Le tecniche tradizionali di fissazione della testa hanno utilizzato telai metallici attaccati al cranio come interfaccia per l'apparato di fissazione della testa. Questo protocollo dimostra una tecnica di fissazione della testa basata sullo stampaggio di resina acrilica senza cornice per compiti comportamentali nei roditori.
È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.
Articolo metodologico
Acrilico Resina Molding Based Testa tecnica di fissazione in Roditore
In questo articolo
Sommario
Abstract
La fissazione della testa è una tecnica per immobilizzare la testa dell'animale attaccando un palo sul cranio per un serraggio rigido. La fissazione tradizionale della testa richiede l'applicazione chirurgica di montature metalliche sul cranio. I telai attaccati vengono quindi fissati a una piattaforma fissa con conseguente immobilizzazione della testa. Tuttavia, i telai metallici per il fissaggio della testa sono stati tecnicamente difficili da progettare e implementare in un ambiente di laboratorio generale. In questo studio, forniamo un nuovo metodo di fissazione della testa. Utilizzando una barra di fissaggio della testa su misura, il montatesta viene costruito durante l'intervento di implantologia. Dopo l'applicazione della resina acrilica per il fissaggio di impianti come elettrodi e cannule sul cranio, sono state applicate ulteriori resine per creare uno stampo che corrisponda alla porta della barra di fissaggio. Il montatesta modellato funge da binari di guida, gli investigatori fissano comodamente la testa dell'animale inserendo il montatesta nella porta della barra di fissaggio. Questo metodo potrebbe essere facilmente applicabile se è necessario un intervento chirurgico di impianto con acrilici dentali e potrebbe essere utile per i laboratori che non possono fabbricare facilmente perni di testa in metallo lavorati a CNC.
Introduzione
Testa fissaggio o la testa di ritegno è una tecnica di immobilizzare testa dell'animale collegando un frame o piatto sul cranio per il bloccaggio rigido. La tecnica è stata adottata per una precisa stimolazione sensoriale, rilevamento comportamentale con o senza registrazione neurali in animali svegli 1-3 e per l'etichettatura juxtacellular durante il ciclo sonno-veglia 4. E 'utilizzato anche per l'imaging in vivo cerebrale 5,6. Ora tecnica di fissazione testa è uno strumento comunemente usato nel campo delle neuroscienze e ricerca comportamentale.
In sostanza, la fissazione testa tradizionale richiede attacco chirurgico di metallo testa-messaggi su parte superiore del cranio 6-8. Gli allegati vengono poi fissate ad una piattaforma fissa, con conseguente immobilizzazione della testa. Ricerca neurofisiologica in animali svegli, come neurale e / o la registrazione ottica, intervento circuiti cerebrali, imaging cerebrale è accompagnata da un intervento chirurgico di impianto utilizzando resine dentali. Dunque,sembra un compito semplice da implementare la fissazione testa nei laboratori quando è necessario sperimentalmente. I telai devono essere progettati per essere leggero e abbastanza piccolo da non disturbare il comportamento naturale dell'animale nelle loro gabbie a casa. Inoltre fornisce rigidità meccanica quando ancorata al piattaforma fissa. Ha inoltre biocompatibilità seconda fini sperimentali. Pertanto, è tecnicamente difficile progettare e fabbricare tali testa-messaggi in apparecchiature da laboratorio.
In questo studio, un metodo di fissaggio testa romanzo è descritto, fornendo rigidità meccanica attraverso conveniente serraggio senza usare metallo testa-messaggi. Usando il metodo di fissazione testa potrebbe essere fatto in condizioni di laboratorio generali, in cui la chirurgia di impianto è di solito eseguita nei roditori per lo studio del cervello. Gli head-perni in metallo vengono sostituiti con cemento resina acrilica stampata parzialmente da una barra di fissaggio testa su misura e il processo di stampaggio viene fatto durante implanchirurgia zione. La barra di fissaggio offre elevata compatibilità spaziale con altri impianti, quali sonde di registrazione neurali, elettrodi di stimolazione. Inoltre semplifica fasi di serraggio dell'animale sulla piattaforma fissaggio rimuovendo vite di fissaggio. Abbiamo usato questo metodo nel precedente studio comportamentale e abbiamo concluso che questo metodo è facile da implementare e conveniente in sperimentazione pratica 9.
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Protocollo
Etica Dichiarazione:
Questo esperimento è stato approvato dalla Institutional Animal Care and Use Committee Kyungpook National University, ed è stata effettuata in base alla Guida per la cura e l'uso di animali da laboratorio (Istituto Superiore di Sanità, 1996). Dopo esperimento, gli animali sono stati sacrificati sotto l'anidride carbonica l'eutanasia.
1. Progettazione del capo fissazione Bar per topi
NOTA: Questo passaggio è un orientamento generale per un design bar fissazione. Qualsiasi modifica della dimensione e materiale è possibile a seconda animali o impianti. Progettare un bar testa fissazione utilizzando il software CAD è consigliato ma non necessario.
- Utilizzare il software CAD per la progettazione di un bar fissazione.
- Progettare una barra di fissaggio di forma rettangolare (123 × 35 × 6 mm) (Figura 1A). Realizzare un intaglio rettangolare (16 × 20 mm; porta) al centro della barra di fissaggio. Aggiungere pendii o rientranze which servire come una rotaia guida ai confini del porto (Figura 1A-a, Figura 1B -arrows).
NOTA: Assicurarsi che la zona del porto copre il rettangolo previsto per il cranio di topo sopra il cervello per consentire accessi verticali utilizzando un manipolatore stereotassico alla maggior parte delle aree del cervello attraverso una craniotomia. - Montare le piastre (50 × 20 × 6 mm) con due fori di fissaggio allungati su entrambi i lati della barra fissaggio. Assicurarsi che questi fori passano viti 6 mm di diametro (Figura 1A-d). Effettuare un foro del diametro di 3 mm di fronte alla porta per un gancio di chiusura (Figura 1A-b).
- Fare una scatola con un piano (135 × 305 mm) e pareti laterali (305 × 76 mm). Praticare due fori del diametro di 6 mm, come mostrato in Figura 1A (nel riquadro). Aggiungere muri di sostegno sulla barra di fissaggio (Figura 1A-e).
- Progettare una barra di fissaggio di forma rettangolare (123 × 35 × 6 mm) (Figura 1A). Realizzare un intaglio rettangolare (16 × 20 mm; porta) al centro della barra di fissaggio. Aggiungere pendii o rientranze which servire come una rotaia guida ai confini del porto (Figura 1A-a, Figura 1B -arrows).
- Fabbricazione il bar progettato e box e assemblare ogni di loro usando cianoacrilato comemostrato nella Figura 1A (inserto). Montare la barra sulla scatola con viti di 6 mm di diametro. Applicare pista regolando la posizione della vite della barra per il fissaggio della testa ergonomico (Figura 1A-riquadro).
NOTA: Per i topi, la dimensione della barra di fissaggio 60 × 20 × 4 mm (costituito da due strati di 2 mm di spessore) pannelli acrilici. La porta è quadrato di 8 mm di larghezza (superiore) e 9 x 10 mm (inferiore) come mostrato nella Figura 1C. Piastre di ancoraggio sono le stesse dimensioni dei ratti '. Le pareti della piastra scatola e laterali sono 100 × 72 millimetri e 100 × 50 mm, rispettivamente.
2. Testa Mounter costruzione durante l'impianto Chirurgia
ATTENZIONE: Siate cauti quando si tratta di resina acrilica dentale. Il liquido può causare irritazione alla pelle. Indossare una maschera e indossare i guanti. Lavorare in un ambiente ben ventilato.
- Preparazione prima dell'intervento chirurgico
- Strettamente avvolgere il bordo del porto della barra di fissaggio con appellicola araffin per impedire l'adesione della resina acrilica applicata alla barra (vedi Figura 1B e Figura 2A). Coat confine del porto coperta dal film paraffina con uno strato sottile di resina acrilica.
- Utilizzare strumenti chirurgici sterilizzati. Disinfettare accuratamente telaio stereotassico e il suo territorio con il 70% di alcol etilico.
- Eseguire un intervento chirurgico di impianto stereotassica
- Anestetizzare un animale mediante iniezione intraperitoneale di una miscela cocktail (2 ml / kg) di ketamina 10 ml (50 mg / ml), xilazina cloridrato 1,5 ml (23,32 mg / ml), e soluzione salina 2,5 ml. Verificare che l'animale completamente anestetizzato e non risponde a coda e punta pizzica. Iniettare cocktail miscela di 1 ml / kg durante chirurgia quando necessario.
- Fissare l'animale al apparato stereotassico. Applicare pomata oftalmica sugli occhi per prevenire la disidratazione durante l'intervento chirurgico. Shave e pulire il cuoio capelluto con il 70% di etanolo. Dare iniezione sottocutanea di lidocaina al 2% e incidere la scalp lungo la linea mediana del cranio. Completamente raschiare periostio. Risciacquare con saline diverse volte.
- Rendere bava foratura vicino al bordo del cranio. Viti d'impianto 4-5 giri (fino a 1 mm di profondità) dalla superficie del cranio per evitare una violazione della dura madre. Assicurarsi che nessuna perdita di liquor e sangue sulla superficie del cranio dopo vite impianto. Sciacquare con soluzione salina e asciugare la superficie del cranio con aria-soffio, soprattutto intorno alle viti.
- Cappotto superficie del cranio con un sottile strato di "adesivo dentale (Super-Bond C & B)". Non coprire interamente la superficie del cranio, compresi il bregma se aggiuntivo l'impianto degli elettrodi è in programma. Utilizzare il bregma per la marcatura coordinate craniotomia. Elettrodi e / o microdrive implantari e fissarlo sul cranio applicando resina acrilica intorno ad esso.
- Applicare ulteriore resina acrilica sopra il cemento dentale. Utilizzare adeguate quantità di resina acrilica di lasciare sufficiente spazio fill-out tra bar rivestito in resina di und resina montaggio iniziale quando fissarsi le viti e / o elettrodi (Figura 2A).
- Place Bar testa fissazione 5 mm o più al di sopra della superficie del cranio ed allineare il centro (Figura 2A -Sinistra).
- Applicare resina acrilica nella fessura tra la base del cranio e resine montaggio iniziale. (Figura 2A -Center). Attendere che la resina diventare difficile.
- Rimuovere orecchio-bar e tirare il montatore modellata dalla porta barra di fissaggio. (Figura 2A -Right). Applicare con cura supplementare resina acrilica intorno alle rotaie di bordo del montatore stampato, se necessario.
- Lavare la superficie della ferita del cuoio capelluto con soluzione fisiologica sterile. Iniettare un antibiotico (enrofloxacina, 5 mg / kg sc) e (tartrato butorfanolo, 2 mg / kg sc) analgesico immediatamente dopo la chirurgia. Ospitare l'animale individualmente in un'unica gabbia.
3. abituare Animali da Head-fissaggio
Nota: Questo passaggio describi orari assuefazione basate su valutazioni empiricamente successo degli autori. Per una panoramica di procedura di assuefazione per la testa-fissazione, vedere 11 opere di 10 Schwartz o di Guo.
- Dare sufficiente periodo di convalescenza (una settimana o più) per gli animali. Il giorno 1, Maniglia animali spesso in brevi sessioni divise.
- Il giorno successivo (giorno 2), esporre l'animale per l'ambiente di fissazione (box). Non inserire il montatore testa nella porta della barra di fissaggio. Lasciare gli animali di abituarsi all'ambiente. Trovare e afferrare il montatore testa con la mano per 1-2 secondi e rilasciarlo immediatamente. Ripetere la fissazione a breve termine a mano-grab più volte.
- Il giorno 3, abituare gli animali a testa fissazione.
- Portare gli animali dalle gabbie casa e li stabilirsi nella casella di dirigere le teste verso il porto della barra di fissaggio. Afferra il montatore testa e inserirlo nella porta della barra di fissaggio.
- Associare il montatore (animale ditesta) al gancio di bloccaggio della barra di fissaggio usando un elastico. Stare in piedi per 5 minuti.
NOTA: Non toccare il tronco o la coda dell'animale dopo la fissazione, che porta l'animale a squittire e lottare aumentando lo stress dell'animale. Quando l'animale continua lotta più di 1 minuto, rilasciarlo e riprovare più tardi. Da questo punto, gli animali mostrano urine e feci l'escrezione quando esposto a testa la fissazione, ma questo a poco a poco si riduce come procede assuefazione. - Recuperare l'elastico di bloccaggio ed espellere il montatore dalla porta. Mettere gli animali torna alla gabbia a casa e di fornire un pezzo di cereali o di un seme di girasole nella gabbia di casa come ricompensa. Il processo successivo inizia in 30 min. Ripetere da 3.4.1 a 3.4.4 cinque o più in un giorno.
- Il giorno 4 a 7, esporre l'animale a testa fissaggio come descritto nel protocollo 3.4. Aumentare gradualmente la durata di fissaggio testa (10 min, 20 min, 30 min e 50 min come procede assuefazione).
NOTA: Se gli animali non fannot carica il premio cibo, può essere un segno di un alto livello di stress. Non aumentare il tempo di fissazione. Se gli animali mostrano ripetuti lottando comportamento, li abituare per un periodo più lungo. - Controllare il peso corporeo dell'animale quotidiano. Considerare assuefazione infruttuoso quando il peso corporeo è in diminuzione. Procedere a compiti comportamentali con testa di fissaggio dopo assuefazione successo.
NOTA: Riuscito assuefazione facilita la successiva formazione comportamentale (Figura 3E e F).
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Risultati
Questo metodo di fissazione testa è applicabile sia ai ratti e topi. Totale otto ratti hanno ricevuto impianto bilaterale di stimolare elettrodi nel fascio proencefalo mediale. Per quattro di loro, elettrodi a filo di tungsteno personalizzati (Microdrive) sono stati ulteriormente impiantate nella zona forelimb M1 (Figura 2C). Per i topi (n = 2), quattro elettrodi a filo di acciaio inossidabile sono stati impiantati in aree corticali frontali / occipitali. Durante l'intervento, montatori di testa son...
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Discussione
Questo protocollo dimostra un metodo di fissazione della testa semplice e conveniente utilizzando materiali a portata di mano. Per una fissazione della testa fisicamente efficace, i primi passaggi critici durante l'intervento chirurgico sono sciacquare e asciugare chiaramente la superficie del cranio prima di applicare il cemento resinoso adesivo dentale. In secondo luogo, questo metodo non utilizza viti che si impiantano sotto i muscoli temporali e dipende solo dalle viti sul cranio, il loro impianto perpendicolare cont...
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Dichiarazioni
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Ringraziamenti
Questa ricerca è stata supportata dal Programma di Ricerca Scientifica di Base attraverso la NRF finanziata dal Ministero dell'Istruzione, della Scienza e della Tecnologia (2010-0022362) e (2012R1A2A2A02046812).
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| Resina acrilica dentale | Lang Dental Manufacturing | Ortho-Jet | per realizzare montatore stampato |
| Film di paraffina | Bemis | Parafilm | per prevenire l'adesione della resina acrilica alla barra |
| Adesivo dentale | Sun Medical | Super-Bond C& B | per l'incollaggio tra la resina acrilica e il teschio |
| Plexglass o altra lastra | acrilica per realizzare la barra di fissaggio e la piattaforma della scatola | ||
| Cianoacrilato | per incollare le lastre acriliche |
Riferimenti
- Mayrhofer, J. M., et al. Novel two-alternative forced choice paradigm for bilateral vibrotactile whisker frequency discrimination in head-fixed mice and rats. J Neurophysiol. 109, 273-284 (2013).
- Bryant, J. L., Roy, S., Heck, D. H. A technique for stereotaxic recordings of neuronal activity in awake, head-restrained mice. J Neurosci Methods. 178, 75-79 (2009).
- Ollerenshaw, D. R., et al. Detection of tactile inputs in the rat vibrissa pathway. J Neurophysiol. 108, 479-490 (2012).
- Lee, M. G., Manns, I. D., Alonso, A., Jones, B. E. Sleep-wake related discharge properties of basal forebrain neurons recorded with micropipettes in head-fixed rats. J Neurophysiol. 92, 1182-1198 (2004).
- Lutcke, H., et al. Optical recording of neuronal activity with a genetically-encoded calcium indicator in anesthetized and freely moving mice. Front Neural Circuits. 4, 9(2010).
- Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice. Neuron. 56, 43-57 (2007).
- Kimura, R., et al. Reinforcing operandum: rapid and reliable learning of skilled forelimb movements by head-fixed rodents. Journal of neurophysiology. 108, 1781-1792 (2012).
- Hadlock, T., Kowaleski, J., Mackinnon, S., Heaton, J. T. A novel method of head fixation for the study of rodent facial function. Experimental neurology. 205, 279-282 (2007).
- Roh, M., Jang, I. S., Lee, M. G. Push-in Head Restraining Apparatus for Intracranial Self Stimulation Tasks in Rats. Korean J Physiol Pharmacol. 18, 103-108 (2014).
- Schwarz, C., et al. The head-fixed behaving rat--procedures and pitfalls. Somatosensory & motor research. 27, 131-148 (2010).
- Guo, Z. V., et al. Procedures for Behavioral Experiments in Head-Fixed Mice. PLoS ONE. 9, (2014).
- Osborne, J. E., Dudman, J. T. RIVETS: a mechanical system for in vivo and in vitro electrophysiology and imaging. PLoS One. 9, e89007(2014).
Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.
Ristampe e permessi
