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Articolo metodologico

Quantificazione dei citosolico vs. vacuolare

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DOI:

10.3791/52960

⸱

28 luglio 2015

 , 
1Focal Area Infection Biology, Biozentrum, University of Basel

In questo articolo

Sommario

Descriviamo la quantificazione di Salmonella typhimurium citosolica e vacuolare nei macrofagi derivati dal midollo osseo utilizzando la permeabilizzazione differenziale della digitonina.

Abstract

Batteri patogeni intracellulari possono replicarsi nel citosol o in vacuoli-patogeni contenenti specializzati (PCV). Per raggiungere il citosol, batteri come Shigella flexneri e Francisella novicida devono indurre la rottura del phagosome. Al contrario, Salmonella typhimurium replica in un vano vacuolare, conosciuto come Salmonella vacuole -contenenti (SCV). Tuttavia alcuni mutanti di Salmonella non riescono a mantenere l'integrità SCV e sono quindi rilasciate nel citoplasma. La percentuale di citosolico contro batteri vacuolare a livello di singoli batteri può essere misurata permeabilizzazione differenziale, noto anche come test fagosoma protezione. L'approccio fa uso della proprietà di detersivo digitonina di legarsi selettivamente colesterolo. Poiché la membrana plasmatica contiene più colesterolo che altre membrane cellulari, digitonina può essere utilizzato per permeabilize selettivamente la membrana plasmatica lasciando membrane intracellulariintatto. In breve, dopo l'infezione con l'agente patogeno che esprimono una proteina marcatore fluorescente (es mCherry tra gli altri), la membrana plasmatica delle cellule ospiti è permeabilizzate con una breve incubazione in digitonina contenente tampone. Le cellule vengono quindi lavate ed incubate con un anticorpo primario (accoppiato ad un fluoroforo di scelta) diretto contro il batterio di scelta (ad esempio anti-Salmonella -FITC) e nuovamente lavati. Se si utilizzano i batteri non marcati, un passaggio aggiuntivo può essere fatto, in cui tutte le membrane vengono permeabilizzate e tutti i batteri colorate con un anticorpo corrispondente. Dopo la colorazione, la percentuale di vacuolari e citosolici batteri può essere quantificata mediante FACS o microscopia contando eventi singoli o doppi-positive. Qui forniamo dettagli sperimentali per l'uso di questa tecnica con il batterio Salmonella typhimurium. Il vantaggio di questo saggio è che, a differenza di altre analisi, fornisce una quantificazione del livello di singola bacteria, e se analizzata al microscopio fornisce il numero esatto di citosolico e batteri vacuolari in una data cellula.

Introduzione

Batteri patogeni intracellulari replicano direttamente nel citoplasma della cellula ospite, o in scomparti vacuolari specializzati 1. Durante la fase iniziale dell'infezione maggior patogeni vengono internalizzati mediante fagocitosi da cellule specializzate (come macrofagi) o promuovendo attivamente il proprio assorbimento nelle cellule non fagocitiche. Nelle cellule fagocitiche, phagosome normalmente fonde con lisosomi per formare un vano degradativa, dove vengono digeriti particelle fagocitati. Batteri citosolici specializzati, come ad esempio Francisella novicida o Shigella flexneri, fuga degrado phagosomal inducendo la rottura del phagosome e successivamente fuga nel 2,3 citoplasma. Ciò richiede meccanismo di virulenza associata come la Francisella patogenicità Island (FPI) o la Shigella flexneri T3SS, che inietta le proteine ​​effettrici che promuovono vacuolar rottura 2-4. Le caratteristiche citosol della cellula ospiteun numero di recettori pattern recognition conservati che normalmente riconoscono la presenza di agenti patogeni e inducono immunitaria innata segnalazione 5. Inoltre, xenophagy, una forma antimicrobica dell'autofagia può degradare batteri che entrano nel citosol. Batteri citosoliche sono normalmente ben adattati per smussare o aggirare queste risposte utilizzando diverse strategie. Ad esempio, Francisella modifica le sue LPS per non farsi riconoscere host e Shigella impedisce l'autofagia reclutamento utilizzando secrete proteine ​​effettrici 6,7.

Un'altra strategia per sfuggire degradazione lisosomiale è impiegato dal modello vacuolare patogeno Salmonella enterica sierotipo Typhimurium, di seguito la Salmonella typhimurium. Salmonella utilizza un T3SS per iniettare effettori che rimodellano phagosome iniziale in sua nicchia intracellulare, la Salmonella -contenenti vacuolo (SCV) 8,9. Manipolazione continua di percorsi di accoglienza ènecessaria per mantenere questo vacuolo attraverso l'assunzione di lipidi e altre sostanze nutritive per il vacuolo. In effetti, un mutante Sifa di Salmonella non riesce a mantenere la stabilità vacuolar, ed entra nel citoplasma delle cellule ospiti poche ore dopo l'infezione, che si traduce nell'attivazione di percorsi immunitario innato e l'autofagia reclutamento 8. Fuga vacuolare di Salmonella varia a seconda del tipo di cellula che gli studi e numerose relazioni hanno dimostrato che nelle cellule epiteliali anche WT Salmonella può sfuggire la SCV e hyperreplicate nel citosol 10. Recenti rapporti indicano che la diagnosi immunitario innato di patogeni vacuolari dipende anche dalla capacità di accoglienza di riconoscere e destabilizzare vacuoli da organismi patogeni che contiene (PCV) 11-14.

Dato che sia l'host o batteri genotipo possono influenzare la distribuzione dei batteri intracellulari tra vacuolare e compartimento citosolico, è necessario quantificare il numero di vacuolare vs.batteri citosolici. Poiché, in configurazioni più sperimentali cellule ospiti sono infettate con più di un batterio, e successivamente può ospitare diversi batteri in differenti compartimenti subcellulari, è necessaria una tecnica che consente la quantificazione del livello di singoli batteri. Permeabilizzazione differenziale (noto anche come test di protezione phagosomal) fornisce la presente risoluzione 2,4,10,12. Il saggio si basa sulla permeabilizzazione selettiva della membrana plasmatica della cellula ospite con la digitonina detersivo, che lascia membrane vacuolare intatta e consente così la colorazione selettiva di batteri citosolici con anticorpi. Qui forniamo due protocolli per la quantificazione dei citosolica e vacuolare Salmonella typhimurium con permeabilizzazione differenziale. Il principio di questo metodo è descritto nella Figura 1: di midollo osseo macrofagi derivati ​​(BMDMs) sono infettati con fase stazionaria mCherry esprimono Salmonella. Fase stazionaria Salmonella bisogno to essere utilizzato in quanto downregulate l'espressione della SPI-1 T3SS, la cui attività sarebbe altrimenti essere riconosciuto dal inflammasome NLRC4 e indurre la morte delle cellule rapido (pyroptosis) del BMDMs 15. Dopo l'infezione le cellule sono lavate e trattati con 50 ug / ml di digitonina per 1 minuto. Le cellule vengono nuovamente lavati immediatamente e incubate con anticorpi anti-Salmonella accoppiati a FITC marcare batteri con accesso al citosol. Dopo un ulteriore lavaggio cellule passo vengono lisate e la percentuale di batteri mCherry + (vacuolare) e FITC + / + mCherry (citosolica) è determinata da FACS. Riportiamo anche un adattamento di questo metodo che può essere utilizzato se non ceppi proteine ​​esprimono fluorescenti sono disponibili (Figura 2). I passaggi aggiuntivi vengono introdotte dopo l'etichettatura FITC in cui le cellule sono fissi e completamente permeabilizzate. Successivamente tutti i batteri sono macchiati con anticorpi anti-Salmonella e anticorpi secondari corrispondenti. Detezione viene poi eseguita al microscopio invece di analisi FACS.

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Protocollo

1. Digitonin Assay con mCherry esprimono Salmonella (FACS-based Analysis)

  1. Batteri Preparazione
    Nota: Salmonella wild-type SL1344 (streptomicina resistente) che esprime mCherry da un plasmide (pFPV codifica mCherry sotto il promotore RPSM) viene utilizzato in questo test. Fagocitosi batterica e la proliferazione in cui non alterata dalla espressione costitutiva di mCherry (dati non riportati) 16.
    1. Inoculare il ceppo 1 giorno prima della infezione in 3 ml di terreno LB addizionato con streptomicina (90 mg / ml) e ampicillina (100 ug / ml, mCherry esprimendo vettore) in un agitatore a 37 ° CO / N.
  2. Placcatura cellule per l'infezione.
    1. Seed wild-type BMDMs in un piatto ben 24 con una densità di 1,25 x 10 5 cellule / pozzetto in 1 ml di terreno macrofagi primaria (DMEM supplementato con 10% di siero fetale bovino (FCS, inattivato al calore, 56 ° C, 30 min ), 1% HEPES, 1% di aminoacidi non essenziali (NEAA), 1% di L-glutammina e il 10% L929 surnatante (medium condizionato da macrofagi fattore stimolante le colonie (M-CSF) che producono cellule L929). Pozzi seme secondo la tabella 1 per tenere conto di condizioni individuali. Aggiungere coprioggetto ai pozzetti utilizzati come controlli (Tabella 1).
    2. Incubare le cellule durante la notte in un incubatore a 37 ° C e 5% CO 2.
Permeabilization Colorazione
Vetrino di vetro Salmonella Digitonin Saponina anti-Salmonella anti-calnexina anti-PDI
A1 (campione) - / + * + + +
A2 (campione) - / + * + + +
A3 (campione) - / + * + + +
A4 (nessun controllo permeabilizzazione) - / + * + +
A5 (controllo completo permeabilizzazione) - / + * + + +
B1 (colorate per calnexina) + +
B2 (colorate per calnexina) + + +
B3 (colorate per calnexina) + + +
C1 (macchiatoper PDI) + +
C2 (colorate per PDI) + + +
C3 (colorate per PDI) + + +

Tabella 1: schema di placcatura per midollo osseo macrofagi derivati ​​(BMDMs) in un formato a 24 pozzetti per la successiva infezione da Salmonella, permeabilizzazione, e la colorazione * A seconda se protocollo 1 o il protocollo 2 è fatto..

  1. Preparare i batteri per l'infezione.
    1. Il giorno successivo, determinare la concentrazione di Salmonella nella cultura overnight diluendo cultura 1:10 in PBS e misurando la OD 600 contro un unico controllo PBS. Questo assicura che la OD 600 è misurata nella lgamma inear dello spettrofotometro.
    2. Calcolare la concentrazione di Salmonella per ml. Un OD600 di 1 corrisponde a 1 x 10 9 batteri.
    3. Diluire i batteri in media macrofagi per raggiungere una concentrazione di Salmonella 1,25 x 10 6 cellule / ml.
  2. L'infezione di cellule con Salmonella.
    1. Rimuovere media da BMDMs. Aggiungere 1 ml di terreno macrofagi di pozzetti di controllo non infetti (B1-B3, C1-C3). Aggiungere 1 ml di sospensione Salmonella nei pozzetti A1 - A5 per raggiungere una molteplicità di infezione (moi) di 10 batteri per cellula.
    2. Centrifugare la piastra per 15 min a 300 xg a 37 ° C per sincronizzare l'infezione. Trasferire la lastra in un incubatore a 37 ° C e 5% CO 2.
  3. Uccidere Salmonella extracellulare con Gentamicina.
    1. A 1 ora dopo l'infezione, rimuovere la piastra da incubatore e aggiungere 0,1 ml di terreno macrofagi contenenti 0,1 mg / ml Gentamicinaper uccidere i batteri extracellulari. Aggiungere gentamicina a tutti i pozzetti, anche ai controlli non infetti, per garantire che tutte le cellule sono trattate nello stesso modo. Trasferire la lastra in un incubatore a 37 ° C e 5% CO 2.
  4. Lavare le cellule.
    1. A 2 ore dopo l'infezione, rimuovere piatto da incubatore e lavare tutti i pozzetti 2x con 1 ml di DMEM pianura (pre-riscaldato a 37 ° C) e sostituirlo con media macrofagi (pre-riscaldato a 37 ° C), contenente 10 mg / ml   Gentamycin per prevenire la crescita di tutte le rimanenti batteri extracellulari. Trasferire la lastra in un incubatore a 37 ° C e 5% CO 2.
  5. Preparazione tamponi freschi con detergenti e anticorpi.
    1. Poco prima del punto di tempo desiderato di analisi, preparare una soluzione madre fresco digitonina a 1 mg / ml in KHM Buffer (acetato di potassio 110 mM, HEPES 20 mM, MgCl 2 2 mM, pH 7,3). Filtrare il brodo e diluire in KHM tampone a una concentrazione di lavorodi 50 mg / ml di digitonina. Inoltre, preparare una soluzione di 0,1% in saponina KHM Buffer, anti-anticorpo Salmonella accoppiato al FITC (CSA-1-FITC) a 1/500, anti-calnexin a 1/100 o anti-PDI a 1/100 in KHM Buffer integrato con 3% BSA.
  6. Permeabilizzazione cellulare.
    1. Rimuovere la piastra da incubatore e lavare i pozzetti 3x con 0,5 ml di KHM Buffer (pre-riscaldato a 37 ° C). Rimuovere KHM Buffer e aggiungere 0,25 ml pianura KHM tampone ai pozzetti A4 e B1 / C1, KHM tampone con digitonina nei pozzetti A1 - A3 e B2 / C2 o KHM tampone con saponina di pozzi A5 e B3 / C3 (secondo la tabella 1). Incubare per esattamente 1 minuti a temperatura ambiente e immediatamente lavare tutti i pozzetti 3x con 0,5 ml di KHM Buffer (pre-riscaldato a 37 ° C).
  7. Colorazione anticorpo primario.
    1. Rimuovere il tampone KHM e aggiungere le soluzioni di anticorpo primario (capra anti- Salmonella -FITC, 250 microlitri / bene, 0.1 mg / ml) per i pozzetti (Figura 1 , Tabella 1). Incubare la piastra per 15 minuti in un incubatore a 37 ° C e 5% CO 2.
    2. Lavare le cellule 1x con 1 ml di PBS.
  8. Cellule infettate (pozzi A1 - A5): analisi FACS
    1. Lavare le cellule 3x con PBS e aggiungere 0,5 ml di ghiacciata PBS contenente 0,1% Triton. Trasferire in una provetta 5 ml FACS con tappo colino cella per rompere aggregati di cellule. I campioni in ghiaccio.
    2. Analizzare i campioni di un FACS. Utilizzando i controlli completamente permeabilizzate, impostare la porta per i batteri totali basati su avanti e scatter laterale (FSC / SSC) in primo luogo, e il segnale mCherry (610 nm ± 20 nm filtro).
    3. Avanti, analizzare il segnale FITC nella popolazione batterica totale utilizzando i controlli permeabilizzate completamente permeabilizzate e non per impostare le porte per i batteri citosoliche (FITC +, mCherry +) e batteri vacuolari (FITC, mCherry +) (Figura 3).
    4. Con impostare le porte, analizzare i campioni e determinare la percentuale di rispetto citosolicobatteri vacuolari utilizzando il software FlowJo secondo il protocollo del produttore.
  9. Controlli permeabilizzazione non infette (pozzi B1 - B3, C1 - C3): microscopia
    1. Fissazione
      1. Rimuovere PBS e aggiungere 250 ml di PFA 4% in PBS. Incubare per 10 minuti a 37 ° C.
      2. Lavare i pozzetti 2x con 1 ml di PBS e aggiungere 250 ml di 0,1 M glicina in PBS per 10 minuti per placare il fissativo. Lavare i pozzetti 2x con 1 ml di PBS.
    2. Colorazione anticorpo secondario.
      1. Controlli permeabilizzazione colorare per 1 ora a RT con appropriati anticorpi secondari accoppiati a fluorofori in PBS integrato con 0,1% saponina e 3% BSA a cellule completamente permeabilize.
      2. Lavare coprioggetto 3x con 1 ml di PBS e montare le lamelle per analisi a mezzo di montaggio con DAPI (1,5 mg / ml).
    3. Analisi Microscopia.
      1. Analizzare i coprioggetti con i controlli a 63X di ingrandimento 40X o utilizzando un fluo confocaleMicroscopio rescence. Se la permeabilizzazione ha funzionato, non ci dovrebbe essere alcuna colorazione per le cellule non-permeabilizzate, calnexina colorazione per entrambe le celle digitonin- e saponina-permeabilizzate e PDI colorazione solo per le celle saponina permeabilizzate (Figura 4).

2. Digitonin Assay con Unlabeled Salmonella (Analisi basata Microscopia-)

  1. Preparazione batteri per O / N culture.
    1. Seminare senza etichetta Salmonella wild-type SL1344 (streptomicina resistente) 1 giorno prima della infezione in 3 ml di terreno LB addizionato con streptomicina (90 mg / ml) in un agitatore a 37 ° CO / N.
    2. Placcatura cellule per l'infezione.
      1. BMDMs seme in un piatto ben 24 contenente vetrini sterili ad una densità di 1,25 x 10 5 cellule / pozzetto in 1 ml di terreno macrofagi (DMEM integrato con il 10% di siero fetale bovino (FCS, de-integrato, 56 ° C,30 min), 1% HEPES, 1% acidi L-non-essenziale amino (NEAA), 1% L-glutammina e il 10% L929 surnatante). Pozzi seme secondo la tabella 1 per tenere conto di condizioni individuali.
      2. Incubare le cellule O / N in un incubatore a 37 ° C e 5% CO 2.
    3. Preparare i batteri per l'infezione.
      1. Il giorno dopo, a determinare la concentrazione di Salmonella nella / cultura O N diluendo la cultura 1:10 in PBS e misurando l'OD 600 nei confronti di un solo controllo PBS. Questo assicura che la OD 600 è misurato nel range lineare dello spettrofotometro.
      2. Determinare la concentrazione di Salmonella per millilitro. Un OD 600 di 1 corrisponde a 1 x 10 9 batteri.
      3. Diluire i batteri in media macrofagi per raggiungere una concentrazione di Salmonella 1,25 x 10 6 cellule / ml.
    4. L'infezione di cellule con Salmonella.
      1. Rimuovere media da tutti i pozzetti. Aggiungere 1 ml di terreno macrofagi pianura di pozzetti di controllo non infetti (B1 - B3, C1 - C3). Aggiungere 1 ml di sospensione Salmonella nei pozzetti A1 - A5 per raggiungere una molteplicità di infezione (moi) di 10 batteri per cellula.
      2. Centrifugare la piastra per 15 min a 300 xg a 37 ° C per sincronizzare l'infezione. Trasferire la lastra in un incubatore a 37 ° C e 5% CO 2.
    5. Uccidere Salmonella extracellulare con Gentamicina.
      1. A 1 ora dopo l'infezione, rimuovere la piastra da incubatore e aggiungere 0,1 ml di terreno macrofagi contenenti 1 mg / ml di gentamicina per uccidere i batteri extracellulari tutti i pozzetti. Trasferire la lastra in un incubatore a 37 ° C e 5% CO 2.
    6. Lavare le cellule.
      1. A 2 ore dopo l'infezione, rimuovere la piastra da incubatore e lavare i pozzetti 3x con 1 ml di mezzo fresco macrofagi contenente 10 mg / ml Gentamycin evitarela crescita di tutte le rimanenti batteri extracellulari. Trasferire la lastra in un incubatore a 37 ° C e 5% CO 2.
    7. Preparazione tamponi freschi con detergenti e anticorpi.
      1. Poco prima del punto di tempo desiderato di analisi, preparare una soluzione madre fresco digitonina a 1 mg / ml in KHM Buffer (acetato di potassio 110 mM, HEPES 20 mM, MgCl 2 2 mM, pH 7,3). Filtrare il brodo e diluire in KHM tampone a una concentrazione di lavoro di 50 mg / ml di digitonina.
      2. Inoltre, preparare una soluzione di 0,1% in saponina KHM Buffer, anti- Salmonella -FITC (CSA-1, 0,1 mg / ml), anti-calnexin a 1/100 o anti-PDI a 1/100 in KHM Buffer integrato con 3% di BSA (vedi tabella materiali per la concentrazione di anticorpi).
    8. Permeabilizzazione cellulare.
      1. Rimuovere la piastra da incubatore e lavare i pozzetti 3x con 0,5 ml di KHM Buffer (pre-riscaldato a 37 ° C). Rimuovere KHM Buffer e aggiungere 0,25 ml pianura KHM Bufferper pozzi A4 e B1 / C1, KHM Buffer con digitonina nei pozzetti A1 - A3 e B2 / C2 o KHM tampone con saponina di pozzi A5 e B3 / C3 (secondo la tabella 1). Incubare per esattamente 1 minuti a temperatura ambiente e immediatamente lavare tutti i pozzetti 3x con 0,5 ml di KHM Buffer (pre-riscaldato a 37 ° C).
    9. Colorazione anticorpo primario.
      1. Rimuovere il tampone KHM e aggiungere le soluzioni di anticorpo primario (capra anti- Salmonella CSA1-FITC, 250 microlitri / bene, 0.1 mg / ml) per i pozzetti (Figura 2, Tabella 1). Incubare la piastra per 15 minuti in un incubatore a 37 ° C e 5% CO 2. Lavare 3x con 1 ml di PBS.
    10. Fissazione.
      1. Rimuovere PBS e aggiungere 250 ml di PFA 4% in PBS. Incubare per 10 minuti a 37 ° C.
      2. Lavare i pozzetti 2x con 1 ml di PBS e aggiungere 250 ml di 0,1 M glicina in PBS per 10 minuti per placare il fissativo. Lavare i pozzetti 2x con 1 ml di PBS.
    11. TotaleSalmonella colorazione dei campioni infetti.
      1. Lavare 3x coprioggetto con PBS con 0,1% saponina / 3% BSA e incubare i campioni con un anticorpo anti-CSA1 (capra anti-CSA1, 0,1 mg / ml, topo anti-LPS funziona pure, 0,1 mg / ml) per 1 ora a RT in PBS con 0,1% saponina / 3% BSA.
      2. Lavare 3x in PBS con 0,1% saponina / 3% BSA. Incubare i campioni con un anticorpo anti-capra secondario accoppiato al fluoroforo di scelta in PBS con 0,1% saponina / 3% BSA per 30 minuti a RT al buio.
      3. Lavare coprioggetto 3x con 1 ml di PBS e montare le lamelle per analisi a mezzo di montaggio con DAPI (1,5 mg / ml).
    12. Analisi Microscopia.
      1. Acquisire dati con un microscopio confocale contando Salmonella citosolica (anti-Salmonella -FITC positivo) e totale Salmonella (doppia positivo) (Figura 5). Controlli permeabilizzazione dovrebbe mostrare: nessuna colorazione per le cellule non-permeabilizzate, calnexina scontenente per le cellule permeabilizzate con digitonina e PDI colorazione per le celle saponina permeabilizzate (Figura 4). Wells A4 e A5 serviranno controlli interni per la colorazione Salmonella.

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Risultati

Figura 1 e Figura 2 mostra gli schemi del test digitonina descritti nel protocollo 1 e 2 del protocollo che illustrano le fasi critiche del protocollo e dei risultati ottenuti. La figura 3 mostra tipici FACS risultati. I controlli positivi e negativi vengono utilizzati per impostare le porte per mCherry + / batteri FITC (vacuolar Salmonella) e mCherry + / FITC + batteri (citosolico Salmonella). Sulla base di queste porte la percentuale di batteri citosolici e vacuolari può...

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Discussione

Permeabilizzazione differenziale è un metodo facile e robusto per analizzare e quantificare la distribuzione subcellulare di batteri patogeni tra compartimenti vacuolari e citoplasma. Lo stesso test è stato utilizzato con successo con batteri come Francisella novicida 2,4 e Shigella flexneri 12. Tuttavia, dal momento che molti patogeni intracellulari alterare o modificare le strutture endomembrane ospitanti, la robustezza della permeabilizzazione digitonina dovrà essere determinat...

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Dichiarazioni

Non abbiamo nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Vorremmo riconoscere Mathias S. Dick, Roland F. Dreier e Sebastian Rühl per la discussione. Questo lavoro è stato supportato da un FNS Professorship PP00P3_139120 / 1 e Università di Basilea concessione progetto ID2153162 a PB

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
DigitoninSigmaD562850 μ g/ml
PFA mpbio219998380
HEPESLife Technologies15630
Acetato di potassioSigma791733
MgCl2SigmaM8266
BSASigmaA2153
anti-Salmonella CSA-1-FITCKPL01-91-99-MG1/500
anti-Salmonella CSA-1KPL02-91-99-MG1/500
anti-CalnexinEnzo LifesciencesSPA-860D1/100
anti-PDIEnzo LifesciencesSPA-8901/100
SaponinaSigma47036
Mezzo di montaggio VectashieldVectorlabsH-1200
Anticorpo Anti Coniglio-488Molecolare SondeA-110701/500
GlycineSigmaG8898
GentamicinLife Technologies15710-49100 μ g/ml e 10 μ g/ml
Triton X-100PromegaH5141
PBSGibco20012-019
DMEMSigmaD6429
NEAAAmimed5-13K00-H
LSM700 Microscopio confocale ImagingZeissfatto a 63X
FACS FortessaBD tecnologierilevamento mCherry 610 nm
TecnologieFACS Fortessarilevamento FITC 530 nm
BD

Riferimenti

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