Articolo metodologico

Eterotopico renale Autotrapianto in un modello di suino: un protocollo Step-by-Step

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DOI:

10.3791/53765

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21 febbraio 2016

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1Multi Organ Transplant Program, Department of Surgery, Toronto General Hospital, 2Division of Nephrology, The Hospital for Sick Children, 3Programa de Doctorat en Medicina, La Universitat Autónoma de Barcelona, 4Laboratory Medicine and Pathobiology, Toronto General Hospital, 5Department of Medicine, Toronto General Hospital, 6Departments of Surgery (Urology) & Physiology, Developmental & Stem Cell Biology, The Hospital for Sick Children

In questo articolo

Sommario

I modelli suini di trapianto di organi forniscono un'importante piattaforma per studiare i meccanismi di conservazione degli organi. Questo articolo descrive un modello eterotopico di autotrapianto di rene suino, che consente di studiare nuovi approcci per migliorare l'esito del trapianto utilizzando innesti renali marginali.

Abstract

Il trapianto di rene è il trattamento di scelta per i pazienti affetti da malattia renale allo stadio terminale. Offre una migliore aspettativa di vita e una migliore qualità della vita rispetto alla dialisi. Sebbene gli ultimi decenni abbiano visto importanti miglioramenti negli esiti dei pazienti dopo il trapianto di rene, la crescente carenza di organi disponibili rappresenta un grave problema in tutto il mondo. Per ampliare il pool di donatori, i trapianti di rene marginali recuperati da donatori con criteri estesi (ECD) o donati dopo la morte circolatoria (DCD) sono ora accettati per il trapianto. Per migliorare ulteriormente l'esito postoperatorio di questi innesti marginali, la ricerca deve concentrarsi su nuovi approcci terapeutici come tecniche di conservazione alternative, immunomodulazione, trasferimento genico e somministrazione di cellule staminali.

Gli studi sperimentali su modelli animali sono il passo finale prima che le tecniche di nuova concezione possano essere tradotte in pratica clinica. Il trapianto di rene suino è un eccellente modello di trapianto umano e consente di studiare nuovi approcci. Il principale vantaggio del modello suino è la sua somiglianza anatomica e fisiologica con il corpo umano, che facilita la rapida traduzione di nuove scoperte in studi clinici. Questo articolo offre un protocollo chirurgico passo-passo per un modello di autotrapianto e mette in evidenza i fattori chiave per garantire il successo dell'esperimento. Un'adeguata stabulazione pre e postoperatoria, un'anestesia attenta e tecniche chirurgiche coerenti si traducono in esiti postoperatori favorevoli. La resezione del rene nativo controlaterale offre l'opportunità di valutare la funzione del trapianto post-trapianto. Il posizionamento di cateteri venosi e urinari e l'utilizzo di gabbie metaboliche consentono un'ulteriore valutazione dettagliata. Per gli studi di follow-up a lungo termine e la ricerca di tecniche alternative di conservazione del trapianto, i modelli di autotrapianto sono superiori ai modelli di allotrapianto, in quanto evitano il bias confondente posto dal rigetto e dai farmaci immunosoppressori.

Introduzione

Il trapianto di rene è il trattamento di scelta per i pazienti con malattia renale allo stadio terminale, a causa dei tassi associati di morbilità e mortalità più bassi rispetto alla dialisi 1-3. Nonostante i notevoli miglioramenti negli esiti dei pazienti dopo il trapianto di rene, la carenza di trapianti rappresenta ancora una grave sfida in tutto il mondo. Il numero di pazienti in attesa di un trapianto di rene supera di gran lunga il numero di organi disponibili 4-6. Per aumentare il numero di reni disponibili per il trapianto e ridurre i tempi di attesa dei pazienti, sono necessarie ulteriori fonti di innesti renali.

Comunemente, vengono utilizzati innesti di rene da donatore con criteri standard (SCD) e da donatori con criteri estesi (ECD) da donazione dopo morte cerebrale (DBD) e reni recuperati da donatori viventi (LDKT). Dagli anni '90, un numero crescente di trapianti di rene è stato recuperato in uno scenario di donazione dopo morte circolatoria (DCD), per espandere ulteriormente il pool di donatori 7,8. Tuttavia, i trapianti di rene DCD ed ECD dimostrano risultati accettabili ma ridotti dopo il trapianto, a seconda di diversi fattori, come l'età del donatore, i tempi di ischemia calda e fredda e la tecnica di conservazione utilizzata 9-11. Pertanto, sono necessarie ulteriori ricerche per migliorare l'esito dei pazienti che ricevono innesti di rene marginale e per aumentare ulteriormente il pool di donatori.

Il modello suino di trapianto renale è ben consolidato e fornisce uno scenario clinicamente importante per studiare approcci innovativi per il miglioramento dei risultati del trapianto di rene marginale. A differenza dei reni di roditore e canini, che sono unilobulari, i reni suini e umani sono multilobulari e sono anatomicamente simili, in particolare per quanto riguarda i sistemi di raccolta arteriosa, venosa e urinaria 12,13. Inoltre, i reni suini e umani dimostrano somiglianze nella fisiopatologia del danno da ischemia e riperfusione (IRI), nella biochimica e nei parametri immunologici 14. Pertanto, il trapianto renale suino è adatto per studiare nuovi metodi di conservazione degli organi per i trapianti di rene marginale 15-17, modellare l'IRI umano 18, studiare le vie immunologiche e la tolleranza allotrapianto 19, fornire formazione chirurgica 20-22, testare nuove terapie farmacologiche 23, implementare nuovi dispositivi medici e studiare nuovi meccanismi immunologici nello xenotrapianto 24-26.

Le impostazioni del trapianto renale, suino e umano non sono completamente analoghe. Questo articolo si concentra su importanti dettagli tecnici che faciliteranno la creazione di un modello di autotrapianto renale. La stabulazione pre e postoperatoria adattata alla specie, la somministrazione di anestesia con stretto monitoraggio e le tecniche chirurgiche abbinate sono descritte nel protocollo e dimostrate nel video. La resezione del rene nativo controlaterale offre l'opportunità di valutare la funzione del rene trapiantato. Il posizionamento di cateteri venosi e urinari e l'utilizzo di gabbie metaboliche consentono una valutazione più approfondita. Per gli studi volti a studiare metodi alternativi di conservazione del trapianto e meccanismi di IRI, i modelli di autotrapianto sono superiori ai modelli di allotrapianto, in quanto evitano le complicanze e i bias confondenti associati al rigetto e all'uso di farmaci immunosoppressori.

Protocollo

Tutti gli animali hanno ricevuto cura umana e tutti gli studi che abbiamo effettuato in conformità con le politiche e le linee guida del Consiglio canadese sulla cura degli animali. Tutte le procedure sono state eseguite in condizioni di utilizzo degli animali protocolli che sono stati approvati dal Comitato Istituzionale Animal Care University Health Network.

Nota: Una panoramica schematica del protocollo di studio è presentato in Figura 1.

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Figura 1. Protocollo di studio. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.

1. Gli animali

  1. Utilizzare maschi maiali Yorkshire (30 kg) in questo protocollo.

2. Rene Graft Retrieval

  1. procedura preoperatoria
    1. Casa del maschio Yorkshire maiali in una struttura di ricerca per almeno una settimana per acclimatarsi loro. Utilizzare iniezione intramuscolare di una cefalosporina di terza generazione, come il ceftiofur, per 3 giorni per ridurre il potenziale rischio di infezioni da Streptococcus suis e Salmonella. Digiunare i maiali per un minimo di 6 ore prima dell'induzione dell'anestesia per evitare l'aspirazione.
    2. Avviare anestesia del maiale tramite iniezione intramuscolare di ketamina (20 mg / kg), atropina (0,04 mg / kg), e midazolam (0,3 mg / kg). Successivamente, trasportare l'animale dalla struttura custodia alla sala operatoria (OR).
    3. Posizionare il maiale in posizione supina sul tavolo o. Lasciare che il maiale di respirare 2 L di ossigeno con il 5% di isoflurano spontaneamente. Esporre le corde vocali con un laringoscopio e spruzzarli con 2% soluzione topica di lidocaina per impedire laringospasmo intubazione-indotta. Dopo intubazione con un tubo di 6,5 millimetri, bloccare il bracciale con 3-5 ml di aria.
      Nota: capnometria conferma la positio corretton del tubo tracheale.
    4. Diminuire il gas isoflurano al 2,5%. Impostare il ventilatore 14-16 respiri / min e il volume corrente di 10-15 ml / kg di peso corporeo. Monitorare attentamente il maiale. La frequenza cardiaca e la saturazione di ossigeno sono registrate da pulsossimetria. Verificare il corretto anesthetization dalla frequenza cardiaca ridotta (inferiore a 150 battiti / min) e la pressione sanguigna (sotto di valori sistolici di 100 mmHg) e assenza di movimenti suina (uso della miorilassanti).
    5. In condizioni sterili, introdurre un 9,5 p singolo lume del catetere permanente nella vena giugulare interna usando la tecnica Seldinger 27. In breve, utilizzare un ago per forare la vena. Dopo l'introduzione del filo guida, sostituire l'ago con l'introduttore peel-away, seguita dalla sostituzione del filo con il catetere vascolare. Fissare il catetere per la pelle con una seta 3-0 o non assorbibile monofilamento di sutura.
      1. Somministrare 500 mg di metronidazolo, 1 g di cefazolina, e 20 mg di pantoprazolo. Anno Dominiministro 200 ml di soluzione di Ringer lattato con il 5% di destrosio (D5W) e 1 ml di fentanil citrato all'ora per via endovenosa durante l'intervento chirurgico. Applicare veterinaria pomata oftalmica sugli occhi per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia.
  2. Operazione chirurgica
    1. Terminata la disinfezione sterile e copertura del campo chirurgico, effettuare un'incisione mediana di 25 cm di lunghezza. Inserire un divaricatore. Coprire grandi e piccole viscere con un asciugamano e posizionarle sul lato sinistro per un accesso ottimale al rene destro.
    2. Liberare l'uretere e il diritto stesso rene da eventuali tessuti aderenti utilizzando la cauterizzazione.
    3. Sezionare la vena renale destra e l'arteria utilizzando la cauterizzazione fino alla loro origine dalla vena cava inferiore e l'aorta, rispettivamente, sono liberi. Per evitare vasospasmo arterioso, deve essere considerata la somministrazione di 30-65 mg di papaverina.
    4. Dopo la dissezione completa renali, cravatta (seta, 3-0) e tagliare l'uretere distale. preparEA ciotola di ghiaccio e una borsa organo sterile.
    5. Innanzitutto, bloccare l'arteria renale vicino all'aorta e secondo, serrare la vena renale vicino alla vena cava con fascette vaso. Successivamente, resecare l'innesto rene e cannulate immediatamente l'arteria renale con una cannula dell'arteria renale. Utilizzare 500 ml di soluzione ghiacciata istidina-triptofano-chetoglutarato (HTK) per scovare il sangue. Conservare il rene in ghiaccio fino al trapianto.
    6. In situ, chiudere l'arteria renale residua con una legatura (seta, 2-0) e la vena renale con una sutura continua (prolene, 6-0).
    7. Dopo aver controllato l'area sezionato di sanguinamento, chiudere la parete addominale con una sutura continua (monofilo, 1) e la pelle con una seta 3-0 o non assorbibile sutura monofilamento ..
  3. procedura postoperatoria
    1. Fissare il catetere venoso per via sottocutanea con una sutura (seta, 3-0) e il tunnel alla schiena del maiale per evitare manipolazioni indesiderate. Dopo aver posizionato il maiale prona, suture (seta, 3-0) il catetere saldamente alla pelle.
    2. Svezzare il maiale dal ventilatore e lasciarlo recuperare nella sua area locale dopo l'estubazione. Somministrare Ringer lattato per via endovenosa per l'espansione del volume e somministrare 0,3 mg di buprenorfina per l'analgesia. Non lasciare un animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente a mantenere decubito sternale.

3. Rene Graft trapianto

  1. procedura preoperatoria
    1. Anestetizzare il maiale con iniezione endovenosa di propofol (1-2 mg / kg di peso corporeo) seguita da una infusione continua di propofol a una velocità di 50-100 mg / hr. Re-intubare il maiale come descritto al punto 2.1.3 e 2.1.4 e impostare il gas isoflurano al 3-4%.
    2. Somministrare 1 g di cefazolina e 20 mg di pantoprazolo iv Durante l'intervento chirurgico, utilizzare lo stesso protocollo anestetico come descritto in 2.1.4.
    3. Terminata la disinfezione sterile, praticare un taglio di 4 cm accanto alla trachea. Sezionare la TISSUE per esporre l'arteria carotidea. Passare forcipe over-Holt e una cravatta di seta (2-0) intorno all'arteria. Usare la tecnica di Seldinger introdurre un catetere di plastica per misurare continuamente la pressione arteriosa durante l'intervento chirurgico. In alternativa, tecniche di misurazione della pressione sanguigna non invasiva possono essere utilizzati.
  2. Operazione chirurgica
    1. Dopo la disinfezione sterili, riaprire la cavità addominale tagliando le maglie della pelle e fascia suture, reintrodurre il divaricatore chirurgico per esporre la cavità addominale, e riposizionare l'intestino a sinistra per permettere un migliore accesso ai vasi infrarenali.
    2. Trapianto end-to-side l'innesto di rene conservato alla vena cava e l'aorta infrarenale. Pertanto, sezionare vena cava e l'aorta nel corso di 5-8 cm al di sopra della biforcazione iliaca usando pickup e cauterizzazione. Se possibile, non disturbare i vasi linfatici; se non è possibile, chiuderli con 5-0 punti di sutura prolene.
    3. Dopo aver completato la dissezione, controllare FOr sanguinamento e rimuovere il tessuto rimanente dai vasi. Assicurarsi che bloccaggio completo della vena cava e l'aorta con un morsetto Satinsky è fattibile.
    4. Avanti, resecare il (a sinistra) del rene controlaterale. Per fare ciò, posizionare l'intestino verso destra; sezionare l'uretere, il rene stesso, la vena renale, e l'arteria renale dal tessuto aderente. Legare i vasi sanguigni e uretere e resecare il rene. Verificare la presenza di sanguinamento.
    5. Riposizionare l'intestino alla sinistra per esporre l'aorta sottorenale e vena cava. Iniettare eparina (100 UI / kg di peso corporeo) e attendere almeno 2 minuti.
    6. Anastomosi venosa:
      1. Utilizzare un morsetto Satinsky per bloccare completamente la vena cava e fare una incisione feritoia che corrisponde alla dimensione di apertura della vena renale, utilizzando una lama 11. forbici Pott possono essere utilizzati per estendere ulteriormente la fessura.
      2. Dopo avvolgendo il rene in un panno contenente ghiaccio sterile, rimuoverlo dal ghiaccio e posizionarlo nel campo chirurgico. Utilizzare due double-armato 6-0prolene punti di sutura per eseguire un cranio e un punto angolo caudale.
      3. Approssimare il rene, legare l'angolo superiore ed eseguire una sutura in esecuzione utilizzando 6-0 prolene, a partire dalla parete di fondo. Dopo aver terminato 2/3, utilizzare l'altra estremità della fascetta per completare la sutura sul lato anteriore. Dopo aver legato i punti cranici, legare i punti di sutura all'angolo caudale.
      4. Posizionare un morsetto bulldog sulla vena renale e aprire il morsetto Satinsky. Controllare l'anastomosi di sanguinamento.
    7. Anastomosi arteriosa:
      1. Utilizzare la Satinsky morsetto di nuovo per bloccare completamente l'aorta. Utilizzare una lama 11 per fare una incisione feritoia, corrispondente all'apertura dell'arteria renale. Utilizzare un punzone rotondo 4,0 millimetri per garantire un'apertura pulita.
      2. Utilizzare una sutura 6-0 prolene per eseguire la anastomosi arteriosa, partendo dal lato ricevente. Assicurarsi che l'endotelio arterioso è incluso in ogni suture per evitare una dissezione. Nel frattempo, avviare una flebo continua di 10 ml norepinephrine (16 mg / 250 ml) diluito in 500 ml di lattato di Ringer e titolare di mantenere la pressione sistolica superiore a 100 mmHg.
      3. Iniettare verapamil intra-arteriosa prima del completamento della anastomosi arteriosa e somministrare papaverina topicamente all'esterno del recipiente per evitare vasospasmo.
      4. Posizionare un morsetto bulldog sul dell'arteria renale e aprire il morsetto Satinksy. Controllare le anastomosi di sanguinamento.
      5. Scartare il rene dal panno e rimuovere il ghiaccio. Aprire il morsetto bulldog venosa prima, seguita dalla pinza arteriosa bulldog. Dopo riperfusione, la produzione di urina dovrebbe iniziare immediatamente.
      6. Usare un panno per garantire una posizione favorevole per l'innesto trapiantato e mantenere una riperfusione omogenea.
    8. Ureterale Anastomosi:
      1. Usare le forbici Pott per aprire l'uretere dal trapianto e il destinatario su una lunghezza longitudinale di 0,5 cm.
      2. Utilizzare due 6.0 poliestere, poli (p-diossanone) sutura per la ure lato a latoanastomosi terale. Eseguire un stich angolo su ogni lato, quindi eseguire la parete di fondo in modo continuo prima, seguita dalla parete frontale.
      3. Dopo aver controllato per sanguinamento, rimuovere il tessuto e avvolgere alcuni tenue intorno al rene per tenerlo in posizione. Chiudere la parete addominale con due monofilo 1 punti di sutura. Chiudere la pelle con 3-0 seta o non assorbibile monofilamento di sutura.
      4. Mantenere la pressione sistolica superiore a 100 mmHg continuamente titolando attentamente l'infusione di noradrenalina finché il maiale è stato posto in posizione prona.
  3. procedura postoperatoria
    1. Dopo la chiusura addominale come detto sopra, a mantenere il maiale calda usando una piastra elettrica e coperta di calore a circolazione. Rimuovere la linea arteriosa, chiudere il foro di puntura nell'arteria con un prolene Stich 6-0 e chiudere il sito di incisione.
    2. Girare il maiale sulla posizione prona, fermare la flebo noradrenalina e svezzare il maiale dal ventilatore. Albasso il maiale di recuperare nella sua zona residenziale e monitorare attentamente per garantire un'efficace recupero dalla procedura. Prendere campioni di gas di sangue ogni ora attraverso il catetere giugulare impiantato. Fornire Ringer lattato per volume di sostituto e amministrare 0,3 mg di buprenorfina per l'analgesia.
    3. Dopo estubazione, monitorare il maiale attentamente finché non è in grado di bere spontaneamente. Non lasciare un animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente a mantenere decubito sternale. Non restituire un animale che ha subito un intervento chirurgico per la compagnia di altri animali fino alla completa guarigione.

4. post-chirurgica Follow Up

  1. Somministrare 0,3 mg di buprenorfina iv ogni 8 ore per almeno 2 giorni dopo un intervento chirurgico o più a lungo se necessario. Di routine somministrare una singola dose profilattica di antibiotici durante l'intervento chirurgico. In caso di segni di infezione, amministrare cefazolina 1 g iv due volte al giorno e metronidazolo iv volta al giorno finomiglioramento clinico si verifica. Somministrare Ringer lattato fino a quando il maiale beve acqua a sufficienza. 1.000 UI di eparina può essere utilizzato per bloccare il catetere per prevenire la coagulazione.
  2. Raccogliere campioni di sangue venoso attraverso il catetere giugulare e campioni urinari per valutare condizioni cliniche del maiale e la funzione renale.
  3. Per l'eutanasia, indurre l'anestesia del maiale con propofol IV (5-10 ml) e mantenerla con isoflurano 5%. Intubare il maiale come descritto sopra. Dopo relaparatomy e la raccolta del campione di tessuto renale, indurre l'arresto cardiaco mediante iniezione endovenosa di 40 Mval KCl.

Risultati

Nel seguito, i risultati degli esperimenti autotrapianto renale (n = 4) sono dimostrati. Dopo il recupero iniziale innesto, i maiali recuperati nella loro zona dell'alloggiamento. Nel frattempo, gli innesti rene sono stati conservati in ghiaccio per un tempo medio di 7 h 35 min (± 18 min). Dopo reinduzione di anestesia e ripetere laparotomia, i reni controlaterale sono stati asportati e gli innesti memorizzati freddo trapiantate heterotopically come descritto. Dopo lo svezzamento dal ventilatore, i maiali sono stati recuperati da un intervento chirurgico e seguiti per 10 giorni (vedi Figura 1). Giornaliero (1-4 giorni post-operatorio; pod) o ogni due giorni (6-10 baccello) campioni di sangue sono stati raccolti per eseguire le analisi dei gas del sangue; per valutare l'azoto funzione renale, creatinina sierica e urea nel sangue valori (BUN) sono stati stimati. Per confronto, i risultati di un trapianto di rene con allotrapianto sono presentati. Per immunosoppressione, questo maiale ricevuto ciclosporina 100 mg PO e cortisone 250 mg ivbid La tecnica chirurgica utilizzata era lo stesso che nel protocollo autotrapianto; non è stato applicato il tempo di ischemia calda.

Tutti i suini sono in buone condizioni cliniche durante il periodo di follow-up. I valori di creatinina e BUN siero rivelato il più alto incremento in primo giorno dopo l'intervento chirurgico (Crea 2,8 ± 0,7 mg / dl, azotemia 25,3 ± 7 mg / dl) e una diminuzione fino pod 10 (Crea 1.7 ± 0.4 mg / dl, azotemia 10,7 ± 4 mg / dl) vicino ai valori basali iniziali. L'innesto di rene con allotrapianto dimostrato valori di creatinina e BUN più elevati dopo una buona funzione iniziale del trapianto, rispetto ai autologhi, molto probabilmente a causa di rifiuto (Figura 2 e 3). Emostasi acido-base (figura 4) e livelli di elettroliti (Figura 5) sono rimasti stabili senza l'intervento. L'esame istologico ha mostrato tubulointerstitium conservato nel rene autotransplanted (Figure 6), e diffondere l'infiammazione interstiziale, tubulitis e glomerulite nel rene allotrapianto (Figura 7).

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I valori Figura 2. I valori di creatinina sierica. Creatinina sierica (media e deviazione standard) per linea di base e 10 dopo l'intervento chirurgico. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.

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Figura 3. I valori sierici di Bun. I valori sierici di azotemia (media e deviazione standard) per linea di base e 10 giorni dopo l'intervento. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

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Figura 4. acido-base emostasi. Emostasi acido-base (media e deviazione standard) per la linea di base e 10 giorni dopo l'intervento. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

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Figura 5. livelli di elettroliti. Livelli di elettroliti (media e deviazione standard) per basale e 10 giorni dopo l'intervento chirurgico. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.

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Figura 6. Istologia (H &# 38;.. E), ingrandimento 100X tubulointerstitium normale nel rene autotransplanted 10 giorni dopo l'intervento chirurgico Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.

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Figura 7. Istologia (H & E), ingrandimento 100X. Ampia interstiziale infiammazione, tubulitis, e glomerulite, coerente con il rifiuto, nel rene con allotrapianto 10 giorni dopo l'intervento. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

Discussione

Il modello di trapianto di rene suina fornisce un'opportunità unica per promuovere il settore del trapianto su esseri umani a causa di somiglianze in aspetti chirurgici, la fisiologia, la biochimica e l'immunologia 14.

A seconda dello scopo dello studio sperimentale, il modello di autotrapianto renale ha diversi vantaggi rispetto al modello allotrapianto. Anche se diversi gruppi riportano buona funzione renale dopo allotrapianto 28, immunosoppressione nei suini è impegnativo, soprattutto nel trapianto renale. Campione di sangue preoperatorio analisi per garantire la compatibilità per i suini leucociti antigene (SLA) sono fattibili, ma costoso e poco pratico 14. Dopo l'intervento, agenti immunosoppressori proposti quali tacrolimus e ciclosporina (inibitori della calcineurina, CNI) vengono somministrati per via orale o iv 28. La somministrazione orale è impraticabile, come i maiali di solito rifiutano di ingoiare medica oralezione. Inoltre, ostruzioni intestinali potrebbero ovviare sufficiente assorbimento dei farmaci e mantenimento dei livelli di farmaco terapeutici immunosoppressivi. L'infusione continua di IV del CNI negli animali attivi è tecnicamente impegnativo. somministrazione endovenosa in bolo porta ad elevati valori di picco, che causano tossicità. Così, per la ricerca di nuove tecniche di conservazione, il modello di autotrapianto renale ha diversi vantaggi. Nei risultati rappresentativi del trapianto di rene allotransplantated dimostrato sopra, un picco in ritardo e aumento della creatinina e BUN indicare il rifiuto, che è stato dimostrato dalla valutazione istologica.

Il modello suino di autotrapianto è stato precedentemente utilizzato per studiare nuove tecniche di conservazione 14,18,29. Tuttavia, i valori di creatinina e BUN postoperatorio siero segnalati di maiali autotransplanted in uno scenario cuore battere variano notevolmente a seconda del sistema sperimentale 22,30 . Il protocollo donatore cuore battere presentiamo qui si traduce in una bassa postoperatoria creatinina sierica di picco di 2,8 mg / dl (± 0.7) e BUN picco di 25,3 mg / dl (± 7.4). Questi risultati sono confrontabili con i valori di picco bassi presentati da Hanto e colleghi 28 e Snoeijs e colleghi 31.

Per garantire un esito positivo dopo il trapianto renale in un modello di autotrapianto suina, abbiamo identificato diversi fattori tecnici chiave che riducono al minimo il tasso di alcune complicazioni. L'uso della soluzione istidina-triptofano-chetoglutarato (HTK) riduce il rischio di vasospasmo grazie al suo minor contenuto di potassio rispetto alla University of Wisconsin soluzione (UW). Per ridurre ulteriormente il rischio di vasospasmo al punto di riperfusione, verapamil può essere iniettato nell'arteria renale, e papaverina può essere somministrato per via topica durante il recupero e dopo la riperfusione. Inoltre, una flebo continua di noradrenalina titolata per mantenerela pressione arteriosa sistolica superiore a 100 mmHg assicura riperfusione omogenea. È utile mantenere questa pressione arteriosa almeno fino al maiale è posizionato prono. Inoltre, il posizionamento dell'innesto trapiantato è importante per prevenire l'attorcigliamento dei vasi sanguigni appena anastomizzato. Pertanto, è utile resecare rene controlaterale sinistra prima di cucire anastomosi dell'innesto per evitare vasta manipolazione meccanica. Dopo aver terminato l'anastomosi ureterale, avvolgendo tenue tutto il graft trapiantato assicura la sua posizione dopo la chiusura della parete addominale. Complicazioni, come ostruzioni intestinali a causa attorcigliamento dell'intestino sono raramente osservati, ma può portare a gravi complicazioni, tra cui ileo, perforazione intestinale, e la morte. Nel complesso, accurata tecnica chirurgica, l'anestesia attento e un attento monitoraggio durante il follow-up a garantire una buona funzionalità risultato e trapianto clinico.

Arterioso e venoso anastomosi possono essere Perfoconfermate utilizzando tecniche diverse. posizionamento ortotopico del trapianto permette anastomosi end-to-end dell'arteria renale e vena. Nel caso del trapianto eterotopico, l'innesto può essere posizionato nella fossa renale controlaterale per anastomosi end-to-end, sui vasi iliaci, o dell'aorta distale direttamente. Il trapianto eterotopico con anastomosi di aorta e Cava direttamente nella tecnica end-to-side sono da preferire in questo modello in quanto può ridurre il rischio di trombosi e di vasospasmo 32. variazioni anatomiche con biforcazioni venose molto presto potrebbero portare alla necessità di cucire due anastomosi venose separati. Se l'arteria o vena sono relativamente brevi, l'innesto può essere ruotato di 180 ° per ottenere la lunghezza dei vasi. Ureterale anastomosi da lato a lato può ottenere buoni risultati sperimentali senza complicare stenosi o perdite urinarie.

In generale, il modello suino di trapianto renale offre vantaggi rispetto ad altri modelli animali. come described sopra, esistono alcune somiglianze tra la suina e l'ambiente umano, che permette la traduzione relativamente veloce di nuove tecniche nella pratica clinica. La tecnica del trapianto è tecnicamente più semplice rispetto ai modelli di roditori. Inoltre, per il posizionamento dei cateteri venosi, i campioni di sangue periferico possono essere raccolti facilmente e trattati per ulteriori indagini. La raccolta delle urine permette un'ulteriore valutazione del danno renale e funzione. Per raccogliere campioni di urina, un catetere percutaneo può essere inserito nella vescica urinaria. Per evitare la manipolazione del maiale, l'estremità distale dovrebbe essere tunneling via sottocutanea alla parte posteriore dell'animale. Un'altra opzione per la raccolta delle urine è l'uso di gabbie metaboliche che consentono periodi prolungati di raccolta per stimare la clearance della creatinina e la concentrazione di biomarker aggiuntivi nelle urine. Ecografia, TAC, risonanza magnetica e le immagini sono possibili. Donazione dopo protocolli morte circolatori può essere imitato applicando caldoischemia prima il recupero. Inoltre, i maiali sono relativamente facili da gestire se castrato di limitare il loro comportamento aggressivo.

Gli svantaggi includono gli alti costi di acquisto degli animali, abitazioni, attrezzature mediche chirurgiche e altri, e di manodopera. Questi fattori significa che non è possibile includere un gran numero di animali in ciascun gruppo di studio. Inoltre, rispetto ai modelli di roditori, un numero limitato di riferimenti sono disponibili in letteratura per suini dati biologici normativi. In alternativa per la valutazione di nuove tecniche sviluppate, come ad esempio i metodi di conservazione nuovi, altri gruppi hanno descritto il normotermico ex vivo riperfusione come alternativa al trapianto renale 33,34. Questa tecnica è più facile da eseguire e meno costoso. Tuttavia, standardizzato il trapianto di rene trapiantato fornisce un modello più simile alla pratica clinica e permette più a lungo follow-up periodi. Pertanto, serve per un innesto più realistico valutaremento.

In conclusione, il modello suino di autotrapianto renale eterotopico fornisce una clinica importante scenario per indagare nuovi approcci innovativi per il miglioramento dei risultati trapianto di rene. In particolare, questo protocollo dispone di importanti dettagli tecnici che facilitino il successo creazione di un modello di autotrapianto renale e permette la rapida traduzione di nuove scoperte di studi clinici.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Ringraziamo Sorin Group (Milano, Italia), XVIVO Perfusion Inc. (Göteborg, Svezia) e Braun AG (Melsungen, Germania) per il loro supporto. Apprezziamo molto il sostegno della John David and Signy Eaton Foundation.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Attrezzatura per anestesia
Macchina per anestesia,Attrezzatura per anestesia Optimax ModuflexSN5180
Pompa di infusione 3.000SIMS Graseby LTD.
Linea di pompe per infusioneSmith Medical ASD Inc.21-0442-25
Catetere permanente per via endovenosa (9,5 Fr)Cook Medical CompanyG01865
Vapor di isoflurano 19,1Draeger Medical Canada Inc.N/A
Mallinckrodt, tubo tracheale, 6,5 mmCovidien Canada86449
Cuscinetto per terapia della temperaturaGaymar Industries IncTP26E
Ventilatore, AV 800DRE Apparecchiature mediche40800AVV
Warm Touch, Sistema di riscaldamento del pazienteNellcor/ Covidien Canada5015300A
NomeAziendaNumero di catalogoComments
Surgical Equipment
Divaricatore addominaleMedite GmbH07-0001-00
Punzone per aorta/vena 4,0 mm, rotondoScanlan International Inc.1001-602
De Bakey, periferica atraumatica, morsettoAesculap Inc.FB463R
De Bakey-Beck, Vena cava atraumatica, ClampAesculap Inc.FB519R
De Bakey, Mini-Bulldog atraumatico, StraightAesculap Inc.FB422R
De Bakey, Mini-Bulldog atraumatico,Aesculap curvo Inc.FB423R
De Bakey, Morsetto per coartazione atraumatica,Aesculap angolato Inc.FB453R
Lama di dissezione #11Feather Safety Razor Co.089165B
Connettore (1/4") con luer lock maschioSorin Group Inc.AB1452
Set di amministrazione del fegato (linea di lavaggio)CardioMed Supplies Inc17175
Maxon, 1per aspirazione Covidien Canada606173
Med-RxBenlan Inc.70-8120
Borsa per organiCardioMed Supplies Inc2990
Potts – De Martel, ForbiciAesculap Inc.BC648R
Cannula dell'arteria renale, 1.6"Sorin Group Inc.VC-11000
Sofsilk, 2-0Covidien CanadaS405
Sofsilk, 3-0Covidien CanadaS404
Satinsky, Morsetto per cava sopraepaticaAesculap Inc.FB605R
Punta di aspirazioneTyco Healthcare Group LP8888501023
Surgipro II, 6-0Covidien CanadaVP733X
Valleylab, matita cautericaCovidien CanadaE2515H
Valleylab, Force TxValleylab Inc.
Valleylab, Elettrodo di ritorno del pazienteCovidien CanadaE7507
NomeAziendaNumero di catalogoComments
Medication
Atropine Sulfate 15 mg/30 mlRafter 8 Prodotti238481
Buprenorfina 0,3 mg/mlRB Pharmaceuticals LDT N/A
Ceftiofur 3 mg/mlPfizer Canada Inc.11103
Cefazolina 1 gPartner farmaceutici del Canada Inc.
Fentanil citrato 0,25 mg/5 mlSandoz Canada Inc.
Eparina 10.000 iU/10 mlSandoz Italia Inc.10750
Soluzione di istidina-triptofano-chetoglutarato (HTK)MethapharmCU001LBG
Isoflurano 99,9%, 250 mlPharmaceutical Partners of Canada Inc.
Ketamina cloridrato  5.000 mg/50 mlBimeda-MTC Animal Health Inc.
Suoneria lattata" s + 5% Destrosio 1 LBaxter CorporationJB1064
Ringer lattato' s 1 LBaxter CorporationJB2324
Metronidazolo 500 mg/100 mlBaxter Corporation870420
Midazolam 50 mg/10 mlPartner farmaceutici del Canada Inc.
Noradrenalina 16 mg/250 ml Destrosio 5%Baxter CorporationN/A
Pantoprazolo 40 mgSandoz Canada Inc.
Papaverina 65 mg/2 mlSandoz Canada Inc.9881
Propofol 1.000 mg/100 mlPharmascience Inc.
soluzione salina 0,9%, 1 LBaxter Corporation60208
Solu-Medrol 500 mgPfizer Canada Inc.
VerapamilSandoz Canada Inc.
Xilocaina Endotracheale 10 mg/50 mlAstraZeneca2003767
SN300050447 tubo di collegamento 21615148022371382240434223192961231622429052306727224437923679632166739

Riferimenti

  1. Wolfe, R. A., Ashby, V. B., et al. Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant. N Engl J Med. 341 (23), 1725-1730 (1999).
  2. Ingsathit, A., Kamanamool, N., Thakkinstian, A., Sumethkul, V. Survival advantage of kidney transplantation over dialysis in patients with hepatitis C: a systematic review and meta-analysis. Transplantation. 95 (7), 943-948 (2013).
  3. Tonelli, M., Wiebe, N., et al. Systematic review: kidney transplantation compared with dialysis in clinically relevant outcomes. Am J Transplant. 11 (10), 2093-2109 (2011).
  4. Global Observatory on Donation & Transplantation. , Available from: http://www.transplant-observatory.org/Pages/home.aspx (2014).
  5. Matas, A. J., et al. OPTN/SRTR Annual Data Report 2012: Kidney. Am J Transplant. 14, Suppl 1. (2014).
  6. Rahmel, A. Annual Report 2013 - Eurotransplant International Foundation. . , Available from: https://www.eurotransplant.org/cms/mediaobject.php?file=AR20135.pdf (2013).
  7. Morrissey, P. E., Monaco, A. P. Donation after circulatory death: current practices, ongoing challenges, and potential improvements. Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).
  8. Maggiore, U., Oberbauer, R., et al. Strategies to increase the donor pool and access to kidney transplantation: an international perspective. Nephrol Dial Transplant. 30 (2), 217-222 (2014).
  9. Summers, D. M., Johnson, R. J., Hudson, A., Collett, D., Watson, C. J., Bradley, J. A. Effect of donor age and cold storage time on outcome in recipients of kidneys donated after circulatory death in the UK: a cohort study. Lancet. 381 (9868), 727-734 (2013).
  10. Wadei, H. M., Heckman, M. G., et al. Comparison of kidney function between donation after cardiac death and donation after brain death kidney transplantation. Transplantation. 96 (3), 274-281 (2013).
  11. Moers, C., Smits, J. M., et al. Machine perfusion or cold storage in deceased-donor kidney transplantation. N Engl J Med. 360 (1), 7-19 (2009).
  12. Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the intrarenal arteries and the kidney collecting system. Applied study for urological research and surgical training. J Urol. 172 (5 Pt 1), 2077-2081 (2004).
  13. Bagetti Filho, H. J. S., Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the renal venous arrangement and the kidney collecting system. J Urol. 179 (4), 1627-1630 (2008).
  14. Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: the preclinical model. J Biomed Biotechnol. 2011 (21), 532127(2011).
  15. Gallinat, A., Paul, A., et al. Role of oxygenation in hypothermic machine perfusion of kidneys from heart beating donors. Transplantation. 94 (8), 809-813 (2012).
  16. Thuillier, R., Allain, G., et al. Benefits of active oxygenation during hypothermic machine perfusion of kidneys in a preclinical model of deceased after cardiac death donors. J Surg Res. 184 (2), 1174-1181 (2013).
  17. Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Yates, P. J., Snoeijs, M. G. J., van Heurn, E. L. W., Nicholson, M. L. A pilot study assessing the feasibility of a short period of normothermic preservation in an experimental model of non heart beating donor kidneys. J Surg Res. 171 (1), 283-290 (2011).
  18. Delpech, P. O., Thuillier, R., et al. Effects of warm ischaemia combined with cold preservation on the hypoxia-inducible factor 1α pathway in an experimental renal autotransplantation model. Br J Surg. 101 (13), 1739-1750 (2014).
  19. Kirk, A. D. Crossing the bridge: large animal models in translational transplantation research. Immunol Rev. 196, 176-196 (2003).
  20. Golriz, M., Hafezi, M., et al. Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery. Clin Transplant. 27, Suppl 25. 6-15 (2013).
  21. He, B., Musk, G. C., Mou, L., Waneck, G. L., Delriviere, L. Laparoscopic surgery for kidney orthotopic transplant in the pig model. JSLS. 17 (1), 126-131 (2013).
  22. Faure, A., Maurin, C., et al. An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation. Transplant Proc. 45 (2), 672-676 (2013).
  23. Hosgood, S. A., Yates, P. J., Nicholson, M. L. 1400W reduces ischemia reperfusion injury in an ex-vivo porcine model of the donation after circulatory death kidney donor. World J Transplant. 4 (4), 299-305 (2014).
  24. Ghanekar, A., Mendicino, M., et al. Endothelial induction of fgl2 contributes to thrombosis during acute vascular xenograft rejection. J Immunol. 172 (9), 5693-5701 (2004).
  25. Ghanekar, A., Lajoie, G., et al. Improvement in rejection of human decay accelerating factor transgenic pig-to-primate renal xenografts with administration of rabbit antithymocyte serum. Transplantation. 74 (1), 28-35 (2002).
  26. Cowan, P. J., Cooper, D. K. C., d'Apice, A. J. F. Kidney xenotransplantation. Kidney Int. 85 (2), 265-275 (2014).
  27. Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography; a new technique. Acta radiol. 39 (5), 368-376 (1953).
  28. Hanto, D. W., Maki, T., et al. Intraoperative administration of inhaled carbon monoxide reduces delayed graft function in kidney allografts in Swine. Am J Transplant. 10 (11), 2421-2430 (2010).
  29. Maathuis, M. -H. J., Manekeller, S., et al. Improved kidney graft function after preservation using a novel hypothermic machine perfusion device. Ann Surg. 246 (6), 982-991 (2007).
  30. Gallinat, A., Paul, A., et al. Hypothermic reconditioning of porcine kidney grafts by short-term preimplantation machine perfusion. Transplantation. 93 (8), 787-793 (2012).
  31. Snoeijs, M. G., Matthijsen, R. A., et al. Autologous transplantation of ischemically injured kidneys in pigs. J Surg Res. 171 (2), 844-850 (2011).
  32. Golriz, M., Fonouni, H., Nickkholgh, A., Hafezi, M., Garoussi, C., Mehrabi, A. Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline. Eur Surg Res. 49 (3-4), 121-129 (2012).
  33. Hosgood, S. A., Bagul, A., Yang, B., Nicholson, M. L. The relative effects of warm and cold ischemic injury in an experimental model of nonheartbeating donor kidneys. Transplantation. 85 (1), 88-92 (2008).
  34. Hoyer, D. P., Gallinat, A., et al. Influence of oxygen concentration during hypothermic machine perfusion on porcine kidneys from donation after circulatory death. Transplantation. 98 (9), 944-950 (2014).

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