Articolo metodologico

DamID-seq: Genome-wide Mappatura delle interazioni proteina-DNA da High Throughput Sequencing di Adenina-metilato frammenti di DNA

DOI:

10.3791/53620

⸱

27 gennaio 2016

 ,  , 
1Department of Cell Biology, Yale University School of Medicine

In questo articolo

Sommario

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Descriviamo qui un test con l'accoppiamento di identificazione del DNA adenina metiltransferasi (DamID) ad alto rendimento sequenziamento (DamID-ss). Questo metodo fornisce una migliore risoluzione più elevata e una gamma dinamica più ampia, e permette di analizzare i dati DamID-Seq in combinazione con altri dati di sequenziamento ad alto rendimento, come ChIP-seq, RNA-Seq, etc.

Abstract

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Il test di identificazione della DNA adenina metiltransferasi (DamID) è un metodo potente per rilevare le interazioni proteina-DNA sia a livello locale che a livello di genoma. Si tratta di un approccio alternativo all'immunoprecipitazione della cromatina (ChIP). Una proteina di fusione espressa costituita dalla proteina di interesse e dalla DNA adenina metiltransferasi di E. coli può metilare la base adenina nei motivi GATC vicino ai siti di interazione proteina-DNA. I frammenti di DNA metiladenizzato possono quindi essere amplificati e rilevati in modo mirato. Il test DamID originale rileva le posizioni genomiche dei frammenti di DNA metilato mediante ibridazione in microarray di DNA, che è limitata dalla disponibilità di microarray e dalla densità di sonde predeterminate. In questo articolo, riportiamo il protocollo dettagliato di integrazione del sequenziamento del DNA ad alto rendimento in DamID (DamID-seq). L'elevato numero di letture brevi generate da DamID-seq consente di rilevare e localizzare le interazioni proteina-DNA in tutto il genoma con elevata precisione e sensibilità. Abbiamo utilizzato il test DamID-seq per studiare le interazioni genoma-lamina nucleare (NL) nelle cellule di mammifero e abbiamo notato che DamID-seq fornisce un'alta risoluzione e un'ampia gamma dinamica nel rilevare le interazioni genoma-NL. L'approccio DamID-seq consente di sondare le associazioni NL all'interno delle strutture geniche e consente di confrontare le mappe di interazione genoma-NL con altri dati genomici funzionali, come ChIP-seq e RNA-seq.

Introduzione

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DNA identificazione adenina metiltransferasi (DamID) 1,2 è un metodo per rilevare le interazioni proteina-DNA in vivo ed è un approccio alternativo per immunoprecipitazione della cromatina (ChIP) 3. Esso utilizza una quantità relativamente bassa di cellule e non richiede reticolazione chimica della proteina con DNA o un anticorpo altamente specifico. Quest'ultima è particolarmente utile quando la proteina bersaglio è liberamente o indirettamente associati con il DNA. DamID è stato utilizzato con successo per mappare i siti di legame di una varietà di proteine ​​tra cui proteine ​​dell'involucro nucleare 4-10, cromatina proteine ​​associate 11-13, cromatina modifica enzimi 14, fattori di trascrizione e co-fattori 15-18 e RNAi macchinari 19. Il metodo è applicabile in diversi organismi compreso S. cerevisiae 13, S. pombe 7, C. elegans 9,17, D. melanogaster 5,11,18,20, A. thaliana 21,22 così come topo e cellule umane linee 6,8,10,23,24.

Lo sviluppo del test DamID si è basata sulla rilevazione specifica di adenina-metilato frammenti di DNA nelle cellule eucariotiche che la mancanza adenina endogena metilazione 2. Una proteina di fusione espressa, consistente della proteina legante il DNA di interesse e E. DNA coli adenina metiltransferasi (Dam), può metilare la base adenina in sequenze GATC che sono in prossimità spaziale (la maggior parte in modo significativo entro 1 kb e fino a circa 5 kb) per i siti di legame della proteina nel genoma 2. I frammenti di DNA modificati possono essere specificamente amplificati e ibridati microarray per rilevare i siti di legame genomici della proteina di interesse 1,25,26. Questo metodo originale DamID era limitata dalla disponibilità di microarrays e la densità di sonde predeterminati. Abbiamo quindi integrata high throughput sequencing ina DamID 10 e designato il metodo DamID-ss. Il gran numero di breve letture generata da DamID-ss permette la localizzazione precisa delle interazioni proteina-DNA del genoma-larghi. Abbiamo scoperto che DamID-ss fornito una risoluzione più elevata e una gamma dinamica più ampia rispetto DamID mediante microarray per lo studio del genoma nucleare lamina (NL) 10 associazioni. Questo metodo permette una migliore sondaggio associazioni NL all'interno di strutture geniche 10 e facilita il confronto con altri dati di sequenziamento ad alto rendimento, come ChIP-seq e RNA-Seq.

Il protocollo DamID-ss qui descritto è stato inizialmente sviluppato per la mappatura del genoma-NL associazioni 10. Abbiamo generato una proteina di fusione per legare il mouse o Lamin B1 umana a E. DNA metiltransferasi coli adenina e testato il protocollo di 3T3 fibroblasti embrionali di topo, topo C2C12 mioblasti 10 e IMR90 fibroblasti polmonari fetali umane (dati non pubblicati). In questo protocollo, iniziamo con constructing vettori ed esprimere proteine ​​di fusione Dam-tethered di infezione lentivirale in cellule di mammifero 24. Successivamente, si descrivono i protocolli dettagliati di amplificare frammenti di DNA adenina-metilato e preparare le librerie di sequenziamento che dovrebbero essere applicabili in altri organismi.

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Protocollo

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1. Generazione ed espressione di proteine ​​di fusione e Free Dam proteine

  1. Clone proteina di interesse nel vettore DamID.
    1. Amplifica cDNA di proteina di interesse (POI) utilizzando l'alta fedeltà DNA polimerasi desiderato e primer appropriati secondo il protocollo del produttore. Sperimentalmente determinare le condizioni ottimali di amplificazione per garantire la corretta amplificazione inserti.
    2. Eseguire un gel e purificare amplificato cDNA POI dal kit di estrazione gel secondo il protocollo del produttore.
    3. CDNA clone del PDI nel vettore pDONR201 utilizzando BP Clonase II secondo il protocollo del produttore.
    4. Clonare il cDNA del POI dal vettore donatore nella destinazione vettore pLGW-RFC1-V5-EcoDam o pLGW-EcoDam-V5-RFC1 destinazione vettore 27 con LR Clonase II secondo il protocollo del produttore, a seconda della direzione desiderata di fusione POI al N-terminale o the C-terminale della E. DNA coli adenina metiltransferasi (EcoDam) 27.
    5. Verificare mediante sequenziamento che il cDNA clonato ha una sequenza corretta e forme in-frame fusione a EcoDam.
  2. Generare scorte lentivirali.
    1. Generare scorte lentivirali che esprimono Dam-V5-POI e V5-Dam (dal vettore pLGW-V5-EcoDam 27) utilizzando sistemi di espressione lentivirali. Utilizzare la procedura di trasfezione in avanti secondo il protocollo del produttore.
      1. Utilizzare le cellule 293T e lipofezione per generare scorte lentivirali secondo il protocollo del produttore per la trasfezione.
      2. Includere il passo filtro da 0,45 micron PVDF.
  3. Infettare le cellule con lentivirus.
    1. Il giorno prima dell'infezione (Giorno 0), passare cellule aderenti coltivate in terreni di crescita appropriati per questo tipo di cellule di un tessuto di piastra di coltura 6-bene usando lo stesso terreno di crescita senza antibiotici perraggiungere il 50% di confluenza il giorno di infezione. Cellule posto in un incubatore a 37 °.
    2. Il giorno di infezione (giorno 1), rimuovere le 2 cryovials sia Dam-V5-POI e V5-Dam supernatanti lentivirali da un -80 ° C congelatore e posto in un bagno d'acqua a 37 ° per scongelare.
      1. Rimuovere i supporti di crescita dalle cellule e sostituirlo con 0,5 ml di terreni di crescita fresco senza antibiotici.
      2. Aggiungere 1 ml di lentivirus scongelato in ogni pozzetto (2 pozzi con V5-Dam e 2 pozzi con Dam-V5-POI). Aggiungere 1 ml di terreni di crescita, senza antibiotici per i restanti 2 pozzi questo servirà come controllo negativo. Agitare delicatamente il 6 pozzetti per mescolare e mettere di nuovo a 37 ° C incubatore O / N.
    3. Il giorno dopo l'infezione (Day 2), rimuovere le sospensioni virali dalle cellule e sostituire con 2 ml terreni di crescita senza antibiotici. Cellule posto torna in un incubatore a 37 ° per 48 ore.
  4. Isolare gDNA.
    1. Aspirare i media di ogni bene e dicellule tachimetrici utilizzando 250 microlitri 0,05% tripsina-EDTA. Incubare a 37 ° C per 2 min.
    2. Lavare le cellule la piastra con 1 ml terreni di crescita e cellule pipetta di ogni bene in una provetta da 1,5 ml microcentrifuga. Agglomerare cellule per centrifugazione a 200 xg per 5 minuti a temperatura ambiente.
    3. Lavare le cellule pellet con 500 microlitri di PBS e centrifugare a 200 xg per 2 minuti a temperatura ambiente.
    4. Risospendere le cellule pellet in 200 l di PBS.
    5. Isolare gDNA da sangue e tessuti kit secondo il protocollo del produttore. Eluire gDNA in 200 microlitri tampone AE e determinare la concentrazione misurando OD 260 utilizzando uno spettrofotometro.
      Nota: gDNA da cellule infette non infettate o finti può essere isolato come controlli negativi. Precipitare gDNA a concentrazioni più elevate per la conservazione a lungo termine.
      1. Aggiungere 3 volumi di etanolo 100% e 0,1 volume di 3 M acetato di sodio (pH 5,5), e mescolare invertendo tubi 4-6 volte.
      2. Conservare a -20 ° CO / N.
      3. Centrifugare a 16.000 xg per 15 minuti a 4 ° C.
      4. Rimuovere con attenzione il surnatante. Lavare pellet con 70% (volume / volume) di etanolo e centrifugare a 16.000 xg per 5 minuti a 4 ° C.
      5. Rimuovere con cautela l'etanolo e lasciare pellet asciugare all'aria per 3 minuti a temperatura ambiente.
      6. Sciogliere gDNA in T 10 E 0.1 (pH 7.5) a circa 1 mg / mL. Piscina gDNA da ogni campione sperimentale o il controllo negativo e misurare la concentrazione. Conservare a -20 ° C.

2. Amplify Adenina-metilati frammenti di DNA

  1. Digest gDNA con DpnI che taglia solo GATCs adenina-metilato.
    1. Impostare una reazione su ghiaccio con 2,5 mg gDNA, 1 ml 10x tampone, 0,5 microlitri DpnI (20 U / ml) e riempire con H 2 O per un volume totale di 10 ml. Per ogni campione gDNA, preparare tre reazioni - uno senza DpnI ("no DpnI", sostituire DpnI con 0,5 ml H 2 O) e due wesimo DpnI ("con DpnI").
    2. Digest O / N a 37 ° C e inattivare DpnI a 80 ° C per 20 min.
  2. Legare gli adattatori DamID.
    1. Preparare gli adattatori DamID.
      1. Risospendere ciascuno dei due adattatori oligo DamID 24 in H 2 O a una concentrazione finale di 100 mM.
      2. Combinare uguali volumi dei due adattatori oligo DamID, mescolare e mettere in un tubo ben chiuso. Sigillare il tubo con Parafilm, sedersi in un rack e posto in un bicchiere pieno d'acqua a 90 ° C. Mantenere il livello dell'acqua sotto il tappo del tubo (per evitare infiltrazioni di acqua nel tubo), ma al di sopra della superficie del mix oligo.
      3. Lasciare raffreddare l'acqua a RT in modo che il adattatori ricottura lentamente.
      4. Aliquota gli adattatori ricotto (50 micron) e conservare a -20 ° C.
    2. Impostare una reazione su ghiaccio. In ogni tubo da 2.1.2, aggiungere 6,2 ml H 2 O, 2 microlitri 10x tampone legatura, 0,8 ml 50 micron DamID annuncioaptors (scongelati su ghiaccio) e 1 ml DNA ligasi T4 (5 U / ml). Il volume totale è di 20 microlitri. In uno dei due "con DpnI" tubi, sostituire ligasi con 1 ml H 2 O ("no ligasi") Si noti che ogni campione gDNA ha due controlli negativi -. "No DpnI" e "no ligasi".
    3. Legare O / N a 16 ° C e inattivare ligasi a 65 ° C per 10 min.
  3. Digest DNA con DpnII di distruggere frammenti che contengono GATCs unmethylated.
    1. Impostare una reazione su ghiaccio. In ogni tubo da 2.2.3, aggiungere 24 ml H 2 O, buffer di 5 ml 10x DpnII e 1 ml DpnII (10 U / ml). Il volume totale è di 50 microlitri.
    2. Digest a 37 ° C per 2-3 ore e inattivare DpnII a 65 ° C per 20 min.
  4. Amplifica frammenti di DNA di adenina-metilato.
    1. Impostare una reazione su ghiaccio con 5 ml DpnII digerire da 2.3.2, 5 μl 10x PCR buffer, 12,5 ml 5 micron DamID PCR Primer 24, 4 microlitri 10 mM dNTP mix, 1 ml 50x mix polimerasi e 22,5 ml H 2 O. Il volume totale è di 50 microlitri.
    2. Eseguire la PCR come segue: 68 ° C per 10 min; 94 ° C per 1 min, 65 ° C per 5 min, 68 ° C per 15 min; 4 cicli di 94 ° C per 1 min, 65 ° C per 1 min, 68 ° C per 10 min; 17 cicli di 94 ° C per 1 min, 65 ° C per 1 min, 68 ° C per 2 min.
    3. Analizzare 5 microlitri PCR prodotti da ciascuna reazione su un gel di agarosio 1%. Prodotti di PCR dovrebbero apparire come una macchia variabile da 0,2 a 2 kb (Figura 2). I comandi "no DpnI" e "no" ligasi non dovrebbero avere o meno chiaramente di amplificazione.
    4. Se il risultato del punto 2.4.3 è soddisfacente, ripetere i passaggi 2.4.1-2.4.3 con due o tre reazioni per il campione sperimentale e uno di reazione per ciascuna delle due controlli negativi.
    5. Piscina e purificare prodotti di PCR dalla stessacampione sperimentale utilizzando i kit di purificazione PCR o in fase solida reversibile immobilizzazione (SPRI) perline secondo il protocollo del produttore. Non purificare "no DpnI" o controlli "no ligasi". Eluire il DNA con tampone EB.
    6. Misurare la concentrazione del DNA purificato misurando OD 260 utilizzando uno spettrofotometro, che dovrebbe essere di circa 0,1 mg / mL o superiore. Raccogliere un minimo di 10 ug di DNA per ciascun campione. Se utilizzando kit di purificazione PCR, purificare ogni 50 microlitri PCR prodotti con una colonna, eluire in 30 microlitri tampone EB e riunire gli eluati.
  5. Digest DNA con DpnII per evitare primer DamID PCR di essere sequenziato.
    1. Impostare una reazione su ghiaccio con 5 mg DNA purificato da 2.4.6, 5 ml 10x tampone DpnII, 1 ml DpnII (10 U / mL) e si riempiono di H 2 O per un volume totale di 50 ml. Preparare due o tre reazioni per ciascun campione.
    2. Digest a 37 ° C per 2-3 oree inattivare DpnII a 65 ° C per 20 min.
    3. Piscina e purificare i digest dallo stesso campione con i kit di purificazione PCR o SPRI perline secondo il protocollo del produttore. Eluire il DNA con tampone EB.
    4. Misurare la concentrazione del DNA purificato che dovrebbe essere di circa 0,06 mg / mL o superiore. Raccogliere un minimo di 6 mg di DNA per ciascun campione. Se utilizzando kit di purificazione di PCR, purificare ogni 50 ml digerire con una colonna, eluire in 30 microlitri tampone EB e riunire gli eluati.

3. Biblioteca Preparazione per High-throughput Sequencing

  1. DNA Fragment
    1. Sperimentalmente determinare il tempo di digestione appropriata per ogni nuovo lotto di dsDNA Fragmentase. Poiché l'attività enzimatica può diminuire nel tempo, ripetere il test prima di eseguire un nuovo esperimento. Per salvare il DNA da 2.5.4 per la frammentazione attuale, utilizzare prodotti di PCR metile purificati da 2.4.6 o DNA extra da experime precedententi di questo passo.
      1. Impostare un master mix con 6 mg di DNA, 12 microlitri di buffer 10x Fragmentase e riempire con H 2 O per un volume totale di 114 microlitri.
      2. Vortex lo stock fiala Fragmentase per 3 secondi, aggiungere 6 microlitri nel mix master e Vortex il master mix per 3 secondi. Il volume totale è di 120 microlitri.
      3. Aliquotare 20 microlitri della master mix per ciascuno dei 5 nuovi tubi. Incubare tutte le provette a 6 ° C per 37 5 a 55 min con un incremento di 10 min. Aggiungere 5 microlitri 0,5 M EDTA per bloccare la reazione.
      4. Analizzare 12,5 microlitri digest (0,5 ug di DNA) di ciascuna reazione e 0,5 mg di DNA digerito su gel di agarosio (Figura 3). Determinare il tempo minimo (T 0.2kb) necessario per digerire la maggioranza della striscio di circa 0,2 kb. Selezionare 6 durate tra 5 minuti e T 0.2kb (di cui 5 min e T 0.2kb) con incrementi uguali per la frammentazione attuale.
    2. Impostare i frammentazione attualezione come descritto in 3.1.1.1-3.1.1.3. Incubare le reazioni a 37 ° C per le durate di tempo determinato in 3.1.1.4.
    3. Pool 6 reazioni e purificare i digest con kit di purificazione PCR o SPRI perline secondo il protocollo del produttore. Eluire il DNA in tampone 51 microlitri EB. L'eluato finale è ~ 50 ml.
  2. Riparazione estremità del DNA frammentato
    1. Impostare una reazione su ghiaccio con l'eluato da 3.1.3, 25 ml H 2 O, 10 microlitri 10x T4 DNA ligasi tampone con l'ATP 10 mm, 4 pl 10 mM dNTP mix, 5 microlitri DNA polimerasi T4 (3 U / ml) , 1 ml DNA polimerasi Klenow (5 U / ml), e 5 microlitri T4 polinucleotide chinasi. Il volume totale è di 100 microlitri. Mescolare bene con la pipetta. Evitare la schiuma e bolle.
    2. Incubare a 20 ° C per 30 min.
    3. Purificare il DNA con kit di purificazione PCR o SPRI perline secondo il protocollo del produttore. Eluire il DNA in tampone 33 microlitri EB. L'eluato finale è ~ 32 & #181; l.
  3. Aggiungere sbalzi "A"
    1. Impostare una reazione su ghiaccio con l'eluato da 3.2.3, 5 ml di buffer 10x Klenow, 10 microlitri 1 mM dNTP, e 3 microlitri Klenow (3 '→ 5' eso) (5 U / ml). Il volume totale è di 50 microlitri. Mescolare bene con la pipetta. Evitare la schiuma e bolle.
    2. Incubare a 37 ° C per 30 min.
    3. Purificare il DNA con kit di purificazione PCR o SPRI perline secondo il protocollo del produttore. Eluire il DNA in tampone 22 microlitri EB. L'eluato finale è ~ 21 microlitri.
  4. Adattatori sequenziamento legare
    1. Preparare gli adattatori sequenziamento 28.
      1. Risospendere ogni oligo adattatore ad una concentrazione di 100 mM a 10 mM Tris-Cl (pH 7,8), 0,1 mM EDTA (pH 8,0) e 50 mM NaCl.
      2. Miscelare volumi uguali della adattatore universale 28 e un adattatore indicizzato 28.
      3. Anneal gli adattatori in un termociclatore con il seguenteProgramma: 95 ° C per 2 min; 140 cicli per 30 sec a partire da 95 ° C e diminuendo di 0,5 ° C ogni ciclo; tenere a 4 ° C.
      4. Adattatori aliquote e conservare a -20 ° C.
    2. Impostare una reazione su ghiaccio con l'eluato da 3.3.3, 25 microlitri 2x tampone legatura, 1,5 ml 50 micron ricotto adattatori sequenziamento (scongelati su ghiaccio) da 3.4.1.4 e 2,5 microlitri DNA ligasi T4. Mescolare bene con la pipetta. Evitare la schiuma e bolle. Se il sequenziamento multiplex si desidera, utilizzare un adattatore indicizzato diverso per ogni campione.
    3. Incubare a temperatura ambiente per 1 ora.
    4. Purificare il DNA con kit di purificazione PCR o SPRI perline secondo il protocollo del produttore. Eluire il DNA in tampone 24 microlitri EB. L'eluato finale è ~ 23 microlitri.
  5. Convertire adattatori a Y per dsDNA per consentire precisione determinare frammento di DNA di dimensioni 28
    1. Impostare una reazione su ghiaccio con l'eluato da 3.4.4, 12.5 ml H 2 O, 1 ml 25 micron di primer 1 28, 1 ml 25 micron di primer 2 28, 1,5 microlitri 10mM dNTP, 10 microlitri 5x PCR Buffer e 1 ml DNA polimerasi (1 U / ml).
    2. Eseguire la PCR come segue: 95 ° C per 3 min; 5 cicli di 98 ° C per 15 sec, 63 ° C per 30 sec, 72 ° C per 30 sec; 72 ° C per 1 min; 4 ° C in attesa.
    3. Purificare il DNA con kit di purificazione PCR o SPRI perline secondo il protocollo del produttore. Eluire il DNA in tampone 11 microlitri EB. L'eluato finale è ~ 10 ml.
  6. Dimensioni selezionare la libreria
    1. Preparare un gel di agarosio al 2% con 1x tampone TAE. Aggiungere etidio bromuro (ATTENZIONE!) Ad una concentrazione finale di 500 ng / ml quando la soluzione TAE-agarosio fuso è raffreddato per evitare l'inalazione di etidio bromuro. Assicuratevi di avere abbastanza corsie per tutti i campioni, scala del DNA e corsie vuote.
    2. Aggiungere 8 ml 6x carico colorante per l'eluato da 3.5.3.
    3. Preparare DNA ladder miscelando 1 kb più DNA ladder (1,0 mg / mL), loading dye 6x e H 2 O in un rapporto di 1: 1: 4.
    4. Carico 6 ml scala del DNA, i campioni di 3.6.2 e un'altra scala del DNA 6 microlitri, ciascuno in una corsia separata e con almeno una corsia vuota dalle adiacenti campioni / scale.
    5. Attivare il gel a 120 V per 60 min.
    6. Mostra il gel su un transilluminatore UV (minimizzare il tempo di esposizione ai raggi UV). Indossare occhiali protettivi e una visiera. Assicurarsi che almeno una delle scale di DNA ben gestito con spaziatura appropriata (sufficiente per asportare 3 fette di gel) tra i 300 bp e 400 bp bande. Narrow spaziatura aumenta le difficoltà di asportare più fette di gel, mentre un'ampia spaziatura aumenta il volume di fette di gel escisse.
    7. Utilizzare un nuovo bisturi o una lama di rasoio per ogni corsia. Excise tre fette sottili di gel tra 300 e 400 bp da ciascuna corsia (Figura 4) e ogni luogo in una provetta. Mantenere il volume di ogni gel spidocchi più basso possibile (<100 ml).
    8. Misurare il volume di ogni fetta gel (1 ml gel pesa circa 1 mg), aggiungere i volumi di tampone 6x QG e incubare a 50 ° C.
    9. Vortex la miscela QG-gel ogni 2-3 minuti fino a quando la fetta gel è completamente dissolto. Aggiungere volumi di gel 2x di isopropanolo e mescolare.
    10. Da questo punto, seguire il protocollo da kit di estrazione gel. Eluire il DNA in tampone 51 microlitri EB. L'eluato finale è ~ 50 ml.
  7. Arricchisci sequenziamento adattatore modificato frammenti di DNA
    1. Ottimizzare il numero di cicli di PCR 29.
      1. Impostare una reazione su ghiaccio con 1 ml eluato dal 3.6.10, 1 ml 25 micron di primer 1 28, 1 ml 25 micron di primer 2 28, 7 ml H 2 O e 10 microlitri SYBR Green Supermix. Il volume totale è di 20 microlitri.
      2. Eseguire il qPCR come segue: 95 ° C per 3 min; 20 cicli di 95 ° C per 30 sec, 63 ° C per 30 sec, 72 ° C per 30 sec, piastra di lettura.
      3. Analizzare i dati utilizzando un software di analisi qPCR e determinare il ciclo di Quantificazione (Cq) o ciclo soglia (Ct) per ogni campione utilizzando il protocollo del produttore. Continuare con i campioni che hanno Cq / Ct ≤ 14. Utilizzare la massima Cq (CQ 0) meno 1 (arrotondato al numero intero più alto), come il numero di cicli PCR finale (N PCR).
      4. Regolare le quantità di modelli di DNA in modo che diversi campioni verranno amplificati a quantità approssimativamente uguali dopo aver eseguito lo stesso numero di cicli di PCR. Utilizzare template 8 microlitri del campione con il più alto Cq (Cq 0), e calcolare il volume template di altri campioni con la seguente formula:
        Vol i = 8 x 1.8 Cq i -Cq 0
    2. Impostare reazioni PCR in ghiaccio con i volumi dei modelli calcolati da 3.7.1.4: 1 ml 25 micron di primer 1 28, 1 ml 25 micron di primer 2 28, 1.5microlitri 10 mM dNTP, 10 microlitri tampone 5x, 1 microlitri DNA polimerasi (1 U / ml) e riempire con H 2 O per un volume totale di 50 microlitri.
    3. Eseguire la PCR come segue: 95 ° C per 45 sec; N cicli di PCR (determinati in 3.7.1.3) di 98 ° C per 15 sec, 63 ° C per 30 sec, 72 ° C per 30 sec; 72 ° C per 1 min; 4 ° C in attesa.
    4. Analizzare 5 microlitri prodotti di PCR in un gel di agarosio al 2% (Figura 5A). Un chiaro banda di "single" indica che i frammenti di DNA amplificati sono all'interno di un intervallo di lunghezza stretto e che la biblioteca DNA può essere oggetto di ulteriori analisi.
    5. Ripetere una reazione per i campioni selezionati e riunire le librerie di DNA amplificati dallo stesso campione.
    6. Purificare librerie DNA selezionati per il sequenziamento.
      1. Se dimeri di primer / adattatori non sono visibili in 3.7.4, purificare le librerie di DNA con kit di purificazione PCR o SPRI perline secondo il protocollo del produttore. Eluire il DNA in tampone 21 microlitri EB. Ileluato finale è ~ 20 l. Se impianto sequencing dell'utente ha istruzioni specifiche sul tampone di eluizione, il volume finale, ecc, preparare campioni di conseguenza.
      2. Se dimeri di primer / adattatori sono chiaramente visibili in 3.7.4, purificare le biblioteche come segue.
        1. Carico DNA da 3.7.5 e DNA Ladder su gel di agarosio 2% prefabbricato. I campioni possono essere purificati come descritto in 3.7.6.1 per ridurre il volume o può essere caricato in diversi pozzetti. Porre il gel di agarosio in un sistema di alimentazione appropriato. Lasciare che il gel a correre per 15 minuti.
        2. Utilizzando un transilluminatore adeguata, tagliare la banda desiderata con un pulito bisturi / rasoio per ogni campione e posizionare la fetta gel in una provetta da 1,5 ml microcentrifuga.
        3. Isolare DNA utilizzando kit di estrazione gel secondo il protocollo del produttore con due modifiche: incubare tampone miscela QG-gel in un termo-mixer a 37 ° C e 1.000 rpm per 30 min, e aggiungere volumi gel 2x di isopropanolo.
  8. Invia le biblioteche del DNA purificato in un impianto di sequenziamento. Seguire tutte le linee guida della funzione.
    Nota: Un analisi della qualità da un Bioanalyzer (Figura 5B) deve essere eseguita prima del sequenziamento per determinare la gamma esatta dimensione e la concentrazione di una libreria di DNA.

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Risultati

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La proteina di fusione Dam-V5-LmnB1 è stato verificato per essere co-localizzato con il endogena Lamin B proteine ​​mediante immunofluorescenza (Figura 1).

Il successo di amplificazione PCR di frammenti di DNA adenina-metilato è un passo fondamentale per DamID-ss. I campioni sperimentali dovrebbero amplificare una macchia di 0,2 - 2 kb, mentre i controlli negativi (senza DpnI, senza ligasi o senza mascherina P...

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Discussione

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Se le proteine con tag Dam mantengono le funzioni delle proteine endogene dovrebbe essere esaminato prima di un esperimento DamID-seq. La localizzazione subcellulare delle proteine dell'involucro nucleare marcate con Dam deve sempre essere determinata e confrontata con quella delle proteine endogene. Per lo studio dei fattori di trascrizione, si suggerisce di esaminare se la proteina di fusione Dam può salvare le funzioni della proteina endogena nella regolazione dell'espressione genica. Questo test funzionale può essere...

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

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Ringraziamo il Dr. Bas van Steensel per aver fornito i vettori di espressione dei mammiferi DamID. Ringraziamo lo Yale Center for Genome Analysis e il Genomics Core dello Yale Stem Cell Center per i consigli sulla preparazione delle librerie NGS e sull'implementazione del sequenziamento del DNA ad alto rendimento. Questo lavoro è stato supportato dal finanziamento iniziale della Yale School of Medicine, da una sovvenzione per lo sviluppo degli scienziati dell'American Heart Association (12SDG11630031) e da una sovvenzione Seed da Connecticut Innovations, Inc. (13-SCA-YALE-15).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Sistemi di espressione lentivirale ViraPowerLife TechnologiesK4950-00, K4960-00, K4970-00, K4975-00, K4980-00, K4985-00, K4990-00, K367-20, K370-20 e K371-20
Gateway BP Clonase II Enzyme MixLife Technologies11789-020
Gateway LR Clonase II Enzyme MixLife Technologies11791-020
DNeasy Blood & Kit fazzoletti (250)QIAGEN69506 o 69504   
Gateway pDONR 201Life Technologies11798-014
293T celluledi tipo americano Collezione di coltureCRL-11268
Tripsina-EDTA (0,05%), rosso fenoloLife Technologies25300-054
DMEM, alto glucosio, piruvatoLife Technologies11995-065
Siero fetale bovinoSigmaF4135
Marca Trisnon critica
EDTAnon critica
200 Marca EtOHa prova non critica
Marca Isopropanolonon critica
Marca acetatonon critica
DpnINew England BiolabsR0176fornito con
adattatori tampone DamID "AdRt" e "AdRb"integrate di DNA Technologiesdisponibili in ref. 24; nessuna fosforilazione dell'estremità 5' o 3' per prevenire l'autolegatura.
T4 DNA LigasiRoche Life Science10481220001fornito con tampone
DpnIINew England BiolabsR0543fornito con tampone
DamID PCR primer "AdR_PCR"Sequenze integrate di DNA Technologiesdisponibili in ref. 24
Set di soluzioni di deossinucleotide (dNTP)New England BiolabsN0446100 mM ciascuno di dATP, dCTP, dGTP e dTTP
Vantaggio 2  Miscela di polimerasiClontech639201fornito con tampone
1Kb Plus DNA LadderLife Technologies107870181.0 &; g/µ l
Kit di purificazione PCR QIAquickQIAGEN28104 o 28106
Kit di purificazione PCR MinEluteQIAGEN28004 o 28006per un volume di eluizione inferiore a 30 µ l
Perline SPRI / Agencourt AMPure XPBeckman CoulterA63880applicare una miscelazione extra e un tempo di eluizione maggiore se inferiore a 40 & micro; l tampone di eluizione viene utilizzato
Tampone EBQIAGEN19086
NEBNext dsDNA FragmentaseNew England BiolabsM0348fornito con tampone
Tampone di reazione T4 DNA ligasi NewEngland BiolabsB0202
T4 DNA polimerasiNew England BiolabsM0203
DNA polimerasi I, grande frammento (Klenow)New England BiolabsM0210
T4 Polinuleotide chinasiNew England BiolabsM0201
Frammento di Klenow (3' → 5' exo-)New England BiolabsM0212fornito con
adattatori per il sequenziamento del tamponeSequenze integrate di DNA Technologiesdisponibili in ref. 28
Kit di legatura rapidaNew England BiolabsM2200utilizzato in 3.4.3; fornito con Quick Ligation Reaction Buffer e Quick T4 DNA Ligasi
sequencing primer 1 e 2Integrated DNA Technologiesdisponibili in ref. 28
KAPA HiFi PCR KitKapa BiosystemsKK2101 o KK2102fornito con KAPA HiFi DNA polimerasi, 5x KAPA HiFi Fidelity Buffer e 10 mM dNTP mix
agarosioSigma AldrichA4679
bromurodi etidioSigma AldrichE1510-10ML10 mg/ml
Kit di estrazione del gel QIAquick QIAGEN28704 o 28706
iTaq Universal SYBR Green SupermixBio-Rad Laboratories1725121 o 1725122
Spettrofotometromarca non critico
0,45 μ m PVDF Marca del filtronon critica
25 ml Marca di Seringenon critica
colture tissutali da 10 cmmarca non critica
colture tissutali a 6 pozzettimarca non critica
Termociclatore S1000Bio-Rad Laboratories
C1000 Touch TermociclatoreBio-Rad Laboratoriesper qPCR
Vortex Mixermarca non critico
Dry Block Heater o Thermomixermarca non critico
Microcentrifugamarca non critica
Sistema di elettroforesi su gel con alimentatoremarca non critica
Supportomagneticoper la purificazione del DNA con perle SPRI; dovrebbe contenere provette da 1,5-2 ml; marca non critica
transilluminatoremarca non critica
Sistema di elettroforesi E-gelLife TechnologiesG6400, G6500, G6512ST
Marca di sodio Sequenze Sequenze Piastre perPiastre per UV

Riferimenti

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