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Articolo metodologico

Sviluppo di un algoritmo di effettuare uno studio globale di autonomica disreflessia in animali con alta ferita del midollo spinale Uso di un dispositivo di telemetria

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DOI:

10.3791/52809

⸱

29 luglio 2016

 ,  ,  , 
1International Collaboration on Repair Discoveries (ICORD), Faculty of Medicine, University of British Columbia, 2Department of Medicine, Division of Physical Medicine and Rehabilitation, University of British Columbia, GF Strong Rehabilitation Centre

In questo articolo

Sommario

Il catetere di un dispositivo di telemetria viene impiantato nell'aorta addominale per raccogliere continuamente dati emodinamici battito per battito da animali pre e post-resezione del midollo spinale toracico alto. Un nuovo software JAVA è stato utilizzato per analizzare i parametri emodinamici e la frequenza e l'intensità degli episodi spontanei di disreflessia autonomica.

Abstract

La lesione del midollo spinale (SCI) è una condizione neurologica debilitante caratterizzata da disfunzioni somatiche e autonomiche. In particolare, la lesione midollare al di sopra del livello toracico medio può portare a una condizione ipertensiva potenzialmente pericolosa per la vita chiamata disreflessia autonomica (AD) che è spesso scatenata da stimoli somatici o viscerali nocivi o non nocivi al di sotto del livello di lesione. Uno dei fattori scatenanti più comuni dell'AD è la distensione dei visceri pelvici, come durante la distensione o l'evacuazione della vescica e dell'intestino. Questo protocollo presenta un nuovo algoritmo di riconoscimento dei modelli sviluppato per un software della piattaforma JAVA per studiare le fluttuazioni dei parametri cardiovascolari, nonché il numero, la gravità e la durata degli eventi di AD che si verificano spontaneamente. Il software è in grado di applicare un algoritmo di pattern recognition su dati emodinamici come la pressione arteriosa sistolica (SBP) e la frequenza cardiaca (HR) estratte dalle registrazioni telemetriche di animali coscienti e non trattenuti prima e dopo la transezione completa toracica (T3). Con questo software, i parametri emodinamici e gli episodi di AD possono essere rilevati e analizzati con un minimo bias dello sperimentatore.

Introduzione

Disreflessia autonomo (AD) è una emergenza pericolosa per la vita in individui dopo la lesione del midollo spinale acuta o cronica (SIC) ai segmenti cervicale o alto-toracica e di solito è caratterizzata da episodi di ipertensione persistente e bradicardia 1. AD è principalmente causato dalla rottura delle vie discendenti spinali che di solito forniscono input da centri sopraspinali al midollo neuroni pregangliari simpatici che controllano attività simpatica e il tono vascolare 1-4. Episodi AD sono caratterizzati da un picco di pressione arteriosa sistolica (SBP) fino a 300 mmHg e se non trattata può portare a convulsioni, emorragia intracranica, infarto del miocardio, e persino la morte 5-8. Una varietà di stimoli nocivi e non nocivi agire come un trigger di AD, inclusi intestino e distensione della vescica, spasmi, piaghe da decubito, il cateterismo vescicale o procedure iatrogene 9-12.

Lo sviluppo temporale di AD in respOnse a SCI è stato studiato in entrambi umani e animali 9 modelli 13,14. In genere questi studi hanno utilizzato un metodo di 'AD indotto' (vale a dire, urodinamica, vibrostimulations del pene negli esseri umani o distensione del colon-retto negli animali) per determinare lo sviluppo temporale di AD. Tale approccio è limitata dalla necessità di valutazioni ripetuti isolato punti temporali che possono precludere una determinazione accurata dello sviluppo temporale AD. L'uso di monitoraggio della pressione arteriosa di 24 ore negli esseri umani consente misurazioni seriali della pressione sanguigna per essere eseguita ad intervalli predeterminati. Questa tecnica è stata recentemente impiegata per monitorare verificano spontaneamente AD in pazienti con SCI cronica. In modelli animali, allo stato solido trasduttori di pressione sono sempre più utilizzati per monitorare cronicamente beat-by-beat pressione arteriosa. Recentemente, Rabchesvky et al. (2012), sviluppato un algoritmo che estrae uno seconde medie di pressione arteriosa media (MAP) und rispetto nei confronti di un movimento di soglia media 15. eventi AD spontanei sono stati caratterizzati in base a picchi MAP che sono 10 mmHg o superiore al di sopra della soglia in concomitanza con un calo delle risorse umane di 10 bpm o superiore.

Ecco un software JAVA romanzo che è dotato di un algoritmo di rilevamento dC è presentato. Questo algoritmo funziona rilevando schemi predeterminati della pressione arteriosa (ABP) e la frequenza cardiaca (HR) che sono indicativi di un evento di AD si verificano spontaneamente. L'utente è in grado di regolare manualmente tutte le variabili di input per il software in modo tale che il 'algoritmo di rilevamento' può essere facilmente personalizzato per i parametri specifici di interesse. Il software è anche in grado di dicotomizzare ABP e HR in una data epoca tale che ritmicità diurna dei parametri emodinamici possono essere analizzati 16. Nella presente manoscritto, una spiegazione dettagliata è data dalla tecnica chirurgica utilizzata per impiantare i dispositivi di telemetria e condurre l'intervento SCI. Examples sono forniti anche per quanto riguarda le capacità di post-elaborazione del software di rilevamento dC e come funzione cardiovascolare è alterata post-SCI. A fini comparativi, la metodologia ed i risultati ottenuti da un metodo di AD indotta noto come distensione del colon-retto (CRD) è anche illustrata.

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Protocollo

Maschio Wistar (Hsd: WI Wistar) ratti a 7 settimane di età e di peso 300-350 g sono stati utilizzati in questo esperimento. Tutti i ratti sono stati mantenuti su un ciclo di 12 ore di luce / buio e hanno ricevuto standard di chow ratto di laboratorio e acqua ad libitum. Tutte le procedure sperimentali conformi con la guida per la cura e l'uso di animali sperimentali stabilito dal Consiglio Canadese cura degli animali e concesso l'approvazione etica dalla University of British Columbia. Chirurgia e cura degli animali sono state condotte secondo le procedure standard nel nostro laboratorio (Ramsey et al. 2010) 17.

1. Preparazione degli animali: procedure chirurgiche

  1. L'impianto del dispositivo di telemetria
    Nota: protocollo è stato realizzato in base alle specifiche del costruttore e la nostra esperienza precedente con l'impianto del dispositivo: 16
    1. Pre-trattare gli animali con enrofloxacin, una volta al giorno per 3 giorni (10 mg / kg, s.c.) pre-operatorio.
    2. Rimuovere cibi solidi dalla gabbia 9-13 ore prima della chirurgia. Morbido dieta sostituto di un pasto nutritivo può essere fornito durante questo periodo.
    3. Anestetizzare il animali utilizzando una dose di induzione del 4% isoflurano in una camera di induzione e una dose di circa 1,5% isoflurano (con 1-1,5 L / min ossigeno) utilizzando un circuito Bain manutenzione. Utilizzare il riflesso punta pizzico e riflessi corneali per valutare se gli animali sono al piano chirurgica di anestesia. La respirazione deve essere monitorata per valutare se la profondità dell'anestesia è troppo alto (ad esempio, frequenza respiratoria molto lento e ansimante, pallido mucose) o troppo bassa (cioè, rapidi, respirazioni profonde che indica l'animale non possono essere ad un aereo chirurgico di anestesia ). dose necessario ripetere il monitoraggio del piano chirurgico di anestesia circa ogni 5 minuti durante l'intervento chirurgico e regolare isoflurano.
      Nota: Tutti gli interventi chirurgici vengono eseguiti utilizzando una tecnica asettica: in particolare, i chirurghi indossarescrub chirurgico, berretto, maschera e guanti sterili. Procedura aperta guanto si osserva, in autoclave pacchetto chirurgico contenente strumenti chirurgici viene aperto utilizzando una tecnica sterile e l'animale è drappeggiato prima di iniziare l'intervento chirurgico. Strumenti chirurgici sono tip-sterilizzati in perline caldi tra interventi (per un massimo di cinque interventi chirurgici). spugne chirurgiche e garze vengono sterilizzati in autoclave prima dell'uso. Durante l'intervento chirurgico, gli animali sono mantenuti su una coperta-circolazione di acqua mantenuta a 37 ° C.
    4. Somministrare buprenorfina (0,02 mg / kg; sc) immediatamente prima dell'intervento chirurgico. Inoltre, amministrare ketoprofene (5 mg / kg; sc) prima dell'intervento per fornire analgesia multimodale. Somministrare bupivacaina (5 mg / kg; sc) immediatamente prima dell'intervento di fornire un blocco di linea locale. Al momento la rasatura l'addome, applicare tamponi di clorexidina e il 70% di etanolo (tre volte ciascuno), seguite da iodio povidone per almeno 1 minuto alternata, e rimuovere con il 70% di etanolo (ogni volta con un alcool recente apertura wipe). Tampone della pelleè realizzato in modo concentrico iniziando al centro della linea di incisione e girando verso l'esterno (in modo da non contaminare l'area da "back / indietro" movimenti). Usare tamponi di garza sterile e scartare tra ogni applicazione. Questo processo viene ripetuto tre volte prima di iniziare la chirurgia animale. Mentre ritagliato e chirurgicamente strofinata, mantenere gli animali su un cono collegato ad un circuito anti reflusso Bain sotto circa il 1,5% della dose di isoflurano manutenzione. Regolare il livello isoflurano come richiesto per mantenere l'animale in un piano chirurgico di anestesia.
    5. Fare un lungo 5 cm incisione addominale mediana tagliando attraverso i muscoli e del peritoneo esponendo l'intestino.
    6. Ritrarre l'intestino (questo sarà esporre l'aorta discendente alla parete addominale posteriore), coprire l'intestino con garza sterile chirurgica inumidito con 2-3 ml di soluzione di Ringer e mantenere umido con Ringers supplementari con la frequenza necessaria per prevenire l'essiccamento dei tessuti attraverso la procedura .
    7. Blunt sezionare intorno all'aorta e separare l'aorta dalla vena cava inferiore utilizzando un spatole dell'iride.
    8. Luogo legature (8-0 suture monofilamento) intorno alle estremità rostrale e caudale dello strato più esterno avventiziale dell'aorta, proprio distale all'arteria renale.
    9. Sollevare la legature occludere brevemente il flusso sanguigno e la puntura dell'aorta a livello di 1-2 mm anteriormente alla biforcazione iliaca con un ago calibro 25 piegata a 90 ° sulla punta.
    10. Guida la punta del catetere del dispositivo di telemetria in aorta mediante un ago curvo 20 Gauge. Anticipo rostralmente per fare in modo che la punta è appena distale alle arterie renali
      1. Fissare utilizzando una piccola quantità di tessuto adesivo. Rimuovere le legature e garantire non c'è sangue occlusione del flusso a causa della colla catetere o tessuto.
    11. Fissare il corpo del dispositivo di telemetria nella parete addominale utilizzando 4-0 sutura seta. Utilizzare 4-0 Vicryl e 4-0 punti di sutura per chiudere la Prolene muscle e pelle, rispettivamente.
  2. Cura telemetria impianto post-chirurgica
    Nota: per i primi 14 giorni animali post-operatorie dovrebbero essere controllati almeno 3 volte al giorno, oltre a una dettagliata valutazione del monitoraggio una volta al giorno. Valutare gli animali in 7 categorie: peso corporeo, l'aspetto fisico (il dolore è valutata sulla base segni come un aumento della produzione di porfirina visto intorno agli occhi, il naso e le zampe anteriori, e segni smorfia del viso), il comportamento / attività, defecazione, la pelle (tra cui incurvando, piloerezione , la guarigione incisione e sieroma), l'idratazione e la respirazione.
    1. Nutrire gli animali con frutta, assortimento di cereali, morbido dieta sostituto di un pasto nutritivo, e di fornire acqua ad libitum, per 6 giorni dopo l'impianto del dispositivo di telemetria. Gli animali devono avere regolare chow roditore solido trattenuta per il primo post operatorio giorno. Iniettare animali con soluzione di Ringer lattato riscaldato (5 ml) per via sottocutanea per i primi 3 giorni dopo l'intervento e su aspettodei sintomi di disidratazione. Somministrare soluzione Ringers (5 ml), se necessario, sulla valutazione degli animali (segni di tenda pelle, orecchie pallide / mucose) durante la mattina e sera controlli.
    2. Somministrare enrofloxacin (10 mg / kg, sc) e ketoprofene (5 mg / kg, sc) una volta al giorno, per 3 giorni dopo l'intervento. Somministrare buprenorfina (0,02 mg / kg, sc) durante la mattina e la sera (cioè ogni 12 ore) per le seguenti 3 giorni dopo l'intervento. Una dose a metà giornata di buprenorfina (0,02 mg / kg, sc) può essere somministrato se si notano segni di dolore / disagio.
  3. Transezione completa del midollo spinale
    Nota: consentire agli animali di recuperare da un intervento chirurgico di impianto di telemetria per almeno 14 giorni prima della T3 intervento chirurgico completo transection.
    1. animali pre-trattare con enrofloxacina profilattico (10 mg / kg, sc) per tre giorni prima dell'intervento chirurgico SCI.
    2. Anaesthetize animali in una dose di induzione del 4% isoflurano come descritto in precedenza. Ulteriore,iniettare animali con ketamina cloridrato (70 mg / kg, ip) e dexmedetomidina cloridrato (0,5 mg / kg, ip).
      Nota: per interventi chirurgici transezione completi, la vasodilatazione causata da isoflurano molto spesso presenta problemi con emostasi una volta che il cavo viene sezionato. Questo problema può essere evitato utilizzando un cocktail di ketamina / dexmedetomidina. Gli animali devono essere anestetizzati per 20-25 minuti, e invertite utilizzando atipamezolo (1 mg / kg, sc) dopo l'intervento cavo sezione spinale.
    3. Pre-operatorio amministrare buprenorfina per via sottocutanea (0,02 mg / kg), e ketoprofene (5 mg / kg). Somministrare bupivacaina (5 mg / kg; sc) immediatamente prima dell'intervento di fornire un blocco di linea locale. Al momento la rasatura l'addome, le spazzole di clorexidina e il 70% di etanolo alternata (per tre volte ciascuno), seguita da povidone iodio dovrebbe essere applicato per almeno 1 minuto, e rimossi con il 70% di etanolo (ogni volta con un alcool recente apertura wipe). Spazzole devono essere realizzati in modo concentrico a partireal centro della linea di incisione e girando verso l'esterno (in modo da non contaminare l'area da "back / indietro" movimenti). Utilizzare garza sterile e scartare tra ogni applicazione. Ripetere il processo per tre volte prima di iniziare l'intervento chirurgico animale. Mentre tagliato e lavato chirurgicamente, tenere gli animali su un cono in circa dose di mantenimento di 1,5% di isoflurano (modificato come richiesto per mantenere piano chirurgico di anestesia). Per tutta la durata degli animali chirurgia sullla coperta-circolazione acqua mantenuta a 37 ° C.
    4. Effettuare una incisione dorsale linea mediana, 2 cm di lunghezza, nel muscolo superficiale sovrastante il C8-T3 vertebre.
    5. Blunt sezionare al fine di rivelare lo strato dura.
    6. Perforare lo strato dura con microscissors o con la punta di un ago calibro 25.
    7. Aprire la dura al gap intervertebrale T2-T3 ed eseguire una resezione completa utilizzando microscissors. Aprire le microscissors ma non abbastanza lateralmente per scoppiare arterie vertebralis e vene. In rapido movimento transetto del midollo spinale e la ricerca di una contrazione esagerato negli arti posteriori degli animali. Confermare una resezione completa mediante separazione visiva dei monconi del midollo spinale rostrale e caudale.
    8. Dopo la conferma, posizionare Gelfoam tra i ceppi di raggiungere l'emostasi. Applicare Gelfoam sufficiente per fermare l'emorragia e di separare i monconi del midollo spinale.
    9. Usa 4-0 Vicryl e 4-0 punti di sutura Prolene per chiudere il muscolo e pelle, rispettivamente. Dopo l'intervento chirurgico SCI, dare gli animali pre-riscaldato soluzione di Ringer lattato (5 ml, sc a 30 ° C) e permettere loro di recuperare in un ambiente a temperatura controllata.
  4. Spinal Cord Transezione cura post-chirurgica
    Nota: per i primi 14 giorni animali post-operatorie dovrebbero essere controllati 3 volte al giorno, oltre a una valutazione monitoraggio dettagliato una volta al giorno. Dopo 14 giorni di valutazione dettagliata di monitoraggio può essere ripetuto ogni due giorni. Valutare gli animali in 7 categoRies: peso corporeo, l'aspetto fisico (il dolore è valutata sulla base segni come porfirina e smorfia del viso), il comportamento / attività, defecazione, la pelle (tra cui incurvando, piloerezione, incisione guarigione e sieroma), l'idratazione e la respirazione. Per i primi 5-7 giorni vesciche devono essere controllati ed espresso almeno 3 volte al giorno.
    1. Nutrire gli animali con frutta, assortimento di cereali, nutrizionale sostituzione morbido pasto di dieta, e di fornire acqua ad libitum, per 8-14 giorni dopo l'intervento transection midollo spinale. Iniettare animali con soluzione riscaldata di Ringer lattato (5 ml) per via sottocutanea per i primi 3 giorni dopo l'intervento e su sintomi di disidratazione. Somministrare soluzione di Ringer (5 ml), se necessario, sulla valutazione degli animali durante i controlli.
      Nota: Dopo transection del midollo spinale, i ratti mostrano paralisi degli arti posteriori, e deambulare con flessione ed estensione degli arti anteriori, che è conservato in questo modello lesioni. I ratti non hanno sostegno del tronco e della coda. Per facilitareil loro movimento nella gabbia, una griglia di gomma deve essere posto sotto assestamento fiocchi d'avena. Questo permette ratti di afferrare la griglia con le zampe anteriori, e spostare facilmente nella gabbia di accedere al cibo e acqua. La biancheria deve essere cambiata ogni giorno. Al giorno 7 dopo resezione del midollo spinale, la biancheria da letto di avena dovrebbe essere sostituito da loro biancheria da letto originale trucioli di legno. La biancheria da letto fiocchi d'avena viene utilizzato da ratti trattati con buprenorfina in grado di sviluppare pica in cui mangiano biancheria da letto e questo può causare occlusioni esofagee. Fiocchi d'avena non è stato osservato occlusione assorbente dell'esofago con laminati avena.
    2. Somministrare enrofloxacin (10 mg / kg, sc) e ketoprofene (5 mg / kg, sc) una volta al giorno per 3 giorni dopo l'intervento. Somministrare buprenorfina (0,02 mg / kg, sc) durante la mattina e la sera (cioè ogni 12 ore) per le seguenti 3 giorni dopo l'intervento. Una dose a metà giornata di buprenorfina può essere somministrata se si notano segni di dolore / disagio.

2. telemetriaMonitoraggio dei parametri emodinamici

  1. Raccogliere beat-by-beat pressione arteriosa (ABP) e la temperatura interna del corpo ogni giorno per 24 ore, pre e post SCI. Campione la pressione arteriosa e la temperatura corporea a 1000 Hz in 24 blocchi hr utilizzando il dispositivo di telemetria.
  2. Collocare un SmartPad sotto la gabbia animale per la ricarica wireless del trasduttore e per la ricezione di segnali digitali telemetro dai trasduttori.
    Nota: La tensione di uscita viene successivamente trasferito ad un configuratore collegato a un computer, che organizza il flusso di dati da ciascun canale. La tensione viene convertita registrazioni della pressione sanguigna arteriosa e temperatura continui. Visualizza i dati campionati che utilizzano software di acquisizione dei dati, come ad esempio LabChart.
  3. Eliminare i dati di telemetria raccolti durante il monitoraggio degli animali, così come il 10 minuti immediatamente prima del monitoraggio e 10 minuti dopo il monitoraggio.

3. Valutazione della spontanea Incidze di Autonomic disreflessia (AD)

Nota: la frequenza, la gravità e la durata degli eventi ad spontanei sono stati valutati utilizzando un algoritmo sviluppato per il nostro romanzo dC Detection JAVA piattaforma software (Figura 4). Un nuovo algoritmo è stato sviluppato per rilevare automaticamente eventi AD spontanei basato su 24 registrazioni hr SBP e HR telemetria prima e dopo SCI utilizzando parametri di cui alla figura 2.

  1. Estrarre i valori SBP e HR da dati di telemetria grezzi su un periodo di interesse utilizzando software di acquisizione.
    Nota: il software di acquisizione rileva e determina il valore dei picchi SBP da registrazioni continue ABP. La frequenza cardiaca è estrapolata dalla determinazione della distanza di tempo tra i picchi SBP adiacenti.
  2. Carica un file CSV delle registrazioni di telemetria con intervallo Interbeat nella colonna A, i valori PAS nella colonna B, i valori MAP nella colonna C e l'ora del giornon colonna D (Figura 4A).
  3. Utilizzando il software (Figura 4B-D), specificare la relativa gamma HR fisiologico (cioè, R per intervallo R) per le registrazioni SBP tra i 180 bpm e 625 bpm. Specificare l'intervallo HR rilevanti sul software sotto i pannelli frequenza cardiaca minima e frequenza cardiaca massima.
  4. Creare una soglia per SBP e HR attraverso una finestra in movimento media di 240 sec. Indicare la lunghezza della finestra della soglia media mobile per l'analisi nel pannello Soglia AD Durata.
  5. Impostare una soglia trasposto SBP a 20 mmHg al di sopra della linea di base in movimento medio. Indicare il valore di trasposizione nel Moving Average soglia pannello Attuazione BP.
  6. Isolare cluster picco SBP che superano la soglia trasposto con un picco a picco intervallo di meno di 2 secondi e per una durata superiore a 10 sec. Specificare il picco di intervallo di picco utilizzando il interpicco Interval BP e il duIntervallo razione utilizzando i pannelli Peak cluster intervallo di ebollizione.
  7. gruppi di punta del Gruppo SBP che si trovano entro 120 secondi l'uno dall'altro.
    Nota: Rilevato potenziali eventi AD che si trovano entro 120 secondi l'uno dall'altro verrebbero raggruppati come un singolo evento. Specificare la durata massima consentita tra i cluster SBP consecutivi per differenziare gli eventi AD separato nel pannello dC Durata Soglia.
  8. Verificare se il gruppo di cluster picco SBP sono associati con un potenziale evento AD spontanea rilevare un abbassamento di HR di 40 bpm o maggiore.
    1. Media 10% dei valori HR upon insorgenza dell'evento potenziale (specificare la percentuale della frequenza cardiaca superiore cadere pannello media gamma). Media 75% dei valori della frequenza cardiaca dalla fine della manifestazione potenziale (specificare tale percentuale in basso frequenza cardiaca cadere pannello media gamma).
    2. Sottrarre la soglia inferiore della frequenza cardiaca dalla soglia frequenza cardiaca più elevata, al fine di garantire un corriding goccia di 40 bpm o superiore. Specificare la restrizione calo della frequenza cardiaca utilizzando il pannello di restrizione calo della frequenza cardiaca.
  9. Una volta che i pannelli sono stati riempiti, premere OK. Una rappresentazione grafica degli eventi AD rilevati sono presentati, che includono i picchi di SBP e dati HR associati (Figura 4C-D). Un'uscita file excel viene anche generato con la risposta pressoria (mmHg), la durata (sec), massima pressione sistolica (mmHg), HR minimo (bpm) e goccia HR (bpm) di ciascun evento AD rilevato.

4. colorettale distensione per suscitare intenzionalmente dC

Nota: La gravità di AD indotta può essere determinato attraverso distensione del colon-retto (CRD), uno stimolo clinicamente rilevante che imita l'intestino di routine 3,18,19.

  1. Verificare il palloncino di un catetere francese (dritto, 10 francesi, 3 ml, 35 cm, senza lattice) non perda gonfiando con 2 ml di aria.
  2. trattenere °e animale avvolgendo in un asciugamano e lasciare BP e HR per stabilizzare per una mezz'ora.
  3. Posizionare lubrificante sulla punta del catetere. Inserire un segno sul catetere con un pennarello indelebile, due centimetri dalla metà del palloncino. Il catetere viene inserito attraverso l'ano nel colon finché il contrassegno è appena visibile in apertura. Fissare il catetere alla coda con nastro chirurgico. Re-posto l'animale avvolto nella sua gabbia casa collocato sul ricevitore SmartPad corrispondenza del trasduttore impiantato dentro l'animale. Lasciare che BP dell'animale per normalizzare per 10 min.
  4. Dopo l'inserimento del catetere e il periodo di acclimatazione associato (cioè, 10 min), infondere il palloncino con 2 ml di aria oltre 10 sec, permettere BP e HR per stabilizzare. Mantenere distensione per 1 min. Assicurarsi che la punta del catetere rimane all'interno del retto. È importante non eccessivamente gonfiare il palloncino (cioè, 3 ml +) al fine di evitare la rottura del colon.
    Nota: distensione per una durata di 1 min &# 160; permette di tempo appropriato per lo sviluppo della risposta pressoria e l'barorecettoriale mediata goccia HR associato con un episodio indotto di AD. Inoltre, questo periodo 1 min fornisce anche un tempo sufficiente per la normalizzazione degli indici cardiovascolari.
  5. Ripetere distensione 3 volte alla prova, ripetere le prove al giorno con un intervallo minimo di 10 minuti tra le prove. Dopo la valutazione, rimuovere il catetere di Foley dall'animale.
  6. Media dei dati battito-per-battito oltre intervalli di 1 sec e segnalano l'aumento massimo della pressione arteriosa sistolica e la massima riduzione in HR su più prove.

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Risultati

Utilizzando telemetria, pressione arteriosa viene campionato ad una frequenza di 1000 Hz continuamente per 24 ore. Una registrazione illustrativi della pressione arteriosa (ABP) utilizzando LabChart è mostrato nella Figura 1B. Il campione è stato ABP monitorata da un sensore di pressione a stato solido inserita nell'aorta discendente. La piattaforma Java romanzo software di rilevamento AD è in grado di estrarre i picchi rilevanti SBP (mmHg) (Figura 1C). Possiamo anche estrarre l'...

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Discussione

Il protocollo descrive un'implementazione dettagliata di un software di rilevamento AD romanzo piattaforma JAVA quale sarà associata con un dispositivo di telemetria, per un'analisi approfondita a lungo termine di ABP in SCI-animali (Figura 1B). Questo è il primo software che consente la caratterizzazione di modelli ABP per rilevare eventi AD spontanei che si verificano sporadicamente per tutta la durata della giornata. Un modello animale T3 SCI ben caratterizzato possono illustrare la capacità ...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questa ricerca, se finanziato dal Canadian Institute of Health Research e la Heart and Stroke Foundation di BC e Yukon. Vorremmo riconoscere Mr. Rayshad Gopaul e il Dr. Shelly McErlane per il supporto tecnico e l'esperienza nella cura degli animali.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
11 ratti maschi Wistar -Hsd-WI (250-300g)Envigo (precedentemente Harlan Laboratories) 141
Lab Chart (PowerLab® Sistema di acquisizione dati)AD Instruments 
Telemetro di pressione Millar Inc.RP-TRM54P
ConfiguratoreMillar Inc.TR190
SmartPadMillar Inc.TR180
Isoflurano (Aerrano)Baxter Corp.DIN: 02225875
Enrofloxacina (Baytril)Bayer HealthcareDIN: 02169428
5-0 Suture di setaEthiconS182
4-0 Vicryl SubcuticularEthiconJ496G
Buprenorfina (Temgesic)Reckitt BenckiserDIN: 0281250
Bupivicaina cloridrato (marcaina 0,5%)Hospira Healthcare Corp.  DIN: 02305909
Ketoprofene (Anafen)MerialDIN: 02150999
Ketamina cloridrato (Vetalar)BionicheDIN: 01989529
Dexmedetomidina cloridrato (Domitor)PfizerDIN: 02333929
Soluzione di Ringer lattato Braun Medical Inc.DIN: 01931636
Gelfoam #12Pharmacia & Upjohn Company03603-14-1
MicroforbiciStrumenti per le scienze fini15003-008
Spatole per irideStrumenti per le scienze fini10094-13
10 Francese 35  cm Catetere di FoleyColoplast AA6110
Dietgel®  Clear H2O, Westbrook, ME76A
LabDiet Dieta per roditori 5001Purina Mills (PMI®)5001
Clorexadina (Hibitane)Wyeth Animal Health, Guelph, OntarioDIN 00245097
Atipamezolo cloridrato (Antisedan)Orion PharmaDIN: 02237744

Riferimenti

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