Articolo metodologico

Modellazione Encefalopatia di prematurità Utilizzando prenatale ipossia-ischemia con Lipopolisaccaride intra-amniotico in ratti

DOI:

10.3791/53196

⸱

20 novembre 2015

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1Department of Pediatrics, University of New Mexico, 2Department of Neurosciences, University of New Mexico, 3Department of Neurosurgery, Boston Children's Hospital, 4Department of Neurology, Harvard Medical School

In questo articolo

Sommario

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L'encefalopatia del prematuro comprende le anomalie del sistema nervoso centrale associate a lesioni da parto pretermine. Questo rapporto descrive un modello di ratto clinicamente rilevante di ipossia-ischemia sistemica transitoria in utero e somministrazione intra-amniotica di lipopolisaccaridi (LPS) che imita la corioamnionite e l'impatto correlato degli stimoli infettivi e della sottoperfusione placentare sullo sviluppo del SNC.

Abstract

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Encefalopatia di prematurità (EOP) è un termine che comprende il sistema nervoso centrale (SNC) anomalie associate alla nascita pretermine. Per migliori obiettivi anticipo traslazionali e scoprire nuove strategie terapeutiche per le lesioni del cervello associata alla nascita pretermine, modelli preclinici di EoP devono includere meccanismi simili di lesioni globale prenatale osservato negli esseri umani e coinvolgere più componenti del sistema materno-placentare-fetale. Idealmente, i modelli dovrebbero produrre un simile spettro di deficit funzionali nell'animale maturo e ricapitolare molteplici aspetti della fisiopatologia. Per simulare difetti umani sistemici placentari perfusione placentare, ipoperfusione e / o corioamnionite associate a infiammazione patogeno-indotta nei primi mesi del parto pretermine, abbiamo sviluppato un modello di prenatale transitorio sistemica ipossia-ischemia (TSHI) in combinazione con lipopolisaccaride intra-amniotico (LPS). In gravidanza ratti Sprague Dawley, TSHI via uterina occlusione dell'arteria on giorno embrionale 18 (E18) induce un difetto ipoperfusione placentare graduata associata con l'aumento danno del sistema nervoso centrale del feto. Se combinato con iniezioni intra-LPS amniotico, infiammazione placentare è aumentata e il danno del sistema nervoso centrale è aggravato con associati materia, andatura e di imaging anomalie bianchi. Prenatale TSHI e TSHI + LPS insulti prenatali incontrano molti dei criteri di un modello EoP compreso ricapitolando l'insulto intrauterina, causando la perdita di neuroni, oligodendrociti e degli assoni, la perdita di piastra e deficit funzionali in animali adulti che imitano quelli osservati nei bambini nati estremamente pretermine. Inoltre, questo modello consente la dissezione di infiammazione indotta da tipi di lesioni divergenti.

Introduzione

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Con oltre il 12% dei bambini nati negli Stati Uniti prima di 37 settimane di età gestazionale stimata 1, danno cerebrale perinatale (PBI) da prematurità è una causa importante di invalidità permanente. PBI da prematurità, encefalopatia anche chiamato di prematurità (EOP), colpisce tutto il sistema nervoso centrale (SNC). Lesioni del sistema nervoso centrale spesso inizia in utero, ed è aggravata da processi prenatali tra cui corionamnionite e le complicanze post-natali, quali ipossia e sepsi. PBI da insulti sistemici altera neurosviluppo e porta alla paralisi cerebrale, epilessia, ritardo cognitivo e numerosi disturbi neuropsichiatrici che interessano la regolazione emotiva, la memoria e la funzione esecutiva 1,2. Anche se sono stati fatti molti progressi, una comprensione limitata rimane di come le conseguenze cellulari e molecolari delle lesioni del sistema nervoso centrale da parto pretermine traducono alla moltitudine di sequele neurologiche nei bambini che sono nati pretermine. Questa mancanza di conoscenze posterioriERS diagnosi in tempo reale del sistema nervoso centrale la gravità delle lesioni e il dosaggio informato degli interventi emergenti. Inoltre, adeguate all'età strategie terapeutiche per questa popolazione di pazienti vulnerabili rimangono elusivi.

Infiammazione intrauterina è molto comune in estrema prematurità e coinvolge una cascata infiammatoria materno-fetale-placentare complesso 3. Infezione intrauterina è spesso subclinica. Risultati placentari specifiche coerenti con infiammazione acuta, o corionamnionite istologico, sono i principali determinanti della risposta infiammatoria fetale e sono coincidenti con lesioni cerebrali associati alla nascita pretermine 3-5. In effetti, la risposta infiammatoria fetale ha implicazioni cliniche distinte per i risultati a lungo termine da parto pretermine. I bambini che sono piccoli per l'età gestazionale (SGA) o che sperimentano infezione sono particolarmente vulnerabili alle deficit neurologico 3,4. Corionamnionite è una diagnosi patologica tipica dopo la nascita pretermine 6,7, e l'esame istologico rivela segni di infiammazione nel 70% dei bambini nati da placente molto pretermine 4. Inoltre, corionamnionite è associato a deterioramento cognitivo a due anni 8. La prova di ipoperfusione vascolare materno nella placenta dei bambini nati estremamente pretermine è anche associata a paralisi cerebrale durante l'infanzia 9. L'impatto sinergica di corionamnionite e difetti di perfusione placentare è ben illustrato dal notevolmente alto rischio di esiti neurologici anormali in questa popolazione di pazienti in due anni di 10,11 anni.

Per simulare difetti umani placentare perfusione sistemici e corionamnionite associati con l'infiammazione patogeno-indotta, abbiamo sviluppato un modello di prenatale transitorio sistemica ipossia-ischemia (TSHI) in combinazione con lipopolisaccaride intra-amniotico (LPS) nei ratti. Il nostro obiettivo era quello di adattare il nostro modello di TSHI solo nei ratti 12-16 per includere infiammazione intrauterina,per facilitare la modellazione preclinico di lesioni del sistema nervoso centrale associato a nascita pretermine. TSHI solo ha rivelato la perdita persistente di cellule lignaggio oligodendrogliali, neuroni corticali, aumento della morte cellulare, e elevati livelli di citochine pro-infiammatorie, con intervalli ischemici progressivi che portano a un modello graduato di lesioni compatibili con lesioni cerebrali prenatale 16. Le modifiche ai componenti ischemiche di questo modello hanno anche dimostrato deficit nella codifica della memoria, a breve e memoria a lungo termine e le alterazioni muscolo-scheletriche lievi nei ratti come 17-19 invecchiano. In effetti, abbiamo precedentemente dimostrato che la combinazione di TSHI + LPS ricapitola le caratteristiche fisiopatologiche della EoP, tra cui oligodendrociti e perdita neuronale, danno assonale, infiammazione cellulare e anomalie funzionali 20.

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Protocollo

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Cura istituzionale e Usa Comitati all'ospedale sia dei bambini di Boston e l'Università del New Mexico Health Sciences Center hanno approvato tutte le procedure sperimentali.

NOTA: Prima di iniziare la procedura, sigillo, sterilizzare in autoclave e tutti gli strumenti chirurgici e teli chirurgici. Inoltre, preparare i farmaci post-operatorie in fiale sterili, tra cui 0,125% bipivucaine e 0,1 mg / kg di buprenorfina. Preparare anche la soluzione lipopolisaccaride (LPS) sterilmente: 0,04 mg / ml (LPS 0111: B4) in soluzione fisiologica sterile contenente diluire colorante blu di Evan.

1. Anestesia

  1. Indurre anestesia in un giorno embrionale 18 (E18) Sprague Dawley incinta ratto con una miscela di 3% isoflurano bilanciato 70% di azoto e del 30% di ossigeno.
  2. Rimuovere ratto dalla camera di induzione e posizionare il supina ratto su chirurgica coperta acqua circolante drappeggiata a 37 ° C. Trasferimento anestesia a cono e ridurre isofluraLivello ne al 2%.
  3. Applicare delicatamente pomata oftalmica per ciascun occhio per evitare l'essiccazione della cornea. Durante la procedura di continuo monitoraggio della temperatura, frequenza respiratoria e la frequenza cardiaca dell'animale. Fisiologia materna dovrebbe rimanere stabile durante tutta la procedura.

2. chirurgico Prep e Scrub

  1. Utilizzando piccoli tagliatori animali rimuovere tutti i capelli nella regione addominale inferiore. Shave in un modello rettangolare con cura per evitare di intaccare i capezzoli o la generazione di eruzioni cutanee rasoio che può essere irritante per il futuro di cura di cuccioli nati vivi.
  2. Preparare la pelle addominale alternando applicazione di povidone-iodio e il 70% di etanolo scrub con tamponi di cotone sterili. Ripetere la macchia in modo che iodopovidone e il 70% di etanolo sono ciascuno applicato 3x in modo alterno. Lasciate asciugare.
  3. Confermare profondità dell'anestesia via dell'assenza di convergenza pizzico reflex. In assenza di riflessi e stimoli al dolore, ridurre il livello di isoflurano al 1%.
  4. Usando i tovaglioli chirurgici sterili,drappeggio l'animale. Fare attenzione a posizionare le tende in un angolo appropriato tale da massimizzare la quantità di liquido di irrigazione che assorbono pur non ostacolare il flusso di sangue per le corna uterine.

3. addominale laparotomia

  1. Usando un bisturi fare una incisione mediana 3 cm nella pelle addominale preparato. Senza mezzi termini sezionare lo strato di pelle dalla fascia addominale con le forbici. Utilizzando pinze e forbici chirurgiche, elevare lo strato fasciale addominale ed effettuare una incisione della linea alba avascolare per accedere alla cavità peritoneale.
  2. Posizionare garza all'esterno dell'incisione e bagnare con soluzione fisiologica sterile. Utilizzando pinze smussato e pressione esterna sull'addome, rimuovere delicatamente le corna uterine dalla cavità peritoneale e disporre sulla garza inumidita.
  3. Evitare accuratamente entanglement e il contatto con gli intestini. Disporre feti con pinze contattando solo il tessuto muscolare in tra i singoli sacchi amniotici.Esporre e isolare i 4 arterie uterine utilizzando smussa.
    NOTA: Si deve prestare attenzione a sezionare le arterie uterine. Tessuto circostante e dei vasi stessi sono estremamente delicati. Danni ai vasi materni può causare sanguinamento, e nei casi più gravi, morte fetale e materna.

4. Posizionamento di clip per aneurisma

  1. Posizionare un G clip di topo 30 aneurisma dell'arteria uterina ogni. Garantire la cessazione del flusso di sangue, tra cui prossimali e distali impulsi, e oscuramento dei vasi uterini tra cui singole placente. Coprire le corna a vista e tutto il campo chirurgico con garza ed irrigare con soluzione salina sterile. Fare attenzione a mantenere il campo umido con irrigazione circa ogni 10 min.
  2. Dopo 60 minuti, rimuovere la garza e irrigare il campo. Assicurarsi che le corna uterine e le navi sono adeguatamente inumidite per la rimozione della clip di successo. Rimuovere delicatamente ogni clip aneurisma con pinze. Fare attenzione a non causare traumi alla nave, e maintl'integrità dei tessuti ain durante la rimozione.
  3. Lavare bene le corna uterine e campo, avendo cura di rimuovere eventuali discussioni randagi di garza dalle sacche amniotiche.

5. Iniezione di Lipopolisaccaride per Amniotic Sacs

  1. Alla base di ogni singolo sacco amniotico, solo anteriore alla piastra placentare, iniettare 100 ml di LPS (4 mg / sac) con colorante blu diluito di Evan per il liquido amniotico. Utilizzare pinze smussato per stabilizzare e ruotare ogni sacco amniotico per una posizione ottimale per l'iniezione. Colorante blu di Evan è Diluire un mezzo di contrasto che è utile per confermare il corretto posizionamento siringa e l'iniezione.
    NOTA: Usare solo un ultra-sottile siringa da 0,3 ml di insulina con annesso 8 millimetri 31 ago G per le iniezioni intra-amniotico. Usando aghi calibro maggiore comporterà la perdita del liquido amniotico cronica, morte fetale e il riassorbimento della gravidanza. Piccole quantità di perdite di liquido amniotico dopo l'estrazione della siringa può essere mitigated dalla pressione diretta al sacco amniotico. Alcuni feti di ratto possono tollerare un certo grado di oligoidramnios. Tuttavia, la perdita di liquido amniotico acuta da puntura con i grandi aghi calibro, o puntura accidentale con conseguente perdita di fluido cronico, si traduce in perdita fetale e nei casi più gravi, la perdita di gravidanze vicini.
  2. Irrigare il uterino corna 3x con soluzione salina sterile.

6. Chiusura della laparotomia

  1. Utilizzando pinze, tornare attentamente le corna uterine alla cavità peritoneale. Garantire un adeguato spazio tra le sacche amniotiche e l'incisione mediana, nuovamente ravvicinare le bordi del livello muscolofasciale utilizzando una esecuzione di sutura 3-0 seta. Essere consapevoli del posizionamento dei sacchi amniotici durante la chiusura l'incisione muscolo. Fare attenzione a non a suturare dentro o attraverso un sac.
  2. Re-approssimare lo strato di pelle, usando una sutura 3-0 esecuzione seta, chiudendo lo strato di pelle.
    NOTA: La laparotomia deve essere chiuso in due strati di sutura continua per consentireper la pelle e l'espansione muscolare con l'aumentare della gestazione. Suture continue consentono di tensione ferita uniformemente distribuito. Punti staccati sono meno desiderati come più nodi sono irritanti e possono essere facilmente masticati dal topo in recupero da anestesia. Punti chirurgici non sono desiderati. Code dei nodi chirurgici devono essere tagliati molto corti (<3 mm).
  3. Iniettare 1 ml di 0,125% bupivacaina per via sottocutanea bordi intorno ferita con un ago 26 G. Somministrare una dose di 0,1 mg / kg per via sottocutanea alla buprenorfina nuca.
  4. Spegnere isoflurano e asciugamano ratto asciutto, se necessario. Mettere in gabbia casa pulita e monitorare il recupero dall'anestesia. Garantire ratto non diventi ipotermico.

7. postoperatoria recupero e cura

  1. Monitorare il ratto ogni 8-12 ore per 72 ore e poi tutti i giorni fino cuccioli sono nati (circa E22 o E23). Somministrare ulteriori dosi di buprenorfina q8-12 ore / 72 ore o prn come dettato dalla IACUC.
  2. Monitorare ratti per segni di dolore, disagio, sanguinamento vaginale o sanguinamento dal sito chirurgico. Ispezionare le suture e incisione e fare attenzione a garantire topo non è masticare o rimuovendo i loro punti di sutura prematuramente. Anche se eccezionalmente raro, i ratti che compromettono i loro punti di sutura sono a rischio di deiscenza della ferita.
    NOTA: A volte i ratti possono ingerire quantità eccessive di biancheria da letto o di generi non alimentari, chiamato pica, come effetto collaterale di amministrazione buprenorfina. Anche se molto raro, topi devono essere monitorati per la pica e potenziale conseguente occlusione intestinale.

8. Tissue Processing e criosezionamento

  1. Per preparare Ematossilina e eosina (H & E) la colorazione del cervello post-natale, rimuovere i cuccioli dalla loro gabbia casa il postnatale giorno 2 (P2). Utilizzando le forbici chirurgiche decapitano cuccioli di ratto e delicatamente rimuovere il cervello dal cranio.
  2. Goccia correzione cervello in un tubo da 15 ml contenente 7 ml di 4% paraformaldeide in tampone fosfato(PBS). Posizionare il cervello a 4 ° C e fissare per 72 ore.
  3. Dopo 72 ore, trasferire cervelli di una soluzione sterile di PBS contenente il 30% di saccarosio (w / v) e ritornare a 4 ° C.
    NOTA: Una volta cervelli goccia nella soluzione di saccarosio sono pronti per essere sezionato su un criostato.
  4. Rapidamente congelare il cervello e il montaggio su pestello criostato per l'acquisizione di sezioni coronali congelate. Tagliare 20 micron sezioni coronali congelate e montare su vetrini. Assicurarsi che le sezioni sono raccolti in serie.
  5. Lasciare i vetrini si asciughino notte a temperatura ambiente. Conservare scivola a -20 ° C.

9. ematossilina & eosina

  1. Prendere scivolo montato sezioni congelate e caldo a temperatura ambiente.
    NOTA: Preparare tutte le soluzioni fresco.
  2. Collocare i vetrini in una diapositiva set più calda a 50 ° C per 2 ore.
  3. Trasferire i vetrini in un rack per colorazione. Dip scivola 10x in acqua bidistillata deionizzata (DDH 2 O).
  4. Incubare i vetrini in 100% ematossilina per 5 min. Time in ematossilina può essere ottimizzata a seconda del grado di colorazione viola.
  5. Immergere i vetrini 4x in rubinetto H 2 O, e lasciare riposare in un ambiente pulito rubinetto H 2 O per 1 min.
  6. Dip scivola 15x in alcool acido (250 ml 70% di etanolo + 1 ml di acido cloridrico).
  7. Immergere i vetrini 4x in rubinetto H 2 O, e lasciare riposare in un ambiente pulito rubinetto H 2 O per 1 min.
  8. Incubare in 1% di carbonato di litio per 2 min.
  9. Immergere i vetrini 4x in rubinetto H 2 O, e lasciare riposare in un ambiente pulito rubinetto H 2 O per 1 min.
  10. Incubare in 95% di etanolo per 1 min.
  11. Immergere i vetrini 7x in 100% eosina. Numero di cali di Eosina può essere modificato a seconda del grado di colorazione rosa.
  12. Immergere i vetrini in 5x 95% di etanolo.
  13. 5x Dip diapositiva in una nuova variazione del 95% di etanolo.
  14. Incubare i vetrini in etanolo al 100% per 1 min.
  15. Incubare i vetrini in una nuova variazione di etanolo 100% per 1 min.
  16. Incubare i vetrini in 100% xilene per 15 min.
    NOTA: passaggi xilene emontavetrini dovrebbe avvenire in una cappa aspirante.
  17. Incubare i vetrini a nuove modifiche di xilene per 15 min.
  18. Coverslip con Permount e lasciare asciugare in cappa.
  19. Immagine vetrini con un microscopio ottico.

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Risultati

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A seguito di TSHI + LPS a E18, ematossilina e eosina rivela significative alterazioni istopatologiche sia la placenta (Figura 1) e nel cervello (Figura 2). Placente esaminate su E19 e E21 sono grossolanamente edematosi con micro-emorragie e necrosi in tutto il decidua e labirinto. Si osserva anche infiltrato infiammatorio e significativo aumento della vascolarizzazione. Brains esaminati sulla P2 rivelano ventricolomegalia, così come la perdita di materia bianca e piastra neuroni rispett...

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Discussione

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Encefalopatia di prematurità è difficile da modellare negli animali a causa della complessa interazione di eziologie, decorso dello sviluppo neurologico, complessità di formazione delle reti cerebrale umana, meccanismi di danno che si sovrappongono, e le diverse fenotipi di CNS insulti manifestano nei neonati prematuri umani. EoP è associato con specifiche vulnerabilità delle cellule di tipo (cioè oligodendrociti immaturi) 21, così come diversi percorsi evolutivamente regolamentati (cioè a p...

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

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Gli autori sono grati a Dan Firl, Chris Corbett e Jesse Denson, PhD. Il finanziamento è stato fornito dal NIH NINDS R01 NS060765 per SR, il P30 Cobre programma pilota di LJ e la firma del programma Child Health di LJ presso l'Università del New Mexico.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Soluzione salina, 0,9%SigmaS8776
LPS 011B4SigmaL2630
Evan's Blue DyeSigmaE2129
Guanti chirurgiciBiogel40870
O AsciugamaniCardinal Health287000-008Tamponi sterili
per la preparazione dell'alcol PDI Fisherbrand06-669-62
Tosatrici ricaricabili Mini ArcoKent Scientific Corp.CL8787
Scrub chirurgico BetadinePurdue Products L.P.67618-151-17
Lubrificante per gli occhiRefresh Lacri Lube00023-0312
Pinze smussateRobozRS-8100
ForbiciRobozRS-6808
Forbici chirurgicheRobozRS-5880
Forbici chirurgicheFST14002-16
SiringaBD3096281 ml
AgoBD30512225G 5/8
AgoBD30512830G 1
Applicatori con punta in cotone Fisherbrand23-400-114sterile piccola da 6 pollici
Fisherbrand22-362-178
PortaaghiKent Scientific Corp.INS600109STR da 12,5 cm
Kent Scientific Corp.INS60012030G Pressione
3-0 Perma Mano Seta SutureEthicon1684GNero intrecciato, 3-0 (2 metrico), 18", non assorbibile,  PS-1 Ago da 24 mm, siringhe da insulina a 3/8 di cerchio
BD3284380,3 cc 3 mm 31G
Pentobarbital
Buprenorfina
Bupivacaina
Isoflurano
Carbonato di litioAcros Chemicals554-13-2
Superfrost Plus Vetrini per microscopioVWR48311-703
EmatossilinaLeica3801521Surgipath Gill II Ematossilina
EosinaLeica3801601Surgipath Eosina
XileniFisherbrandX3S-4Grado istologico
PermountFisherbrandSP15-100
CoverglassFisherbrand12-548-5PFisher Finest Bicchiere di copertura premium
Spugna di garza di cotone Clip per vasi

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Blencowe, H., et al. Preterm birth associated neurodevelopmental impairment estimates at regional and global levels for 2010. Pediatr Res. 74, Suppl 1. 17-34 (2013).
  2. Mwaniki, M. K., Atieno, M., Lawn, J. E., Newton, C. R. Long term neurodevelopmental outcomes after intrauterine and neonatal insults a systematic review. Lancet. 379, 445-452 (2012).
  3. Dammann, O., Leviton, A. Intermittent or sustained systemic inflammation and the preterm brain. Pediatr Res. 75, 376-380 (2014).
  4. Leviton, A., et al. Microbiologic and histologic characteristics of the extremely preterm infant's placenta predict white matter damage and later cerebral palsy. the ELGAN study Pediatr Res. 67, 95-101 (2010).
  5. Redline, R. W. Inflammatory responses in the placenta and umbilical cord. Semin Fetal Neonatal Med. 11, 296-301 (2006).
  6. Lee, J., et al. Chronic chorioamnionitis is the most common placental lesion in late preterm birth. Placenta. 34, 681-689 (2013).
  7. Lee, S. M., et al. Acute histologic chorioamnionitis is a risk factor for adverse neonatal outcome in late preterm birth after preterm premature rupture of membranes. PloS one. 8, e79941(2013).
  8. Pappas, A., et al. Chorioamnionitis and early childhood outcomes among extremely low gestational age neonates. JAMA Peds. 168, 137-147 (2014).
  9. Gaillard, R., Arends, L. R., Steegers, E. A., Hofman, A., Jaddoe, V. W. Second and third trimester placental hemodynamics and the risks of pregnancy complications the Generation R Study. Am J Epidemiol. 177, 743-754 (2013).
  10. Trivedi, S., et al. Fetal placental inflammation but not adrenal activation is associated with extreme preterm delivery. Am J Obstet Gynecol. 206, 236(2012).
  11. Yanowitz, T. D., et al. Hemodynamic disturbances in premature infants born after chorioamnionitis association with cord blood cytokine concentrations. Pediatr Res. 51, 310-316 (2002).
  12. Jantzie, L. L., Corbett, C. J., Firl, D. J., Robinson, S. Postnatal Erythropoietin Mitigates Impaired Cerebral Cortical Development Following Subplate Loss from Prenatal Hypoxia Ischemia. Cereb Cortex. , (2014).
  13. Jantzie, L. L., et al. Erythropoietin attenuates loss of potassium chloride co transporters following prenatal brain injury. Mol Cell Neurosci. 61, 152-162 (2014).
  14. Jantzie, L. L., Miller, R. H., Robinson, S. Erythropoietin signaling promotes oligodendrocyte development following prenatal systemic hypoxic ischemic brain injury. Pediatric Res. 74, 658-667 (2013).
  15. Mazur, M., Miller, R. H., Robinson, S. Postnatal erythropoietin treatment mitigates neural cell loss after systemic prenatal hypoxic ischemic injury. J Neurosurg Peds. 6, 206-221 (2010).
  16. Robinson, S., et al. Developmental changes induced by graded prenatal systemic hypoxic ischemic insults in rats. Neurobiol Dis. 18, 568-581 (2005).
  17. Delcour, M., et al. Neuroanatomical sensorimotor and cognitive deficits in adult rats with white matter injury following prenatal ischemia. Brain Pathol. 22, 1-16 (2012).
  18. Delcour, M., et al. Impact of prenatal ischemia on behavior cognitive abilities and neuroanatomy in adult rats with white matter damage. Behav Brain Res. 232, 233-244 (2012).
  19. Delcour, M., et al. Mild musculoskeletal and locomotor alterations in adult rats with white matter injury following prenatal ischemia. Intl J Devel Neurosci. 29, 593-607 (2011).
  20. Jantzie, L. L., et al. Complex pattern of interaction between in utero hypoxia ischemia and intra amniotic inflammation disrupts brain development and motor function. J Neuroinflam. 11, 131(2014).
  21. Back, S., et al. Selective vulnerability of late oligodendrocyte progenitors to hypoxia ischemia. J Neurosci. 22, 455-463 (2002).
  22. Jantzie, L. L., et al. Developmental Expression of N Methyl d Aspartate (NMDA) Receptor Subunits in Human White and Gray Matter Potential Mechanism of Increased Vulnerability in the Immature Brain. Cereb Cortex. 25, 482-495 (2015).
  23. Jantzie, L. L., Robinson, S. Preclinical Models of Encephalopathy of Prematurity. Devel Neurosci. , (2015).
  24. Workman, A. D., Charvet, C. J., Clancy, B., Darlington, R. B., Finlay, B. L. Modeling transformations of neurodevelopmental sequences across mammalian species. J Neurosci. 33, 7368-7383 (2013).
  25. Herlenius, E., Lagercrantz, H. Development of neurotransmitter systems during critical periods. Exper Neurol. 190, S8-S21 (2004).
  26. Kelsom, C., Lu, W. Development and specification of GABAergic cortical interneurons. Cell Biosci. 3, 19(2013).
  27. Kinney, H., Back, S. Human oligodendroglial development Relationship to periventricualr leukomalacia. Semin Pediatr Neuro. 5, 180-189 (1998).
  28. Robinson, S., Li, Q., DeChant, A., Cohen, M. Neonatal loss of gamma amino butyric acid pathway expression after human perinatal brain injury. J Neurosurg Peds. 104, 396-408 (2006).
  29. Xu, G., et al. Late development of the GABAergic system in the human cerebral cortex and white matter. J Neuropathol Exp Neurol. 70, 841-858 (2011).
  30. Segovia, K. N., et al. Arrested oligodendrocyte lineage maturation in chronic perinatal white matter injury. Ann Neurol. 63, 520-530 (2008).
  31. Robinson, S., Li, Q., Dechant, A., Cohen, M. L. Neonatal loss of gamma aminobutyric acid pathway expression after human perinatal brain injury. J Neurosurg. 104, 396-408 (2006).
  32. Boksa, P. Effects of prenatal infection on brain development and behavior a review of findings from animal models. Brain Behav Immun. 24, 881-897 (2010).
  33. Burd, I., Brown, A., Gonzalez, J. M., Chai, J., Elovitz, M. A. A mouse model of term chorioamnionitis unraveling causes of adverse neurological outcomes. Repro Sci. 18, 900-907 (2011).
  34. Bergeron, J. D., et al. White matter injury and autistic like behavior predominantly affecting male rat offspring exposed to group B streptococcal maternal inflammation. Devel Neurosci. 35, 504-515 (2013).
  35. Uchida, K., et al. Effects of Ureaplasma parvum lipoprotein multiple banded antigen on pregnancy outcome in mice. J Reprod Immunol. 100, 118-127 Forthcoming.

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