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Articolo metodologico

Strumentazione di A breve termine pecore fetale per multivariata cronica Recordings non anestetizzati

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DOI:

10.3791/52581

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25 ottobre 2015

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Département de sciences cliniques, CHUV, Université de Montréal, St-Hyacinthe, QC, 2Département d'obstetriques et de gynécologie, CHU Ste-Justine Research Centre, Université de Montréal, 3Département de neurosciences, CHU Ste-Justine Centre de recherche, Université de Montréal, 4Centre de recherche en reproduction animale (CRRA), Université de Montréal, St-Hyacinthe, QC

In questo articolo

Sommario

Il non anestetizzato modello pecore fetale cronicamente strumentato viene utilizzato per studiare lo sviluppo del feto umano in salute e malattia, perché permette l'inserimento chirurgico e manutenzione di cateteri ed elettrodi, ripetitivo prelievi di sangue, iniezione di sostanze, registrazione dell'attività bioelettrica, e imaging in vivo. Si descrivono le procedure necessarie per stabilire questo modello.

Abstract

La pecora gravida cronicamente strumentata è stata utilizzata come modello di sviluppo fetale umano e di risposte a stimoli fisiopatologici come endotossine, batteri, occlusioni del cordone ombelicale, ipossia e vari trattamenti farmacologici. In questo modello sono state sviluppate le pratiche cliniche salvavita del trattamento con glucocorticoidi nei feti a rischio di parto prematuro e l'ipotermia terapeutica. Ciò è dovuto all'adattabilità unica delle pecore fetali non anestetizzate al posizionamento chirurgico e al mantenimento di cateteri ed elettrodi, consentendo il campionamento ripetitivo del sangue, l'iniezione di sostanze, la registrazione dell'attività bioelettrica, l'applicazione della stimolazione elettrica e l'imaging degli organi in vivo. Qui descriviamo la procedura di strumentazione chirurgica necessaria per ottenere un modello stabile di pecora fetale cronicamente strumentata non anestetizzato, inclusa la caratterizzazione del recupero post-operatorio dal punto di vista dei gas ematici, metabolici e dell'infiammazione.

Introduzione

Una varietà di modelli animali esistono per lo studio di entrambe le gravidanze normali e compromessi, tra cui roditori da laboratorio, primati non umani e ruminanti domestici. 1,2,3,4,5 La pecora incinta cronicamente strumentato è stato ampiamente utilizzato per 50 anni come un modello di sviluppo del feto umano e le risposte agli stimoli fisiopatologici quali lipopolisaccaride (LPS). 6-10 Le lesioni a seguito di esposizione LPS imitare esattamente quello che si vede nei neonati pretermine con leucomalacia periventricolare, che è dovuto ad un profilo simile maturazione di entrambe le specie. 11, 12

Altre complicazioni della gravidanza sono stati studiati nei minimi dettagli, come la scoperta che i glucocorticoidi prenatali promuovere lo sviluppo del polmone 13-15 e comprendere l'impatto di ritardo di crescita intrauterino (IUGR) sul feto 16,17.

L'uso estensivo del modello pecore fetale è dovuto al unique amenability delle pecore fetale non anestetizzati per l'inserimento chirurgico e manutenzione di cateteri ed elettrodi, consentendo il prelievo di sangue ripetitivo, registrazione dell'attività bioelettrica, applicazione di stimolazione elettrica e in imaging cerebrale vivo. 18 telemetria è anche possibile, anche se utilizzato meno frequentemente tuttavia a causa della maggiore sofisticazione configurare come pure il costo iniziale e di mantenimento. 19

Inoltre, il modello di pecora fetale è molto versatile come molte variazioni di strumentazione sono possibili a seconda delle misure di interesse. Ad esempio, è possibile registrare più di giorni o settimane segnali multivariati in tempo reale, come i movimenti fetali di respirazione, l'attività elettrica del cervello, le risposte cardiovascolari, elettrocardiogramma, il flusso di sangue regionale per una serie di organi con sonde di flusso o microsfere, ecc Grazie a questa versatilità, una vasta gamma di studi sono stati condotti compreso lo sviluppo del cardiSistema ovascular 20,21, ipotalamo-ipofisi-surrene (HPA) 22, lo sviluppo del cervello e lo sviluppo di 23 stati di sonno, in particolare il 24, effetti dell'ipossia / asfissia 25, ipotermia terapeutica 26, infiammazione 6-11, combinazione di entrambi 27, glucocorticoidi 28,29, anti-depressivi 30, displasia broncopolmonare (BPD) 31,32, fetale programmazione 33,34,35,36,37,38,39 o lo sviluppo di nuove modalità di monitoraggio del feto prima e durante il travaglio, per citarne solo alcune aree di indagine. 40,41,42,43

L'obiettivo generale del metodo presentato è quello di mostrare implementazione di base di questo modello versatile. Permette di stabilire una vasta gamma di protocolli sperimentali acute e croniche che studiano la fisiologia e fisiopatologia fetale sul integrativo, organo, cellulari e livello molecolare.

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Protocollo

Cura degli animali ha seguito le linee guida del Consiglio canadese sulla cura degli animali e l'approvazione da parte del Consiglio Université de Montréal il Animal Care (protocollo # 10-Rech-1560). Informazioni dettagliate sui materiali e metodi utilizzati è fornita nella Tabella 1.

1. Anestesia

  1. Inserire un catetere a lume singolo in una vena giugulare.
  2. Sedate pecora utilizzando acepromazina (Atravet 10 mg / mL) 2 mg per via endovenosa circa 30 minuti prima dell'induzione dell'anestesia per ridurre lo stress associato con la procedura che a sua volta riduce i livelli di cortisolo.
  3. Somministrare diazepam (Diazepam 5 mg / mL) 20 mg, ketamina (Ketalar 100 mg / ml) 4-5 mg / kg e propofol (propofol 10 mg / mL) da 0,5 a 1 mg / kg per via endovenosa per indurre anestesia generale.
  4. Inserire un catetere di scambio delle vie aeree in trachea con un laringoscopio a lama tipo Wisconsin (extra lunghi 350 mm mancina Blade) per aiutare con l'intubazione. Far scorrere il tubo endotracheale silicio (diametro 9 a 12 mm interno) dal catetere scambio vie aeree e nella trachea. Questa tecnica facilita il processo di intubazione. Gonfiare accuratamente la cuffia del tubo endotracheale per evitare ulcere indotte pressione della trachea e fissare il tubo di testa di pecora.
  5. Collegare il tubo endotracheale al circuito respiratorio della macchina anestetico e iniziare immediatamente la ventilazione meccanica. Regolare le impostazioni del ventilatore per mantenere una P a di CO 2 entro limiti normali di 35 a 45 mmHg.
  6. Inserire un catetere nell'arteria auricolare (22 a 20 G, 1 in [0,9 x 25 mm] a 1,16 in [1,1 x 30 mm]) e collegare a tubi non conforme per monitorare la pressione arteriosa diretta.
  7. Utilizzare un monitor fisiologica multiparametrico per registrare l'elettrocardiogramma, pressione arteriosa diretta, saturazione di ossigeno (SpO2), capnografia (P ET 2 CO), e la temperatura ogni 5 minuti. Trasferire tutto phdati ysiologic tramite un cavo seriale ad una fisiologica del computer di raccolta dati centrale. Mantenere la temperatura corporea normale usando una coperta acqua circolante.
  8. Fornire soluzione di poli-ionica equilibrata a 10 ml / kg per la prima ora di anestesia generale e quindi ridurre a 5 mL / kg / h.
  9. Amministrare trimetoprim-sulfadoxine 5 mg / kg IV della pecora appena prima l'incisione cutanea come profilassi antibiotica.
  10. Utilizzare tecniche standard di asepsi con tutte le manipolazioni chirurgiche della pecora e feto.
  11. Barriera infermiere le pecore in ogni momento. Questo include anche il personale non-chirurgici. Questo ridurrà la possibilità enzootica per esempio, Coxiella burnetii. Usare guanti e maschere (N-95 tipo) in ogni momento.

2. Panoramica della procedura chirurgica

  1. Fare un 20 centimetri incisione mediana attraverso la parete addominale inferiore immediatamente craniale alla mammella attraverso la linea alba per minimizzare i danni muscolo addominale.
    1. Retract grande omento craniale e le corna uterine sono palpate manualmente. Palpare ogni corno dal corpo dell'utero alla punta del corno notando il numero di feto e le loro dimensioni. Se vi è più di un feto, scegliere il feto grande valutando manualmente la dimensione della testa e la larghezza tra le orbite.
    2. Tenere la testa del feto scelte in modo definitivo attraverso l'utero parzialmente esteriorizzato. Eseguire un 10 centimetri isterotomia sulla grande curva con le forbici Metzenbaum. Mettere immediatamente sopra la testa di un non-lattice sterile guanto chirurgico riempito con soluzione salina sterile come se fosse una mano. In alternativa, utilizzare 4x4 inumiditi per mantenere la testa del feto umido. Fissare l'utero alla parete addominale.
      1. Esteriorizzare le destro e sinistro arti toracici e tirare il feto delicatamente dell'utero fino al processo xifoideo.
    3. Inserire polivinile cateteri nel giusto e brachiale sinistro vena e arterie con una tecnica cut-down standard. Inserire another polivinil catetere nella cavità amniotica da fissarsi sua 'fine allo sterno del feto.
      1. Utilizzare solo cateteri sterili. Si consiglia di sterilizzazione a gas nella vostra struttura standard. Attaccare ogni catetere ad un ago e l'ago doppio rubinetto per permettere la successiva prelievo di sangue o di monitoraggio della pressione.
    4. Suturare elettrodi in acciaio inox al manubrio, xifoide e ad ogni punto della spalla per monitorare l'elettrocardiogramma (ECG).
    5. Ritorna il feto in utero. Tutti i cateteri e gli elettrodi uscita attraverso una piccola incisione pugnalata fianco sinistro.
    6. Chiudere l'incisione laparotomica con una chiusura a tre strati. Sutura della parete addominale con una sutura sintetica assorbibile monofilamento USP 2 in un semplice modo continuo. Chiudere lo spazio sottocutaneo con una sutura sintetica assorbibile intrecciata USP 0 in un semplice modo continuo. Utilizzare graffette in acciaio inox chirurgici per chiudere l'incisione cutanea.
  2. descrizione dettagliata della procedura chirurgica
    1. Rimuovere la lana con la rasatura del processo xifoideo alla ghiandola mammaria e lungo la piega del fianco su entrambi i lati con una lama # 40. Pulire l'addome ventrale poi accuratamente con un clorexidina gluconato al 4% e una spazzola morbida per 3 min.
      1. Eseguire uno scrub sterile con clorexidina gluconato serie 4% a partire dal centro dell'addome e progredendo in modo centrifugo per 3 min. Versare salina sterile sull'addome per rimuovere il sapone disinfettante. Per la fase finale della preparazione chirurgica, eseguire tre passaggi alternati di soluzione di gluconato di clorexidina 2% e alcool isopropilico al 70%.
    2. Assicurarsi che la profondità dell'anestesia sia adeguata prima di incisione. Eseguire un'incisione laparotomia standard dal cordone ombelicale a solo cranica alla mammella attraverso la linea alba per minimizzare i danni muscolo addominale.
    3. Inserire una lunga pinza spugna nell'addome lungo la sinistra addominale muro sual sito di uscita prevista per cateteri nella regione paracostale.
      1. Spingere le punte della pinza contro il muro fino a quando un assistente in grado di individuare e confermare il sito appropriato. Aprire leggermente (1 cm) le ganasce della pinza e lasciare che l'assistente di fare 2 cm a tutto spessore un'incisione.
      2. Esteriorizzare le punte della pinza attraverso l'incisione, aprire di nuovo, e prenda delicatamente i cateteri con la pinza che è finalmente tirato fuori dell'addome attraverso l'incisione addominale ventrale. Da segnalare, alcuni gruppi impiantano i cateteri e poi li esteriorizzare. Questo ha lo svantaggio che intraoperatoria monitoraggio ECG fetale non è possibile.
    4. Palpare l'utero per determinare la posizione fetale e numeri. Determinare la più grande feto utilizzando la distanza tra gli sonora. Incidere la parete uterina sulla grande curvatura sul dorso della testa, evitando i cotiledoni.
      1. Inserire una cannula smussa-ended attraverso le membrane placentari per ottenere un amcampione di fluido niotic libero da emorragia. Incidere le membrane placentari con le forbici.
    5. Esteriorizzare la parte craniale del feto attraverso questa incisione. Posizionare un sterile, non in lattice guanti chirurgici riempito con soluzione salina sterile a 37 ° C sopra la testa del feto per aiutare a mantenere la normotermia.
      1. Durante la rimozione della parte superiore del corpo del feto dall'utero, hanno l'assistente reggere della Babcock per prevenire la perdita di liquido amniotico. Poi, sempre con pinze Babcock, serrare le membrane fetali e parete uterina per la pelle per evitare la contaminazione addominale con liquido amniotico.
      2. Esporre solo le parti del corpo fetale che devono essere strumentato e mantenere le restanti parti interne dell'utero o coperto da un panno sterile umida e calda (37 ° C), rispettivamente.
    6. Rapire entrambi gli arti toracici per facilitare l'esposizione alla vena brachiale e bilateralmente. Incidere lungo la faccia mediale di entrambi antebrachium e curasezionare completamente intorno all'arteria brachiale e vena.
    7. Inserire polivinile cateteri nel diritto e le arterie brachiale sinistro e il brachiale sinistro vena utilizzando una tecnica cut-down standard.
      1. Liberare la nave da cateterizzato da tessuti adiacenti oltre 1 cm. Legare la porzione distale del vaso con una sutura intrecciata sintetica assorbibile USP 2-0. Preposto una legatura all'aspetto prossimale del vaso ma tenerlo slegato.
        1. Utilizzando le forbici Castroviejo, tagliare trasversalmente la nave a circa il 30% del suo diametro. Arrestare il flusso di sangue parzialmente tirando la sutura prossimale. Inserire il catetere in direzione prossimale.
      2. Inserire il polivinile catetere fino a 8 cm prossimale o fino a quando la resistenza viene rilevato e poi tirare leggermente indietro. Temporaneamente garantire l'aspetto prossimale del catetere mediante un morsetto vascolare. Posizionare un altro sutura intorno sia prossimale e distale del catetere. Un assistente è continuamente aspirating lavaggio e il catetere per assicurare la pervietà del catetere.
      3. Chiudere la pelle del feto utilizzando un USP 2-0 intrecciata sutura assorbibile sintetico, con un modello di sutura continua.
    8. A destra ea spalla sinistra, manubrio e il processo xifoideo, fissare un elettrodo in acciaio inox coibentato per facilitare il monitoraggio dell'ECG fetale.
    9. Suturare la pressione amniotico e il catetere di campionamento allo sterno. Questo catetere è fenestrata alla sua estremità.
    10. Fissare tutti i cateteri sul dorso del feto utilizzando un materiale di sutura assorbibile intrecciata sintetico USP 2-0.
    11. Prima della sostituzione del feto posteriore nell'utero, somministrare clenbuterolo 30 mg IV lentamente oltre 15 min per evitare l'ipotensione e fornire rilassamento uterino.
    12. Suturare le membrane fetali utilizzando USP 4-0 intrecciata materiale di sutura assorbibile sintetico con un modello continuo. Incorporare un solo catetere o elettrodo alla volta nelle closure per garantire una chiusura a tenuta. Utilizzare un doppio strato di Cushing modello rispetto dei principi Halsted per chiudere la strato muscolare dell'utero utilizzando un materiale di sutura assorbibile intrecciata sintetico USP 0. Bury attentamente i nodi chirurgici.
    13. Utilizzando una sutura a borsa di modello, fissare tutti i cateteri e cavi ECG che escono dalla incisione paracostale sinistra.
    14. Utilizzando un monofilamenti sintetici materiale USP 2 sutura riassorbibile fissare la linea alba con un modello continuo. Chiudere i tessuti sottocutanei con USP 2-0 intrecciato materiale di sutura assorbibile sintetico con un modello continuo. Fissare lo strato di pelle con punti chirurgici.
    15. Somministrare 250 mg di ampicillina per via endovenosa e di nuovo attraverso il catetere amniotico nella cavità amniotica. Sostituire i liquidi persi amniotico con soluzione salina calda.
    16. Mettere tutti i cateteri esteriorizzato ed elettrodi ECG in un sacchetto posto per mantenere la sterilità. Posizionare una maglia intorno al torso di pecora per garantire tutto il un cateterid elettrodi al corpo della pecora.
    17. Smettere di anestesia generale, e estubare pecora una volta riflessi laringei sono tornati alla normalità.
    18. Riportare la pecora una gabbia metabolica, una volta lei è stabile dopo l'anestesia generale. La pecora risiederà nella gabbia metabolica per la durata dell'esperimento. La pecora deve essere in grado di stare in piedi, sdraiarsi e mangiare ad libitum durante il monitoraggio del feto non anestetizzato senza sedativo della madre.
    19. Per i tre giorni successivi, somministrare antibiotici come profilassi per la pecora (Trimetoprim sulfadoxine 5 mg / kg) e il feto (250 mg di ampicillina per via endovenosa e di nuovo attraverso il catetere amniotico).
    20. Valutare lo stato metabolico sia di pecora e feto utilizzando analisi del sangue gas.
    21. Lavare tutti i cateteri con il volume minimo di soluzione fisiologica eparinizzata possibile. Attenzione - non superare la dose giornaliera di eparina e fluidi ammissibile per il feto. È possibile fluido sovraccaricare il feto. Flush lentamente una voltaun giorno ~ 5 ml di NaCl per riga dopo profilassi antibiotica.
  3. Registrazione e analisi dei dati
    1. Durante l'intervento, eventualmente registrare i tassi materni e fetali ECG e cuore, nonché materna pressione arteriosa e la pressione delle vie aeree (Paw) continuamente (Figura 1). Utilizzare la finestra di monitoraggio della durata di acquisire tutti i dati materni tranne ECG. Alimentare questi dati nel convertitore analogico-digitale con segnali ECG fetali e materni; passare ECG materno e fetale prima in 1.901 preamplificatore. Registrare e visualizzare tutti i dati nel software del produttore.
    2. Prelevare un campione arterioso 1 mL contemporaneamente dal pecora e feto per emogasanalisi, lattato, glucosio e basare determinazione eccesso (in plasma) al punto d'inizio della chirurgia fetale (immediatamente dopo aver inserito il primo catetere arterioso) e dopo la chiusura dell'utero .
    3. Durante il recupero post-operatorio, prendere un campione di sangue fetale 3 mL per misurare l'IL-6 e TNF-α inflammprofili Atory. Centrifugare il plasma a 4 ° C (4 min, 4.000 xg), decantare e conservare il plasma a -80 ° C per il successivo test ELISA.
      Nota: Ai fini dei risultati rappresentativi riportati, sei giorni dopo l'intervento gli animali sono stati sacrificati mediante iniezione endovenosa di 20 ml sodio pentobarbital. Crescita fetale è stata valutata mediante il corpo, cervello, fegato e pesi materni. La durata del periodo sperimentale sarà ovviamente variano a seconda del disegno scelto per la particolare domanda di ricerca e può raggiungere ~ 6 settimane.
  4. Analisi delle citochine (passo opzionale)
    1. Determinare le concentrazioni di citochine (IL-6, TNF-alfa) nel plasma usando un panino specifici ovine ELISA. Anticorpi anti-pecora monoclonali di topo Pre-coat (anticorpo di cattura IL-6) o topo anti-bovino anticorpo monoclonale (TNF-α) ad una concentrazione 4 ug / ml sulla piastra ELISA a 4 ° C per O / N, dopo 3 volte lavare con tampone di lavaggio (0,05% Tween 20 in PBS, PBST).
    2. Bloccare le piastre per 1 h con 1% BSA in PBST. Lavare le piastre con tampone di lavaggio per 3 volte.
    3. Utilizzare le proteine ​​ricombinanti di pecora (IL-6, TNF-alfa) di serie ELISA, preparare una diluizioni seriali vanno da standard di 1 su 2.000 ng / ml a livello 7 di 31,25 pg / ml.
    4. Carico 50 ml di standard di proteine ​​diluite seriali e campioni per pozzetto e incubare per 2 ore a temperatura ambiente, lavare i piatti per 3 volte. Eseguire tutti gli standard e campioni in duplicato.
    5. Applicare 50 ml di anticorpi policlonali anti-coniglio di pecora (anticorpo di rilevazione IL-6) o coniglio anticorpo policlonale anti-bovino (TNF-alfa) alla diluizione di 1: 250 in pozzetti e incubare per 30 minuti a RT. Lavare le piastre con tampone di lavaggio 5 volte.
    6. Aggiungere 50 ml di capra anti-IgG di coniglio HRP-coniugato (diluizione 1: 5.000) per 30 min.
    7. Incubare con 50 ml di soluzione di substrato TMB in ogni pozzetto.
    8. Arrestare la reazione di sviluppo colore al momento desiderato con 25 ml di acido solforico 2 N.
    9. Leggi l'plAtes sul lettore di piastra ELISA a 450 nm, con una correzione di lunghezza d'onda 570 nm.
      Nota: Nei nostri saggi, la sensibilità di IL-6 era ELISA 16 pg / ml, la sensibilità di TNF-alfa ELISA era di 13,9 pg / ml, rispettivamente. Per tutte le analisi, i coefficienti intra-saggio e inter-saggio della varianza è stata <5% e <10%, rispettivamente.
  5. analisi statistiche
    Nota: I metodi statistici esatti dipenderanno dalla domanda di ricerca. Qui riportiamo i metodi utilizzati per verificare eventuali differenze significative nei gas ematici riportati in Tabella 2.
    1. Metti alla prova la distribuzione dei dati normale usando il test di Kolmogorov-Smirnov seguito da test parametrici o non parametrici con regolazione per confronti multipli, a seconda dei casi.
    2. Utilizzare K-means cluster analysis per individuare i feti nella coorte che erano spontaneamente ipossico e determinare le rispettive pO 2 e O 2 valori Sat (considerare pO 2 <20 mmHg o O 2 Sat <55% come fetal ipossia). 44-48
    3. Utilizzare un software statistico SPSS, come per le analisi.
    4. Presentare i dati come media ± SD con differenze statistiche a p <0.05 considerati significativi.

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Risultati

38 in gravidanza pecore in tempo datato stati strumentati a 128 ± 2 giorni di gestazione (DGA, ~ 0,88 gestazione, durata 145 DGA) con arterioso, venoso e cateteri amniotico ed elettrocardiogramma (ECG) elettrodi con tecnica sterile in anestesia generale (sia pecora e il feto ). In caso di gravidanza gemellare del feto più grande è stato scelto sulla base di palpazione e la stima del diametro intertemporale; in alternativa, il feto deve essere strumentato può essere selezionato in modo casuale al fine di evitare qualsias...

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Discussione

L'anestetico e le procedure chirurgiche sono presentati che sono necessari per la creazione di un modello animale per lo studio della fisiologia e fisiopatologia fetale: la pecora feto non anestetizzato cronicamente strumentato.

Quattro passi critici all'interno del protocollo devono essere sottolineati. Innanzitutto, passando i cateteri e elettrodi attraverso il fianco materno: è importante che venga effettuata una volta per evitare eventuali lesioni di organi interni. In secondo lu...

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Dichiarazioni

Non sono state fatte divulgazioni.

Ringraziamenti

gli autori ringraziano con gratitudine il sostegno finanziario della Molly Towell Perinatal Research Foundation, del Canadian Institutes of Health Research (CIHR) e del Fonds de Recherche du Québec – Santé (FRQS) (a MGF) e del CIHR-Quebec Training Network in Perinatal Research (QTNPR) (a LDD).

Gli autori desiderano ringraziare Esther Simard, Marco Bosa, Carl Bernard e Carmen Movila per l'assistenza tecnica.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
ACE Sorgente luminosaSchott-FostecA20500
Forbici da dissezioneFine Science Tools14060 - 11
Forbici da dissezione angolateFine Science Tools15006 - 09
Manico per bisturiFine Science Tools10003 - 12strumento di dissezione alternata
Lame per bisturi curve #12Fine Science Tools10012 - 00strumento di dissezione alternata
Forbici per ossaFine Science Tools16044 - 10
S & Pinza per legatura a TFine Science Tools00272 - 13
Pinze Dumont SS - angolateFine Science Tools11203 - 25 
Sutura di seta intrecciata misura 6-0Teleflex Medical07 - 30  - 10
Nastro medicotranspore3M
Ketamina cloridrato 100 mg/mlHospiraNDC 0409 - 2051 - 05Final Do è 80 mg/kg
Tranqui Ved Injection (xilazina 100 mg/ml)VecdoNDC 50989 - 234 - 11Final Does è 10 mg/kg
Arancio reattivo 14Sigma - AldrichR - 8254
Ringers ComponentiLa soluzione è gas bilanciato con il 95% di O2 e il 5% di Co2, pH finale 7,4
Cloruro di sodioSigma - AldrichS7653Concentrazione finale: 118 mM
Cloruro di potassioFisher ScientificP217 - 3Concentrazione finale: 4,7 mM
Cloruro di calcio diidratoFisher ScientificC79 - 500Concentrazione finale: 2,5 mM
Fosfato di potassio monobasicoFisher ScientificP -285Concentrazione finale: 1,2 mM
Solfato di magnesioJ.T. BakerJan-00Concentrazione finale: 0,57 mM
Acido 4-(2-idrossietil)piperazina-1-etansolfonico (HEPES)Fisher ScientificBP 310 - 500Concentrazione finale: 5,95 g/L
GlucosioSigma - AldrichG8270Concentrazione finale: 5,5 mM
LifeWindowDigicare Biomedical Technology
Bioamplificatore CED e unità ADCCambridge Electronic Design Limited,
Unit 4, Science Park,
Milton Road,
Cambridge CB4 0FE
INGHILTERRA.		Bioamp: 1902; ADC: micro1401; Software di acquisizione dati: Spike 2, V7.13
Bioamplificatore di segnale analogicoNeurolog Digitimer Ltd
37 Hydeway
Welwyn Garden City
Hertfordshire, AL7 3BE, Inghilterra		NL108A
ABL800FlexRadiometer Canada; 200 Aberdeen Dr, Londra, ON N5V 4N2
Eppendorf 5804REppendorf Canada; 2810 Argentia Road, #2
Mississauga, Ontario, L5N 8L2
Set di cateterismo giugulareArrow International, Inc., 2400 Bernville Road, Reading, PA 19605 USA
Atravet10 mg/ml
Diazepam5 mg/ml
KetaminaKetalar100 mg/ml
Propofol10 mg/ml
SurgiVeTtubi endotracheali; Smiths Medical ASD, Inc. St. Paul, MN 55112, USA
Catetere per la sostituzione delle vie aeree Cook con adattatori RAPI-FITCook Critical Care 750, Bloomington IN 47402-0489 USA
Ventilatore DispomedDispomed Ltd., 745 Nazaire-Laurin, Joliette, Quebec J6E 0L6
BD Insyte-WBecton Dickinson, Infusion Therapy Systems Inc., 9450 S State St, Sandy Utah 84070 USAda 22 a 20 g; Da 1 pollice [0,9 x 25 mm] a 1,16 pollice [1,1 x 30 mm]
Edwards Lifesciences Rif: PX272 Kit di monitoraggio della pressione con pressione
LifeWindow LW6000Digicare Biomedical Technology 107 Commerce Road, Boynton Beach, FL 33426-9365 USA
Cateteri
Babcock
SCI (Materie prime scientifiche Inc.)2 metri
2-0 Vicryl
Castroviejo forbici
elettrocardiogramma (ECG)LIFYY, Metrofunk Kabel-Union, Berlino, Germaniaquattro elettrodi di rame in guaina singola, 2 metri
2-O Vicryl
3-0 Vicryl
PDS II USP
Trimetoprim sulfadossina
ampicillina
rubinettoargon medico, gatto 041220001ARubinetto doppio a 4 vie con aghi luer lock maschio
TycoHealthcare 8881202389Aghi smussati con mozzo in alluminio monoject, 22Gx, 0,7 mm x 38,1 mm: per cateteri arteriosi e venosi fetali
Aghi Aghismussati Tyco Healthcare 8881202322Monoject con mozzo in alluminio, 16Gx, 1,6 mm x 38,1 mm: per cateteri amniotici
della soluzione monouso TruWave in polivinile Gaymar

Riferimenti

  1. Barry, J. S., Anthony, R. V. The pregnant sheep as a model for human pregnancy. Theriogenology. 69, 55-67 (2008).
  2. Morrison, J. L. Sheep models of intrauterine growth restriction: fetal adaptations and consequences. Clin Exp Pharmacol Physiol. 35, 730-743 (2008).
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