autoclave un pacchetto completo di strumenti chirurgici prima dell'intervento. Se l'esecuzione di interventi chirurgici su più di un mouse, preparare e autoclave un pacchetto di strumenti per animale, o in autoclave una bustina di strumenti chirurgici e sterilizzazione con uno sterilizzatore strumento tra ambulatori. Generalmente, un pacchetto di strumenti sterilizzati può essere utilizzato su un massimo di 5 topi se viene utilizzato un utensile terilizer perle di vetro per pulire strumenti in-tra ambulatori (dopo 5 animali gli utensili devono essere nuovamente puliti e sterilizzati prima dell'uso). Si prega di verificare con l'amministratore IACUC locale per institutisugli orientamenti specifici.
2. Sterilizzare il campo chirurgico con il 70% cotone imbevuto di alcol isopropilico. Impostare teli chirurgici al fine di garantire un campo sterile viene mantenuta durante l'intervento chirurgico.
3. Pesare ogni mouse prima dell'intervento. Somministrare una dose di 0,05 mg / kg di peso corporeo di buprenorfina, sottocutanea.
4. Anestetizzare l'animale somministrando isoflurano alla dose di 4% nella camera di induzione della macchina isoflurano.
5. Una volta che l'animale è anestetizzato, applicare una pomata per gli occhi per prevenire la disidratazione, impostare l'animale su una piastra elettrica a 37 ° C, e di garantire che la testa del mouse è situato correttamente nel cono anestesia. (Nota: utilizzare una fonte di calore tale da non causare ustioni termiche, cioè, una coperta acqua circolante, bottiglia di acqua calda, o equivalente.). A questo punto amministrare una dose di 2% isoflurano per l'animale.
6. Radere la superficie dorsale del mouse, di circa 1 cm di tutto il percorso dell'incisione previsto.
7. Disinfettare l'incisione site lavando con il 70% cotone imbevuto di alcol isopropilico, quindi con una soluzione di iodio (10% Povidone-iodio, 1% a disposizione di iodio). Ripetere 3 volte.

2. Dorsale Laminectomy

1. Prima di effettuare una incisione, assicurarsi che l'animale sia adeguatamente anestetizzato controllando per i riflessi con il metodo pizzico punta o la coda.
2. Fare un'incisione lungo la spina dorsale, con bisturi e la lama, e quindi controllare i riflessi di nuovo. Arco la schiena per aiutare correttamente visualizzare i punti di riferimento, come i confini tra le vertebre.
3. Tagliare attraverso la pelle. Inserire divaricatore per mantenere la pelle e la fascia posteriore del midollo spinale. Eliminare il tessuto su entrambi i lati del midollo spinale per esporre i muscoli che coprono la colonna vertebrale.
   NOTA: Il chirurgo deve avere familiarità con i punti di riferimento anatomici. Ad esempio, l'angolo inferiore della scapola corrisponde T7. La parte superiore della curva naturale della colonna vertebrale del mouse è T12 e può essere utilizzato come punto di riferimento.
4. Con pilluminazione roper, determinare lo spazio tra le vertebre. Trova l'estremità posteriore del T10 e tagliare i muscoli e la fascia perpendicolare lo spazio su disco intervertebrale. Tagliare appena sufficiente per esporre il processo e posteriore lamina spinoso di T10.
5. Utilizzando un paio di punta fine Dumont # 5 pinze, rimuovere alcuni dei tessuti dalla lamina e processo spinoso per esporre un piccolo frammento del midollo spinale. Quando necessario, utilizzare pinze tessuto per stabilizzare la colonna vertebrale.
6. Eseguire la laminectomia inserendo un lato di un paio di forbici piccole vana lungo il lato dorsolateral della vertebra e appena sotto la lamina.
   1. Fare piccoli tagli attenzione a tagliare attraverso il lato laterale della lamina vertebrale. Assicurarsi che non viene applicata pressione al midollo spinale.
   2. Ripetere sull'altro lato.
   3. Applicare una leggera pressione per fermare il sanguinamento, se necessario, con un Q-tip o una spugna chirurgica, facendo attenzione a non esercitare pressione sul midollo spinale.
      NOTA: Preparare schiuma gelimbevuto in soluzione fisiologica sterile nel caso in cui le esigenze sanguinamento da controllare.
   4. Una volta effettuate le incisioni, sollevare la parte dorsale della vertebra ed eliminare delicatamente eventuali allegati tessuto. Utilizzare mezzi adeguati per controllare il sanguinamento, se necessario.

3. Spinal Cord Compression

1. Utilizzando roungeurs o pinze laminectomia, assicurano che i lati laterali del midollo spinale sono liberi di osso vertebrale in modo che la pinza calibrate per il pregiudizio compressione possono collocare su entrambi i lati del midollo spinale. I bracci della pinza devono poter essere posizionato nello spazio epidurale su lati adiacenti del midollo spinale e le punte della pinza deve essere in grado di raggiungere il piano del canale vertebrale.
   1. Assicurarsi che la visibilità del midollo spinale è buona.
2. Collocare la calibrato Dumont # 5 pinze circa a metà del segmento esposto del midollo spinale. Ricordiamo che i bracci della forzaps deve essere posizionato nello spazio epidurale su lati adiacenti e le punte deve toccare il pavimento del canale vertebrale per generare lesioni riproducibili.
3. Comprimere delicatamente il midollo spinale fino ai distanziali connettono. Mantenere in posizione per 15 secondi.
4. Rilasciare delicatamente la forza di compressione e rimuovere la pinza calibrate dal midollo spinale. Salina sterile deve essere utilizzato per riguadagnare omeostasi prima che la ferita è chiusa.

4. Ferita chiusura

1. Suturare con attenzione lo strato muscolare sopra il midollo spinale, facendo attenzione a non interrompere o esercitare pressione sul midollo spinale.
2. Utilizzare sia suture o graffette per chiudere la pelle sulla ferita.
3. Se si utilizza il gas anestetico, cominciare a cono / disattivare l'anestetico.
4. Somministrare 0,1 ml di Ringer lattato per 10 g di peso corporeo per aiutare conto per la disidratazione durante l'intervento chirurgico e dopo l'intervento, quando l'animale è letargico e recuperando dall'infortunio. La soluzione deve essere warmed alla temperatura corporea prima dell'iniezione.
5. Posizionare il mouse in una gabbia-assestamento libero. La gabbia deve poggiare su di un rilievo di riscaldamento (come descritto in 1.1.5) in un modo che consente la metà della superficie della gabbia sia sul pad, mentre l'altra metà è appoggiato su un contatore RT, per dare la topo opzioni clima una volta che è ambulatoriale. Fate attenzione che la "gabbia di recupero" si trova in un ambiente tranquillo. Strettamente monitorare l'animale finché non ha ripreso conoscenza, momento in cui il mouse può essere trasferita ad una gabbia regolare con biancheria.

Cura 5. Post-operatorio

1. Dopo l'intervento chirurgico, somministrare una dose di 0,05 mg / kg di peso corporeo buprenorfina per via sottocutanea ogni 12 ore per i primi 3 giorni dopo l'intervento, e poi, se necessario per gestire i sintomi di dolore.
2. Somministrare una dose di Ringer lattato (0,1 ml per 10 g di peso corporeo per via sottocutanea) per i primi 3 - 5 giorni dopo l'intervento. Dare questa dose se / quando l'unaimal comincia a mostrare segni di disidratazione di fuori di questo periodo di tempo iniziale.
3. Esprimere manualmente la vescica degli animali con la manovra di Crede due volte al giorno. Palpate delicatamente addome dell'animale per individuare la vescica, e quindi applicare una leggera pressione verso il basso fino a quando la vescica è vuota.
   1. Se la vescica non si svuota o urine è sanguinante o nuvoloso, somministrare 50 mg / kg di peso corporeo del Baytril all'animale tramite iniezione interperitoneal per 10 giorni.
4. Monitorare animali per i segni di autofagia, disidratazione e perdita di peso eccessivo (superiore al 20% del peso corporeo). Se un animale sperimenta uno di questi sintomi si prega di consultare un veterinario immediatamente per quanto riguarda le opzioni di trattamento, o eutanasia l'animale in modo umano seguendo le linee guida IACUC.
   1. Dato che la mobilità può essere limitata a destra dopo l'intervento chirurgico, prendere le misure necessarie per assicurarsi che gli animali abbiano accesso al cibo e all'acqua. Pre-confezionati cibo umido, come pure uns idrogel, può essere reso disponibile per gli animali in questi casi.

6. valutare i danni ai tessuti conseguenti a compressione Injury

1. Anestetizzare animale come descritto ai punti 1.4 e 1.5. Controllare la profondità di anestesia pizzico punta e monitoraggio riflessi del trigemino corneali. Quando l'animale è insensibile agli stimoli, passare al punto 6.2.
2. Eseguire una perfusione intracardial ^10.
   1. Esporre la cavità toracica e inserire un ago nel ventricolo sinistro. Sciacquare fluidi esistenti con 20 - 30 ml di fosfato ghiacciata salina tamponata (PBS), seguita da 15 - 25 ml di ghiacciata 4% paraformaldeide (PFA).
3. Rimuovere il midollo spinale.
   1. Tagliare la pelle dorsale del midollo spinale e eliminare qualsiasi tessuto in eccesso che circonda la lunghezza della colonna vertebrale.
   2. Excise colonna vertebrale e tagliare via qualsiasi tessuto rimanente. Il livello attuale del laminectomia e honjury può essere confermata contando costole.
   3. Usare le forbici Vanna e pinze a spostare piccole sezioni della colonna vertebrale in senso caudale-to-rostrale. Continuare a tagliare fino a quando il cavo è esposto sufficiente per consentire la rimozione sicura. Visualizzazione della posizione e processo di taglio può essere facilitata attraverso l'utilizzo di uno stereoscopio.
4. Collocare il tessuto del midollo spinale in 4% PFA. Lasciare tessuto post-fix in questa soluzione per 24 ore a 4 ° C.
5. Tessuto Cryoprotect incubando nel 30% di saccarosio per 24 ore a 4 ° C.
6. Incorpora tessuti in ottobre In breve, prendere il tessuto dal incubazione di saccarosio del 30% e rimuovere qualsiasi soluzione in eccesso. Collocare il tessuto in una cryomold pieno di ottobre e incubare per 1 ora a 4 ° C.
   1. Rimuovere muffa da 4 ° C, confermare l'orientamento direzionale del tessuto, mettere lo stampo in un piatto di 2-metilbutano superficiale (pre-raffreddata per 1 ora in ghiaccio secco) e lasciare Office per solidificare completamente. Continuate a ghiaccio secco se si utilizza immediatamente o STOnuovamente a -80 ° C.
7. Tagliare il tessuto in 20 sezioni micron sagittali con un criostato. Mount tessuto direttamente su vetrini. Conservare a -20 ° C fino al momento dell'uso.
8. Eseguire ematossilina e eosina (H & E) macchia.
   1. In breve, reidratare il tessuto (5 min, 2 volte), macchia con ematossilina (2,5 min), e lavare con acqua (1 min, 2 volte).
   2. Incubare tessuti nel 50% e poi 70% di etanolo (3 min ciascuno), macchia con eosina (45 sec), e disidratare mediante incubazione a 90% (5 sec), 95% (5 sec), 100% etanolo (2 min) , e isopropanolo (2 min).
   3. Cancella con xilene (5 min, 3 volte).
      NOTA: H & E colorazione varia a seconda dello spessore e delle condizioni tessuto specifico. Pertanto, la standardizzazione è necessaria prima di procedere con tessuti sperimentali campioni.
9. Coprire il tessuto con una sottile striscia di Permount (~ 100 micron) e coprioggetto. Premere verso il basso tutti i lati del coprioggetto per garantire la corretta distribuzione del fluido. Lasciate asciugare i vetrini O / N.
10. Visualize sezioni di tessuto con un microscopio e cattura immagini digitali utilizzando il software in dotazione.

Risultati

Abbiamo eseguito un laminectomia su 12 topi (ai 25 - 30 grammi) come descritto sopra, seguito da compressioni spinali a 0.25 mm (n = 4) 0,35 mm (n = 4) e 0,55 millimetri (n = 4). Abbiamo sacrificato animali alle tre (n = 6) e sette (n = 6) lesioni giorni post di perfusione intracardiaca. Il midollo spinale è stato rimosso dalla colonna vertebrale, e il tessuto è stato preparato e trattato come descritto sopra. Immagini di tutta la colonna vertebrale sono state scattate con un microscopio digitale Leica EZ4 e software di accompagnamento. Immagini di sezioni del midollo spinale sono state prese a 2X ingrandimento usando un microscopio digitale Olympus e che accompagnano il software.

Abbiamo trovato che la compressione del midollo spinale produce una lesione con l'epicentro al sito della compressione (Figura 1). Gli effetti del pregiudizio estendono diversi millimetri nelle direzioni rostrale e caudale. La gravità del danno aumentata come la distanza tra i distanziatori diminuita (0,25 mm> 0,35 millimetri>0,55 millimetri, Figura 2). Tre giorni dopo la compressione c'era sangue l'epicentro del pregiudizio e delle regioni circostanti che non era presente 7 giorni dopo infortunio. Le compressioni 0,25 millimetri e 0,35 millimetri prodotte una cavità, ma non il modello 0,55 millimetri. Dopo 7 giorni, la dorsale e sostanza bianca ventrale gran parte diminuiti in dimensioni l'epicentro, l'organizzazione materia grigia è stata fortemente distorta, e la cavitazione era persistente. Queste alterazioni cytoarchitectonical sono tradotti in motore e le alterazioni sensoriali del comportamento degli animali valutati mediante prove adeguate come la Basso mouse Scala per Locomotore Function e capelli e cloruro di etile test von Frey per la funzione sensoriale, come abbiamo dimostrato in precedenti pubblicazioni ^8.

Figura 1. Immagini rappresentative del midollo spinale intatta prima e aflesioni ter. (A) Intact midollo spinale. (B) del midollo spinale dopo 0,35 millimetri di compressione. Le frecce indicano confine di lesioni. Asterisk identifica epicentro di lesioni. D = Dorsale, L = laterale. Bar Scala:. 0,50 millimetri Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

Figura 2. Immagini rappresentative della topo midollo spinale, prima e dopo la ferita di compressione a diverse larghezze di compressione. (A) sezione sagittale del controllo midollo spinale. (B) Sezione coronale in epicentro di un 0,35 millimetri SCI 7 giorni lesioni compressione dopo (dpi). (C, E, G) sezioni sagittali di midollo spinale 3 dpi ad una larghezza di 0,25 , 0,35 o 0,55 millimetri. (D, F, H) sezioni sagittali di H & E macchiato midollo spinales 7 dpi ad una larghezza di 0,25, 0,35 o 0,55 mm. Per Asterisk identifica epicentro di lesioni. Tutte le sezioni colorate con H & E. D = Dorsale, L = laterale. Bar Scala:. 1,25 millimetri Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

Discussione

La scelta di un modello SCI è importante nella progettazione di esperimenti per determinare l'efficacia di trattamenti per casi umani di SCI. Tali esperimenti richiedono un modello animale che è altamente riproducibile limitare variabilità che può generare dati inconcludenti. Essi dovrebbero anche essere di rilevanza clinica per valutare con precisione la condizione umana sono Modeling. A tal fine, la scelta di un infortunio alla compressione o contundente su una resezione è più clinicamente rilevante ^3. Tuttavia, martelli e apparati peso goccia per lesioni contusione richiedono l'uso di macchine costoso e complicato. Al contrario, il forcipe calibrato modello di SCI utilizza pinze che sono facili da assemblare da materiali di laboratorio comuni modificato, e la chirurgia richiede solo un passaggio aggiuntivo dopo una laminectomia dorsale standard per esporre il midollo spinale. Tuttavia, uno svantaggio di questo metodo è che la forza di compressione viene sempre applicata lateralmente anziché dorsalmente, comeè più spesso visto in casi clinici umani di SCI ^9, e le lesioni di compressione generato utilizzando il metodo influisce in misura maggiore rostrale-caudale di tessuto rispetto ai modelli contusione ^1,2. Questo modello è stato dimostrato dai cedenti della tecnica, e noi, per generare riproducibili SCI ^7,11, e ben si adatta alle dimensioni di topi. Inoltre, questo modello permette lesioni agli animali per essere valutati dopo trattamenti chirurgici e terapeutici utilizzando una moltitudine di test comportamentali, come il mouse Basso Scala di locomozione e test peli von Frey, per verificare che una coorte di animali condividono la stessa severità pregiudizio e deficit neurologici ^7,11-13. Queste stesse tecniche possono essere utilizzati anche per valutare l'efficacia dei trattamenti somministrati agli animali durante gli studi di indagine, che soddisfano i criteri generali per modelli animali utilizzati per valutare le terapie per SCI ^2,7.

Il metodo di produzione della pinza calibratas per il modello di lesione è semplice e può essere realizzato con una varietà di metodi differenti. Abbiamo usato il metodo distanziale ^11, come pubblicato dalla Plemel ^7, e abbiamo modificato anche il forcipe con una piccola vite, che non solo fornisce un metodo più semplice per la creazione del dispositivo di compressione, ma permette anche di versatilità nella regolazione della larghezza di compressione finale, di beneficio per gli studi comparativi. La gamma di opzioni per creare le pinze è quasi illimitata finché il distanziale (s) fornire un mezzo stabili sempre la chiusura della pinza alla stessa distanza e può resistere autoclave e sterilizzazione. I metodi chirurgici descritti all'interno di questo video sono altamente riproducibili di tutti gli utenti, ma è necessario che la cura attenzione quando si esegue la laminectomia e suturando l'animale dopo la procedura è stata eseguita in modo che il midollo spinale non subisce alcuna forze compressive aggiuntivi che possono aumentare la gravità del pregiudizio e confondere esperimenti futuri.

Con una corretta formazione e la pratica, la pinza modello calibrato di lesioni compressione è adatto per l'esecuzione di SCI in topi che imitano i casi clinici osservati negli esseri umani ^2,3,7. Grazie alla facilità di creazione di pinze, producendo i topi di diversi gradi di gravità del danno può essere fatto facilmente. Questo sarà di grande beneficio per l'osservazione di effetti genetici sul SCI di diversi gradi di gravità in topi transgenici, nonché valutare l'efficacia dei trapianti di cellule staminali nei topi. La maggior parte degli studi in letteratura sono stati effettuati su ratti causa delle loro dimensioni, il che rende generalmente più facile da eseguire interventi chirurgici. Tuttavia il metodo pubblicato da Plemel et al. ⁷ e descritto da noi in questo video dovrebbe consentire SCI essere eseguita su topi con grande facilità e riproducibilità.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Macchina per isoflurano	Smiths Medical PM, Inc	VCT302
Isoflurano	Phoenix Pharmaceutical	NDC: 66794-013-25
Ambito di dissezione	Microscopi di precisione Seiler	SSI 202/402
Germinator-500 (sterilizzatore per utensili)	Thomas Scientific	3885A20
Puralube (unguento per gli occhi)	Dechra	NDC 17033-211-38
Manico per bisturi (#3)	Fine Science Tools	10003-12
Lama per bisturi (#11)	Fisher Scientific	08-914B
Divaricatore (Colibri)	Strumenti per le scienze	17000-03
Friedman Pearson per i	Forbici per le scienze	16021-14
Vanna (Castroviejo) Roboz		RS-5658
Pinze per tessuti Strumenti per	le scienze 11029-14
Pinze per laminectomia (Dumont #2)	Strumenti per le scienze 11223-20
Dumont #5 pinze	Fine Science Tools	11252-20
Cucitrice	Fine Science Tools	12031-07
Graffe (clip per ferite)	Reflex7	203-1000
Suture	Henry Schein	101-2636
Aghi (30 G x ½)	BD Biomedical	305106
Siringa (1 ml)	BD Biomedical	309659
Baytril (enrofloxacina)	Bayer	NADA 140-913
Buprenex (buprenorfina)	Cardinal Health	NDC 12496-0757-1

capelli