Articolo metodologico

In Vivo Dynamics of Retinal microglia attivazione durante neurodegenerazione: confocale oftalmoscopico Imaging e Morfometria cellulare in mouse Glaucoma

DOI:

10.3791/52731

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11 maggio 2015

 ,  ,  , 
1Department of Neurobiology & Anatomy, University of Utah, 2Department of Ophthalmology & Visual Sciences, University of Utah

In questo articolo

Sommario

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Attivazione microglia e microgliosis sono risposte chiave per neurodegenerazione cronica. Qui vi presentiamo i metodi per in vivo, la visualizzazione a lungo termine della retina CX3CR1-GFP + cellule microgliali di oftalmoscopia confocale, e per la soglia e le analisi morfometrica per identificare e quantificare la loro attivazione. Monitoriamo modifiche microgliali durante fasi iniziali di glaucoma all'età.

Abstract

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Microglia, che sono le cellule del sistema nervoso centrale neuroimmune residenti, trasformano la loro morfologia e le dimensioni in risposta al danno del sistema nervoso centrale, il passaggio ad uno stato attivato con funzioni distinte e profili di espressione genica. I ruoli di attivazione della microglia in salute, infortuni e malattie rimangono completamente sconosciuto a causa della loro regolazione dinamica e complessa, in risposta ai cambiamenti nel loro microambiente. Pertanto, è fondamentale per monitorare in modo non invasivo e analizzare i cambiamenti nella attivazione della microglia nel tempo nell'organismo intatto. Studi in vivo di attivazione della microglia sono stati ritardati da limitazioni tecniche per rilevare il comportamento del microglia senza alterare l'ambiente del sistema nervoso centrale. Questo è stato particolarmente impegnativo durante la neurodegenerazione cronica, in cui i cambiamenti a lungo termine devono essere monitorati. La retina, un organo CNS suscettibili di non invasivo immagini dal vivo, offre un potente sistema di visualizzare e caratterizzare le dinamiche di attivazione della microglia durante disturbi cronici.

in vivo della microglia retina, con l'oftalmoscopia confocale (cSLO) e CX3CR1 GFP topi / + giornalista, di visualizzare microglia con risoluzione di cellulare. Inoltre, si descrivono i metodi per quantificare variazioni mensili attivazione delle cellule e la densità in grandi sottopopolazioni di cellule (200-300 cellule per retina). Confermiamo l'uso della superficie Somal come metrica utile per il monitoraggio in tempo reale di attivazione della microglia nella retina applicando automatizzato basato soglia analisi morfometrica delle immagini in vivo. Usiamo questi acquisizione delle immagini in tempo reale e analisi strategie per monitorare i cambiamenti dinamici nella attivazione della microglia e microgliosis durante le prime fasi di neurodegenerazione retinica in un modello murino di glaucoma cronico. Questo approccio dovrebbe essere utile per indagare i contributi di microglia al declino neuronale e assonale nei disturbi cronici del sistema nervoso centrale che colpiscono la retina e del nervo ottico.

Introduzione

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Microglia sono cellule neuroimmune che risiedono esclusivamente nel sistema nervoso centrale (SNC) dall'inizio dello sviluppo embrionale e per tutta l'età adulta. Dotato di un repertorio complesso di recettori, l'attività della microglia e l'eterogeneità regionale sono regolate dalla loro interazione bidirezionale con i neuroni vicini, glia, barriera emato-encefalica e infiltranti cellule neuroinfiammatori 1,2. Funzioni microgliali basali contribuiscono alla manutenzione e riparazione fisiologica, in quanto campione del loro territorio per perturbazioni nella omeostasi 3,4. Durante lesioni del SNC o malattia, microglia sono i primi soccorritori a segnali neuronali che poi scatenano la loro transizione verso un fenotipo reattiva, denominate "microglia 2,5-7 attivato. Attivazione Microglia comporta un ciclo complicato di espressione genica e di proteine, che sono accoppiati a soma cellulare e processo di ridimensionamento e ristrutturazione 6-9. Attivazione microglia, nonché ridistribuzione cellulare eclustering, può essere accompagnato l'aumento complessivo locale nel numero di cellule (microgliosis definito). Ciò può derivare da proliferazione cellulare e di auto-rinnovamento, con o senza assunzione di emoderivati ​​monociti 3,4,7,10-14. In una vasta gamma di età-dipendente, malattie croniche del sistema nervoso centrale, sostenuta microgliosis e malattie parallela attivazione della microglia progressione 15-19. Come microglia neurodegenerazione impatto rimane poco chiaro, soprattutto perché giocano entrambi i ruoli neuroprotettive e deleteri che possono avere diversi contributi per l'insorgenza della malattia e la progressione. Studi di imaging dal vivo volti a comprendere la malattia cronica del sistema nervoso centrale hanno monitorato il comportamento microglia nel sistema nervoso centrale danneggiata di modelli animali e umani, e ha dimostrato che le alterazioni microgliali sono all'inizio rilevabili nelle fasi precoci della malattia 15-17,19,20. Pertanto, è fondamentale per sviluppare approcci per rilevare e monitorare l'attivazione della microglia in vivo.

Dete non invasivaction delle variazioni regionali in attivazione della microglia cerebrale è stato stabilito come un importante indicatore di vivo di progressione della malattia neurodegenerativa, utilizzando l'imaging molecolare o bioluminescenza e la tomografia ad emissione di positroni o la risonanza magnetica 18,21,22. Questi metodi di imaging molecolare e nucleare altamente quantitativi e non invasivi rilevano gliosi con delibera regionale. In alternativa, a due fotoni di imaging confocale in CX3CR1 GFP / + topo ha permesso l'osservazione della microglia cerebrali con una risoluzione cellulare 3,4,9,20,23-28. Tuttavia, questo approccio limita a lungo termine e l'osservazione ripetuta di alterazioni microgliali croniche, dato il potenziale rischio di disturbare il loro comportamento anche minimamente invasive procedure di imaging cerebrale 29. In alternativa, la retina offre condizioni ottimali per diretto, nella visualizzazione vivo e il monitoraggio ripetuto di microglia nella loro nicchia CNS intatto durante l'invecchiamento, a seguito di lesione acuta, epotenzialmente durante malattie neurodegenerative croniche. Così, studi recenti hanno dimostrato la fattibilità di imaging ad alta risoluzione della microglia retiniche esprimono GFP adattando il ophthalmoscopy confocale a scansione laser (cSLO) per immagini live CX3CR1 GFP / + topi. Questo è stato utilizzato per tenere traccia delle modifiche settimanali in numeri GFP + cellule nei topi individuale fino a 10 settimane dopo un trauma acuto indotto o ipertensione oculare 30-36.

Abbiamo esteso questo approccio per eseguire l'imaging a lungo termine per diversi mesi, e quantitativamente tenere traccia delle modifiche in attivazione della microglia in base alle dimensioni soma mediante analisi morfometrica. Dimensioni Somal è stata definita come una metrica utile di attivazione della microglia in studi di imaging dal vivo utilizzando due fotoni microscopia confocale a fette corticali di eseguire imaging in vivo di CX3CR1-GFP + microglia 9. Questi ed altri studi hanno anche dimostrato la correlazione tra le dimensioni Somal ei livelli di espressione della proteina Iba1, which aumenta anche con l'attivazione 9,37. Così, microglia attivato può essere identificato in topi vivi, e il loro numero e la distribuzione controllata nel tempo durante CNS salute e di malattia.

Questo protocollo descrive i metodi per l'acquisizione di immagini cSLO vivo e analisi per monitorare il numero di cellule microgliali, la distribuzione e l'attivazione morfologica durante cellule gangliari della retina (RGC) degenerazione (Figura 1). Così, questo studio utilizza: 1) un modello di topo di glaucoma ereditaria (DBA / 2J) che subisce età-dipendente del nervo ottico e neurodegenerazione della retina e mostra una notevole variabilità nella progressione della malattia tra i 5 ei 10 mesi di età 38,39, 2) mensile cSLO imaging in vivo per la visualizzazione a lungo termine delle cellule GFP + nella retina e del nervo ottico amieliniche di eterozigoti CX3CR1 GFP + / DBA / 2J topi di età compresa tra 3-5 mesi, 3) analisi delle immagini dal vivo di segmentazione e soglia per isolare somata cellulare e misura ilzona ir. Queste strategie sono applicati per valutare la cinetica di retina stati di attivazione della microglia durante le prime fasi del glaucoma cronico.

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Protocollo

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In vivo l'imaging viene eseguito in strutture esenti da organismi patogeni utilizzando protocolli approvati dalla cura e l'uso degli animali Comitato Istituzionale presso l'Università dello Utah.
NOTA: Questo protocollo di imaging viene utilizzato per topi reporter in cui microglia retina e infiltranti monociti / macrofagi esprimono verde fluorescente proteina (GFP) sotto il controllo del locus recettore fractalkine (CX3CR1).

1. In Vivo Imaging di retina GFP + Microglia da confocale a scansione laser oftalmoscopia (cSLO)

  1. Accendere il sistema di riscaldamento controllato di acqua, set per stabilizzare la temperatura del mouse tra 35-37 ° C durante la procedura, e collegare due rilievi di riscaldamento.
    1. Avviare il sistema oftalmoscopio confocale a scansione laser (cSLO) (Figura 2A). Aprire il programma cSLO, inserire le informazioni che identificherà l'individuo del mouse e impostare una curvatura corneale di 2 mm (menu Dati paziente).
  2. Prepararsi per imaGing. Trovare e montare un pulito 55º grande campo obiettivo sul suo socket. Preparare la piattaforma di imaging oftalmoscopio assicurando una piastra elettrica coperta di carta pulito. Utilizzare clip per appiattire il pad e carta e tenerli da bloccare il movimento della lente obiettivo.
  3. Anestetizzare il mouse mediante iniezione intraperitoneale di 1,3% 2,2,2-tribromoethanol e 0,8% di alcol tert-amil (250 mg / kg di peso corporeo; 0,5 ml / 25 g di peso corporeo) usando un ago 30½ G montato un monouso 1 ml siringa. Ritorna il mouse alla sua gabbia, mantenuto su una piastra elettrica.
    NOTA: La consegna del anestetico per iniezione contro l'inalazione permette un più facile posizionamento del mouse per l'imaging e l'accesso senza ostacoli agli occhi, senza coni d'ogiva e tubi.
  4. Una volta che l'animale si ferma e non risponde alla coda pizzico, indurre la dilatazione della pupilla con Tropicamide e fenilefrina (0,5% ciascuno), posizionando l'animale prona e copre entrambi gli occhi con le gocce per 7 min.
  5. Dopo 5 min, pmerletti il ​​mouse prono sul centro della piattaforma oftalmoscopio, e le lenti a contatto in forma su entrambi gli occhi, applicando una pressione minima.
    NOTA: Le lenti a contatto sono piccole e fragili, ma possono essere maneggiati con cura con le dita, anche se pinze possono essere utilizzati al posto di 40. L'uso di lenti a contatto è facoltativo, ma raccomandato in quanto minimizza secchezza oculare e conserva trasparenza corneale durante l'imaging.
  6. Dopo 7 min, orientare il mouse con l'occhio destro verso la lente obiettivo e l'orbita parallela alla lente obiettivo, mantenendo l'animale non frenato vicino al bordo della piattaforma (Figura 2B). Per raccogliere le immagini di saturazione e orientamento comparabili, mantenere costante la distanza dall'occhio alla lente obiettivo, nonché l'allineamento dell'occhio al percorso di luce durante sessioni di imaging. Clip lunghi baffi che interferiscono con l'osservazione dell'occhio.
    NOTA: Per il prossimo 8-10 minuti, il mouse non si muove o lampeggia, e sarà il respiro con movimento dolcementi, che sono monitorati dal cSLO eye-tracking ART modalità (automatica in tempo reale), che regola la posizione della testa di scansione basato su punti di riferimento del fondo oculare ad alto contrasto. Passato quel tempo, i topi cominciano ansimando e lampeggiante, rendendo l'imaging impraticabile.
  7. Se l'imaging viene eseguito senza l'utilizzo di lenti a contatto, applicare PBS gocce in entrambi gli occhi ogni 2-3 min per impedire loro di essiccazione.
  8. Raccogliere una immagine fundus del sistema vascolare della retina e del nervo ottico, si è concentrata sulla retina interna.
    1. Selezionare la modalità a infrarossi (IR) e regolare le impostazioni di 820 nm di eccitazione, potenza laser 100%, 40-60% di sensibilità (Figura 2C).
    2. Lavorare in modalità ad alta velocità (12,6 frame / sec), individuare l'occhio utilizzando il joystick per guidare l'oftalmoscopio. A basso ingrandimento, controllare la cornea e la lente di lesioni o l'opacità, ed escludere dagli occhi di studio con difetti o lesioni che interesseranno l'imaging della retina (Figura 3A).
    3. Individuare la zona disco ottico (la superficie ditesta del nervo ottico, ONH) portando l'obiettivo più vicino all'occhio, poi centrare l'immagine su di esso e bloccare tale posizione avvitando il joystick. Questo allineamento degli occhi al oftalmoscopio è la chiave per ottenere una buona messa a fuoco e le emissioni attraverso l'immagine.
    4. Visualizzare i piani interni della retina, così come l'ONH, utilizzando i principali vasi sanguigni situati sulla superficie vitreale della retina come un piano di riferimento focale (59 e 60 D), o più in profondità (55 D) in occhi mostrando ottica scavata dischi. La messa a fuoco ottimale dovrebbe risolvere circolanti globuli entro vasi sanguigni principali, con il loro lume e le pareti nettamente distinte.
    5. Ottimizzare la saturazione dell'immagine regolando la manopola sul pannello di controllo touch screen, fino a quando un alone bianco di illuminazione uniforme si estende in gran parte del campo 55º fondo attorno al disco ottico (con una leggera sovraesposizione). Successivamente, abbassare la saturazione per ottimizzare il contrasto fino a quando le cellule del sangue che si spostano lungo le principali vasi possono essere chiaramente risolti. Se scuro focalearee persistono, non a causa di danni alla retina, riallineare l'occhio alla telecamera fino a quando l'immagine uniformemente luminoso si ottiene. Questa regolazione è fondamentale per catturare insiemi riproducibili di immagini in posizione e qualità.
    6. Raccogliere un'immagine IR ad alta risoluzione della retina centrale (1.4-1.7 mm di diametro, a seconda dell'età), con una media di 30 fotogrammi in tempo reale (4,7 fotogrammi / sec; normalizzato), per migliorare il rapporto segnale-rumore (Figura 2D ).
  9. Immediatamente, acquisire una immagine di fluorescenza di GFP + microglia e / o monociti infiltranti localizzate ai piani interni della retina e il TNO.
    NOTA: Ottimizzazione dell'immagine fundus IR della retina determina la risoluzione dell'immagine di fluorescenza di cellule GFP +, nonché l'estensione della retina interna attraversato. La mancata messa a fuoco piani interiori della retina, che può essere rilevato da una cattiva risoluzione del sistema vascolare, si tradurrà in vista GFP + cellule soffuse (Figura 3B). Mancato adeguamento IR saturazione corretta e uniforme colpisce l'immagine di fluorescenza (FA), introducendo variazioni artefatti in GFP + intensità delle cellule e la dimensione (Figura 3C).
    1. Swich a fluorescenza modalità di imaging (FA) sul pannello touch screen, usando blu, di eccitazione 488 nm laser (460-490 nm set di filtri di barriera), e le impostazioni di acquisizione (sensibilità potenza del laser e 100-125% al ​​100%), che sono mantenute costante per tutti i topi (figura 2E).
    2. Raccogliere un singolo xy-punto, l'immagine di fluorescenza bidimensionale della retina, e cattura immediatamente l'immagine del fondo oculare in posizione identica (100x media scansione; 55º angolo di scansione per entrambe le immagini; Figura 2F).
    3. Acquisire un'immagine multipunto selezionando "composito" nel pannello di controllo (Figura 2G) e lo spostamento a destra ea sinistra oftalmoscopio, panning la retina attraverso l'asse nasale-temporale (Figura 2H).
      NOTA: Dopo la scansione di una singola immagine xy-point (100x spuò media), il software automaticamente medie nuove scansioni degli stessi e delle nuove aree (circoscritte con un cerchio verde durante la scansione ottimale, o rosso quando la scansione è irrealizzabile), e punti tutti xy posizioni in tempo reale. L'immagine composita risultante estende 1,5-1,7 mm sull'asse orizzontale x 3-4 mm sull'asse verticale (55 ° x 120-124º angolo di scansione).
  10. L'imaging completa di ogni mouse entro 15 minuti dopo l'induzione dell'anestesia, prima di lampeggiare e la ripresa del moto.
  11. Rimuovere le lenti a contatto, occhi idrato con PBS e rispedire l'animale verso la sua gabbia riscaldato, controllando il comportamento fino al completo recupero della motilità.
  12. Per gli studi longitudinali utilizzando sessioni cSLO imaging intermittenti nel mouse stesso individuo, ripetere l'imaging non meno di 3 giorni di distanza per evitare la tossicità cumulativa di anestesia, così come irritazione corneale.

2. live Image Processing and Analysis

  1. Allineamento dell'immagine sequenziale:
    1. Allinearele immagini fundus per una serie temporale dello stesso occhio con il sistema vascolare e disco ottico come punti di riferimento. Aprire tutte le immagini in un programma di presentazione slide-show commerciale, trascinando ogni immagine il precedente finché i loro dischi ottici allineano sul piano xy (l'immagine in alto appare semi-trasparente mentre viene trascinato), quindi ruotare l'immagine in alto fino alla sua grandi vasi sanguigni si sovrappongono con il sistema vascolare sull'immagine qui sotto (messa a fuoco su navi più lontano dal disco ottico). Registrare l'angolo di rotazione per ogni immagine e salvare questa serie tempo per riferimenti futuri, tenere traccia di mouse e occhi identità.
    2. Allineare la corrispondente serie di immagini di fluorescenza xy-point singoli applicando l'angolo registrato per correggere la rotazione xy ad ogni tempo, utilizzando un programma di raster editor grafico. Inoltre, regolare la risoluzione a 300 dpi (senza ridimensionamento) e lo sfondo (in modalità RGB, selezionare Livelli e assaggiare il lume di un vaso sanguigno come il nero). Salvare queste immaginicome file TIF, aggiungendo "allineato" ai loro nomi.
  2. Segmentazione cellule microgliali:
    1. Per identificare GFP + cellule della retina centrale, aperta nel FluoRender il "allineato" di file TIF corrispondente al primo punto di tempo / età. Ingrandisci l'immagine per adattarla allo schermo, quindi definire la vista Render (composita, ortogonali, interpolati) e le sue proprietà (0.58 gamma, 255 punto di saturazione, luminosità 255, 195 alfa e 1,00 ombreggiatura), selezionando entrambi i canali RG come visibile (nascondi canale B con un doppio clic su di esso nel frame di lavoro; la figura 4A).
    2. Per selezionare singole celle, soglia canale rosso (deve essere evidenziato sul telaio di lavoro), aumentando la soglia bassa fino la maggioranza delle cellule sono mascherati (bianco) con processi sovrapposizione minima e cellulari (ciano), mantenendo la soglia alta costante (255). Il valore di soglia bassa varia tra 100 e 170, a seconda dell'intensità di fluorescenza (Figura 4B </ Strong>).
    3. Salva questo punto di vista con il canale rosso visibile solo (comando Cattura) come un nuovo file TIF, aggiungendo "cellsegm" al suo nome originale (Figura 4C). Utilizzando un raster generico software editor grafico, invertire la sua scala di grigi e regolare la risoluzione a 300 dpi di cui sopra, e salvare di nuovo come RGB (Figura 4D).
      NOTA: Eliminare le cartelle (progetti) creati automaticamente da FluoRender, e salvare il limite applicato per riferimento futuro.
  3. Segmentazione soma microglia e morfometria:
    1. Per identificare GFP + somata cella per l'area di quantificazione, di utilizzare l'immagine software di analisi con le misurazioni automatiche di intensità e capacità di soglia, così come basato su soglie conteggio oggetti e misurazione. Aprire il file TIF "cellsegm", e selezionare il metodo di modifica della scala (spline) e il canale rosso (fare clic sulla scheda rossa in RGB). Migliorare la visualizzazione deselezionando "canale vista a colori" (fare clic con il rosso RGScheda B), e selezionando "complemento colori" (Immagine / Regola immagine) di invertire la scala di grigi e vedere le celle in grigio / nero su sfondo bianco (figura 4E).
    2. Calibrare l'immagine di 1,4-1,7 mm a seconda dell'età, tracciando una linea orizzontale attraverso l'intera immagine (Calibrazione, Calibrazione rapida).
    3. Segmento somata singola cella applicando thresholding intensità (Figura 4B). Per questo, il lavoro sul canale RGB rosso e aprire la funzione di soglia Intensità (Conte Object, selezionando il comando "update count"), al fine di monitorare i parametri bidimensionali per ogni regione thresholded di interesse (ROI) in rappresentanza somata individuale.
    4. Definire la soglia di intensità nell'istogramma intensità, selezionando il più basso 50-60% dei livelli 255, e raffinare il valore di soglia finale valutando visivamente la sovrapposizione fra la maschera colore soglia (blu) e il perimetro soma cellulare (grigio) in singole cellule (FIGURA 4E).
    5. Stimare l'esattezza delle maschere soma cella per rappresentare le dimensioni Somal misurando l'area prima e dopo la segmentazione in 10 celle e accettare la gamma soglia selezionata se le misure differiscono meno del 10% (utilizzare la barra degli strumenti Binary e misure annotati).
    6. Individuare manualmente ROI Somal che includono più celle e separano questi elementi (eliminare o ROI separati utilizzando i controlli binario della barra degli strumenti, o il catalogo di oggetti), mentre commutazione on / off del binario di visualizzare direttamente le cellule (Figura 4F).
    7. Classificare cellule microgliali come ROI con aree Somal più grande e più piccolo di 50-60 micron 2 a discriminare somata cella corrispondente al microglia attivata e disattivata microglia, rispettivamente, utilizzando area soggetta a restrizioni.
      NOTA: Ogni sottoinsieme Somal cella è identificata con un diverso livello binario pseudocolored, e può essere ulteriormente caratterizzata per altri parametri morfologici (perimeter, circolarità, ecc), così come quantificato in settori retinici discreti (Figura 4G). Salvare l'immagine analizzata come file ND2.
    8. Verificare che il processo e la complessità ramificazione in singole cellule microgliali attivate, sovrapponendo la maschera Somal e l'immagine -point singolo xy (contrasto aumentato del 50%; la figura 4H). Contare manualmente i processi che si estendono direttamente dal soma cellulare o misurare il diametro del poligono che comprende il pergolato (utilizzare la barra degli strumenti Binary e misure annotati).
      NOTA: Attivato cellule mancano di processi o portano pochi (<4) e corto (<2x diametro Somal) quelli, in contrasto con i processi non attivati ​​cellulari, che comprendono un pergolato ramificata ed estesa (> 3-10x diametro Somal) relativamente circonda il loro piccolo soma.
    9. Individuare manualmente le cellule con l'espressione somata inferiori a <20 micron 2 e / o GFP sotto del limite di rilevazione, che sono quindi inosservato da intensity soglia. Utilizzare il comando Tassonomia di annotazioni per contare gli elementi identificati manualmente.

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Risultati

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I nostri recenti studi in vivo utilizzati questi metodi di acquisizione di immagini e di analisi in tempo reale di visualizzare e monitorare la cinetica e modelli di ONH e cambiamenti microgliali retina durante le prime fasi di glaucoma cronico e il loro rapporto alla fine di neurodegenerazione 59. Qui illustriamo un protocollo di acquisizione delle immagini cSLO per visualizzare cellule microgliali in una vasta area della retina centrale di singoli giovani eterozigoti CX3CR1-GFP DBA / 2J retina

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Discussione

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Monitoraggio in tempo reale del numero di cellule microgliali e l'attivazione morfologica durante una malattia neurodegenerativa richiede l'uso di metodi di imaging non invasive che consentono la visualizzazione dettagliata delle funzioni cellulari. Dopo l'imaging, le cellule microgliali devono essere isolati (segmentato) per l'analisi morfometrica utilizzando più passaggi di soglia per valutare le dimensioni Somal e / o la complessità di processo come letture per l'attivazione della microglia. In qu...

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ringraziamo il Scientific Computing and Imaging Institute dell'Università dello Utah per l'utilizzo del software FluoRender (R01GM09815). Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni della Glaucoma Research Foundation, della Melsa M. e Frank Theodore Barr Foundation e del National Institute of Health degli Stati Uniti (R01EY020878 e R01EY023621) a M.L.V. e (R01EY017182 e R01EY017950) a B.K.A.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Topi DBA/2J e CX3CR1-GFP/+ I topiJackson Laboratory, Bar Harbor, ME000671 e 00582sono allevati in casa, introducendo nuovi riproduttori ogni 3 - 4 generazioni per prevenire la deriva genetica.
30½ Ago G e 1 ml di siringa tubercolina slip-tipBD, East Rutherford, NJ305106 e 309659
2,2,2-tribromoetanolo, alcol terz-amilico 99% e tampone fosfato compresse salineSigma-Aldrich, St. Louis, MOT48402, 152463 e P4417La soluzione di avertin (pH 7,3, filtrata sterile) deve essere una soluzione appena preparata o conservata a 4 ° C per un massimo di 1 settimana.
Terapia del calore T/PumpGaymar Industries, Orchard Park, NYTP-650
Applicatori con punta in cotoneFisher Scientific, Pittsburgh, PA23-400-100
Tropicamide 1%Bausch & Lomb, Rochester, NYNDC 24208-585-64
Lenti a contatto in PMMA, curva base 1,70, diametro totale 3,2 mm, spessore centrale 0,40 mmCantor & Nissel Ltd., Northamptonshire, Regno UnitoG003709Le lenti vengono risciacquate con PBS sterile e conservate in scatole di polipropilene.
HRA/Spectralis laser a scansione confocale oftalmoscopio e software Eye ExplorerHeidelberg Engineering GmbH, Carlsbad, CAVersione 1.7.1.0
PowerPointMicrosoft, Redmond, WAVersione 14.4.3
Adobe PhotoshopAdobe, San Jose, CAVersione CS3
FluoRenderScientific Computing and Imaging Institute, Università dello UtahVersione 2.13Gratuito. http://www.sci.utah.edu/software/13-software/127-fluorender.html
NIS-Elements CNikon, Melville, NYVersione 4.30.01

Riferimenti

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