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Articolo metodologico

Glaucoma inducono Procedura in un

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⸱

DOI:

10.3791/53831

⸱

12 marzo 2016

 ,  , 
1Department of Biological Sciences, Western Michigan University, 2Department of Biomedical Sciences, Grand Valley State University

In questo articolo

Sommario

Il glaucoma è caratterizzato da danni alle cellule gangliari retiniche. L'induzione del glaucoma in modelli animali può fornire informazioni sullo studio di questa malattia. Qui, descriviamo una procedura che induce la perdita di RGC in un modello di ratto in vivo e dimostra la preparazione di retine a montaggio intero per l'analisi.

Abstract

Il glaucoma è una malattia del sistema nervoso centrale che colpisce le cellule gangliari retiniche (RGC). assoni RGC che costituiscono il nervo ottico portano input visivo al cervello per la percezione visiva. Danni alle RGCs e ai loro assoni porta alla perdita della vista e / o cecità. Anche se la causa specifica del glaucoma è sconosciuto, il fattore di rischio per la malattia è una pressione intraoculare. procedure di glaucoma che inducono in modelli animali sono uno strumento prezioso per i ricercatori che studiano il meccanismo della morte RGC. Tali informazioni possono portare allo sviluppo di trattamenti neuroprotettivi efficaci che potrebbero essere di aiuto nella prevenzione della perdita della vista. Il protocollo in questo documento descrive un metodo per indurre glaucoma - come condizioni in un modello di ratto in vivo dove 50 ml di 2 M salina ipertonica viene iniettato nel plesso venoso episclerale. Sbiancamento dei vasi indica iniezione di successo. Questa procedura provoca la perdita di RGCs per simulare il glaucoma. Un mese dopoiniezione, animali vengono sacrificati e gli occhi vengono rimossi. Successivamente, la cornea, lenti, e vitreo vengono rimossi per fare un oculare. La retina è poi sfogliato dalla parte posteriore dell'occhio e appuntato su piatti Sylgard utilizzando aghi di cactus. A questo punto, i neuroni della retina possono essere colorati per l'analisi. I risultati di questo laboratorio mostrano che circa il 25% dei RGCs sono persi entro un mese della procedura rispetto ai controlli interni. Questa procedura consente di analisi quantitativa di morte delle cellule gangliari della retina in un modello di topo di glaucoma in vivo.

Introduzione

Il glaucoma è un gruppo di malattie oculari che colpiscono i neuroni nella retina, in particolare, le cellule gangliari retiniche 1-2. Gli assoni di queste cellule convergono per diventare il nervo ottico che trasportano informazioni visive al cervello in cui viene percepita la visione. Danni alle RGCs e le loro assoni provoca quindi difetti visivi.

Le caratteristiche principali associati a disturbi glaucoma sono RGC degenerazione e la morte, aumento della pressione intraoculare (IOP), e coppettazione disco ottico e atrofia. Queste caratteristiche portano alla perdita del campo visivo o totale, la cecità irreversibile. Attualmente, il glaucoma ha causato la cecità in 70 milioni di persone in tutto il mondo 3. Come tale, essa è la terza causa mondiale di cecità 4.

Il meccanismo esatto della morte RGC nel glaucoma rimane sconosciuto. Gran parte della ricerca è stato fatto per svelare il mistero. È noto, tuttavia, che il principale fattore di rischio di glaucoma è un aumento in pressione intraoculare dovuta alla circolazione irregolare di umore acqueo (AH) nella camera anteriore dell'occhio. AH agisce come alternativa trasparente e incolore di sangue nella camera anteriore dell'occhio avascolare. Si nutre le cellule circostanti, rimuove i residui secreti dai processi metabolici, trasporti neurotrasmettitori, e permette la circolazione di farmaci e cellule infiammatorie all'interno dell'occhio durante gli stati patologici 1.

Il mantenimento della circolazione di umore acqueo coinvolge il corpo ciliare e trabecolato. umor acqueo è prodotto dal corpo ciliare. Esso fluisce poi nella camera anteriore per mantenere la salute generale del tessuto oculare. 75 - 80% del deflusso dell'umor acqueo viene secreto attivamente attraverso la non-pigmentazione dell'epitelio ciliare quando il fluido viene filtrato attraverso tre strati di tessuto spugnoso nel muscolo ciliare. Le uscite fluido attraverso il trabecolato e attraverso canale di Schlemm che empti nel sistema sanguigno 5 .Il restante 20 - 25% del deflusso bypassa trabecolare che è passivamente secreti da ultrafiltrazione e diffusione attraverso la via uveo-sclerale. Questo percorso sembra essere relativamente indipendente dalla pressione intraoculare 1.

Quando la produzione umore acqueo e deflusso sono in equilibrio, la pressione aumenta all'interno dell'occhio. Come detto, questo aumento della pressione intraoculare è il principale fattore di rischio per lo sviluppo di glaucoma. Tale pressione provoca danni agli strati intricate neuroni della retina nella parte posteriore dell'occhio. Danni ai assoni delle cellule gangliari della retina del nervo ottico fa sì che il cervello a non ricevere più accurate informazioni visive. Come risultato, la percezione di visione è persa e può verificarsi completa cecità.

Fino ad oggi, non esiste una cura per il glaucoma. Diversi metodi di trattamento esistenti che in primo luogo lo scopo di ridurre la pressione intraoculare. Questi includono attualitàclassi di farmaci come i bloccanti dei recettori beta1-adrenergici, o analoghi delle prostaglandine per uso topico. I beta-bloccanti riducono la pressione intraoculare riducendo la produzione di umore acqueo 7. Le prostaglandine funzione per ridurre la PIO aumentando il deflusso dell'umore acqueo 8-14. Alfa agonisti adrenergici e inibitori dell'anidrasi carbonica sono utilizzati anche come metodi secondari di trattamento. Alpha agonisti adrenergici aumentano deflusso attraverso la via uveosclerale 15-17. Inibitori dell'anidrasi carbonica riducono la produzione di AH per inibizione enzimatica 18. Molto procedure più invasive vengono utilizzati anche per il trattamento del glaucoma. Trabeculoplastica laser è usato per aumentare il deflusso dell'umore acqueo 19. Un'altra terapia chirurgica, chiamata trabeculectomia, crea un sito di drenaggio alternativo per filtrare AH quando il percorso trabecolare tradizionale è bloccato 20-21.

Queste opzioni di trattamento sono stati conosciuti per effettivamente ridurre la IOP. Tuttavia, fino al 40% dei pazienti affetti da glaucoma mostrano normali livelli di IOP suggerendo la necessità di metodi terapeutici più completi. 22,23 Inoltre, la morte delle cellule gangliari della retina visto nel glaucoma è irreversibile, una volta che inizia e trattamenti attuali non si fermano la progressione della malattia 24-28. Ciò ha evidenziato la necessità di efficaci terapie neuroprotettive che colpiscono la sopravvivenza dei neuroni stessi. Sviluppo di modelli glaucoma è fondamentale per questo sviluppo.

In questo studio stiamo dimostrando un metodo di indurre effetti glaucoma simili nei ratti adulti lungo Evans utilizzando una procedura modificata originariamente delineato da Morrison 29. In questa procedura, iniezioni di 2 M soluzione salina ipertonica nel plesso venoso episclerale induce condizioni di glaucoma, come da cicatrici di tessuto per ridurre deflusso dell'umore acqueo nel trabecolato che porta a un aumento della pressione intraoculare e una significativa perdita di RGCs wntro un mese dalla procedura di 30-31. procedure di glaucoma che inducono, come quella descritta qui, può essere la chiave per sbloccare nuovi sviluppi nel trattamento del glaucoma.

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Protocollo

Tutte le procedure che utilizzano soggetti animali sono stati in conformità con gli standard dell'Istituto di cura degli animali e del Comitato uso (IACUC) alla Western Michigan University.

1. Gli animali

  1. Utilizzare i ratti maschi e femmine 3 mesi di età in questo studio.
  2. Mantenere gli animali in un ciclo di 12 ore luce / buio con libero accesso a cibo e acqua.

2. Preparazione di KAX Cocktail per anestesia degli animali

  1. Sciogliere 50 mg di xilazina (20 mg / ml) in 5 ml di ketamina (100 mg / ml) con 1 ml acepromazine (10 mg / ml) e 3 ml di acqua distillata. Mescolare accuratamente.
  2. Sterilizzazione con un filtro a siringa e conservare questa soluzione in un flacone di siero 10 ml.

3. KAX Iniezione

  1. Pesare animale (g) e ritornare alla gabbia fino pronta per l'iniezione.
  2. Iniettare 0,1 ml KAX / 100 g di peso corporeo degli animali per via intraperitoneale, utilizzando una siringa da insulina da 1 ml con un ago 28 G.
  3. consentireper animali a perdere conoscenza. Controllare riflessi pizzicare i piedi e la coda.
  4. Mantenere tutti gli animali in modo sicuro in laboratorio per la durata dell'intervento.
  5. Post-operatorio, sostituire gli animali nelle loro gabbie e mantenere confortevole a RT finché non viene ripreso conoscenza. Solo tornare animali per l'impianto degli animali quando gli animali si svegliano e riprendere un comportamento normale.

4. preparazione per la chirurgia e montaggio Microneedle

  1. Fare uno sterile 2 soluzione M NaCl.
  2. Utilizzare un estrattore microelettrodo (Figura 1C) per tirare uno 0,86 millimetri di diametro interno pesante standard di lucido e tubo borosilicato a parete sottile in due microaghi di vetro finemente conici (Figura 1D, 1E Figura).
  3. Backfill un microago dal passaggio precedente con 2 M soluzione salina con un ago riempimento siringa e una siringa da 1 ml (Figura 1B). Toccare le bolle d'aria dalla punta dell'elettrodo.
  4. Riempire una seconda siringa da 1 ml con 2 MNaCl. Collegare un ago G 18 e quindi collegare una lunghezza (circa 10 pollici) di tubo in polietilene (Figura 1A). Utilizzare lo stantuffo della siringa per riempire il tubo di polietilene con soluzione fisiologica attraverso l'ago.
  5. Quando sia il microago e tubetti sono riempite con soluzione salina, collegare accuratamente i due. Eliminare eventuale aria nella connessione tra loro (figura 2).
  6. Finemente smussare la punta del microago raschiandola molto leggermente contro il grano di un tovagliolo di carta corso.
  7. Controllare la resistenza del microago spingendo delicatamente lo stantuffo della siringa fino a quando un bel flusso di liquido può essere visto sul tovagliolo di carta. Il flusso di liquido deve essere più largo 0,5 mm.

5. Preparazione di Animal

  1. Applicare 1 - 2 gocce di anestetico topico per cornea (proparacaina cloridrato soluzione oftalmica, USP, 0,5%). Attendere fino a quando non si verifica alcun riflesso oculare.
  2. Trim baffi con le forbici.
  3. Saturate un cotton-fioc con la soluzione betadine e zona tampone intorno all'occhio sperimentale.
  4. Utilizzando un microscopio, allegare un emostatico per bloccare la palpebra inferiore a gonfiarsi l'occhio, esporre la vena episclerale e limitare il movimento degli occhi. (Figura 3, punta di freccia)

6. Saline iniezione glaucoma che inducono

  1. Quando l'assemblea microneedle e l'animale sono preparati, iniziare le iniezioni.
  2. Quando l'animale si conferma essere insensibile a piedi / coda pizzico, perforare con attenzione la vena episclerale con il microago, venendo ad un angolo basso tra i 10 ei 20 gradi alla vena (Figura 3, freccia bianca). Una puntura successo nella vena è evidente quando il sangue entra nella punta del microago (Figura 3, freccia nera).
  3. Lentamente e manualmente iniettare circa 50 microlitri di soluzione salina nella vena. Questo dovrebbe prendere circa 10 sec. Le vene saranno sbollentare bianca come il sale circola through del sistema vascolare (figura 4, punta di freccia). Alcune regioni possono mantenere un aspetto rosso sangue (figura 4, freccia).
    1. Eseguire una seconda iniezione nella vena, opposto al sito del primo, per garantire completa danno retinico allo strato completo di cellule gangliari retiniche.
      Nota: In pochi minuti, si dovrebbe vedere un aspetto torbido distinta attraverso l'iride dell'occhio come sali circola attraverso il sistema vascolare.
  4. Lasciare l'occhio opposto greggia per uso come controllo interno.

7. il recupero degli animali

  1. Rimuovere la pinza emostatica.
  2. Utilizzare un applicatore di cotone per applicare tripla pomata antibiotica (Bacitracin di zinco, solfato di neomicina, polymysin B solfato) al sito bloccato dalla pinza emostatica e ai siti di iniezione. Il danno tissutale intorno all'occhio non si verifica utilizzando la pinza emostatica.
  3. > Luogo anestetizzato animali nelle loro gabbie su un circolante coperta di acqua calda per previpotermia ent. Mantenere gli animali sotto osservazione fino a quando la coscienza e il comportamento normale sono riacquistato. Trasportare animali svegli di nuovo alla colonia degli animali. Animali rimangono nella colonia fino al momento del sacrificio.

8. sacrificio animale e rimozione Retina

  1. Un mese dopo la procedura per indurre il glaucoma, gli animali sono eutanasia da CO 2 asfissia e la puntura toracica secondaria.
    1. Posto l'animale nella camera e mettere il coperchio saldamente.
    2. Aprire le valvole di CO 2 e regolatore del gas per permettere al 20% del volume / min CO 2 spostamento ossigeno nella camera.
    3. Lasciare quattro a 5 minuti per l'animale a scadenza.
    4. Spegnere entrambe le valvole.
    5. Rimuovere animale dalla camera ed eseguire una puntura toracico secondario con un bisturi sterile.
  2. Dopo l'eutanasia, usare un bisturi per tagliare il tessuto connettivo nella cavità orbitale che circonda l'occhio, being attenzione a non tagliare nel bulbo oculare stesso.
  3. usare cautela forbici bordo curvo per tagliare il nervo ottico e qualsiasi tessuto rimanente per estrarre il bulbo oculare intatta. Mettere bulbo oculare estratto in una sterile 60 millimetri x 15 mm piastra di Petri monouso contenente PBS fresco.
  4. Fare un oculare dal bulbo oculare. Per fare questo, fare una piccola incisione con il bisturi appena posteriore al confine tra l'iride e la sclera. Seguire questa incisione intorno alla circonferenza dell'occhio con piccole forbici a molla per rimuovere dell'emisfero corneale dal bulbo oculare. L'emisfero collegato al nervo ottico rimane.
  5. Trova la retina molto sottile di colore rosa / beige all'interno della conchiglia oculare dall'animale eutanasia. Tenere lo strato pigmentato della retina con una pinza smussati per stabilizzare il paraocchi. Utilizzare un altro paio di pinze chiuse per prendere in giro molto delicatamente tutta la retina intatto al largo della parte posteriore dell'occhio. Evitare di pizzicare, tirare, o tirando direttamente la retina.
  6. Utilizzare piccole forbici per tagliare la primaveraarea in cui il nervo ottico è ancora attaccato alla retina.
  7. Assicuratevi di tagliare via ogni residuo di epitelio pigmentato o tessuto sclerale dalla retina.
  8. Usando una pipetta di trasferimento, trasferire molto delicatamente la retina isolata ad un Sylgard pulito rivestito 35 millimetri x 10 mm piastra di Petri contenente PBS fresco.

9. tutto il montaggio Retina Preparazione

  1. Una volta nel piatto Sylgard, usare una pinza e un ago cactus al pin della retina in posizione. Mantenere lo strato di cellule gangliari della retina rivolto verso l'alto e verso il basso del nervo ottico. forma emisferica della retina è notevole, anche dopo la fissazione. La curvatura della retina si arricciano verso il soffitto quando lo strato di cellule gangliari retiniche è nell'orientamento desiderato.
  2. Utilizzare piccole forbici per tagliare la retina in quattro quadranti, rendendo la forma di un quadrifoglio irradia dalla testa del nervo ottico.
  3. Pin i quadranti della retina con aghi di cactus aggiuntive per rendere la retina più piatta possibile without allungamento (Figura 5).
  4. Fissare le retine riposte nel piatto Sylgard con 3 ml di paraformaldeide al 4% O / N a temperatura ambiente.

10. Anticorpo colorazione di Retina

Nota: retine Stain fissi con anticorpi primari e secondari per la visualizzazione neuroni della retina (Figura 6).

  1. Risciacquare, retine piatto montato fisso tre volte per 2 minuti ciascuno in PBS.
  2. Permeabilize le retine con 1% Triton X-100 con 1% di siero fetale bovino in PBS per 60 min.
  3. Sciacquare retine per tre volte, 2 min ciascuna, in PBS.
  4. Risciacquare due volte con 0,1% Triton X-100 in PBS, 5 min a lavaggio.
  5. Sciacquare due volte con PBS, 5 minuti a lavaggio.
  6. Incubare con 1% Triton X-100 e 1% di siero bovino fetale in PBS a temperatura ambiente per 45 min.
  7. Risciacquare due volte con 0,1% Triton X-100 in PBS, 5 min a lavaggio.
  8. Sciacquare due volte con PBS, 5 minuti a lavaggio.
  9. Incubare ciascuna retina in 3 ml 1% di siero fetale bovino in PBScon il mouse purificato anti-topo CD90 / mouse CD90.1 (1: 300 diluizione) O / N a RT.
  10. Risciacquare retine volta con 0,1% Triton X-100 in PBS per 5 min.
  11. Sciacquare due volte con PBS, 5 minuti a lavaggio.
  12. Incubare ciascuna retina in 3 ml di PBS (senza FBS) con secondario Alexa Fluor 594 capra anti-IgG di topo (1: 300) O / N a RT.
  13. Lavare retine con PBS liberamente.
  14. Utilizzando un microscopio da dissezione, rimuovere con attenzione gli aghi di cactus dalla retina.
  15. trasferire delicatamente retine su vetrini da microscopio con una pipetta di trasferimento. Assicurarsi di mantenere l'orientamento con strato di cellule gangliari della retina di fronte al soffitto. forma emisferica della retina è notevole, anche dopo la fissazione. La curvatura della retina si arricciano verso il soffitto quando lo strato di cellule gangliari retiniche è nell'orientamento desiderato.
  16. Assorbire ogni eccesso di PBS con KimWipe o altro materiale assorbente. Fare attenzione a non assorbire la retina.
  17. Aggiungere 5 gocce di ½ glicerolo e ½ PBS in peso per la mattinamezzi ontaggio.
  18. Coprire retina con vetrino, evitando bolle d'aria.
  19. coprioggetto protetta tramite smalto trasparente, colla o altro adesivo.

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Risultati

Questa sezione illustra i componenti apparecchiature e procedure utilizzate per indurre condizioni di glaucoma, come in un topo modello di glaucoma in vivo. Mostriamo i singoli strumenti e delle attrezzature utilizzate per eseguire una iniezione salina ipertonica che provoca un aumento della pressione intraoculare. Mostriamo l'iniezione nel plesso venoso episclerale con il suo effetto scottatura caratteristico e l'aspetto torbido della camera anteriore risultante. Abbiam...

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Discussione

Questo protocollo descrive un metodo per indurre condizioni glaucoma simile in un modello in vivo di ratto in. Questa procedura utilizza una iniezione di soluzione salina ipertonica per indurre cicatrici nel trabecolato 29, 32. Sviluppare tessuto cicatriziale occlude il deflusso dell'umore acqueo che aumenta la pressione nella camera anteriore. Con diminuito deflusso e la pressione si accumulano, la lente sospesa da legamenti elastici spinge indietro nella camera vitrea. vitreo poi appli...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno interessi in conflitto o in competizione da rivelare.

Ringraziamenti

C. Linn è supportato da una sovvenzione NIH (NIH NEI EY022795).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Xilazina cloridrato, minimo 99%Sigma, Life ScienceX1251-1G
Ketamina cloridrato iniezione, USP, 100 mg/mlPutney, IncNDC 26637-411-01Flacone da 10 ml
Acepromazina Maleato, 10 mg/mlPhoenix Pharmaceutical, IncNDC 57319-447-04, 670008L-03-0408Flacone da 50 ml
Flacone di siero, VWR da 10 ml16171319Vetro borosilicato
Siringa da insulina da 1 ml.Ago VWRBD32941028 G 
Cloruro di sodioSigmaS7653Soluzione 2 M 
Estrattore per microelettrodi Narishige GroupPP-830
Tubi in borosilicato standard e a parete sottile lucidati pesante Sutter InstrumentsB150-86-10HPda 0,86 mm
per il riempimento di micropipetteWorld Precision Instruments, IncMF28G
Ago Luer-Lock calibro 18Fisher Scientific1130421Ago per siringa
polietileneFisher Scientific220469410,034 pollici di diametro, circa 10 pollici...
Soluzione oftalmica di proparacaina cloridrato, USP, 0,5%Akorn, IncNDC 17478-263-1215 ml  flacone sterile 
Forbici curveStrumenti di scienze fini14061-11
MicroscopioLeicaStereoZoom 4
 Fine Science Tools1310912bordo curvo
Triplo unguento antibiotico Fisher ScientificNC0664481
Manico per bisturiStrumenti per la scienza 10004-13
Lama per bisturi #11Strumenti per la scienza fine 10011-00
Piastra di Petri monouso 60 mm x 15 mmVWR351007
salina tamponata con fosfato 10x ConcentratoSigma, Life Science P7059-1L1x diluizione 
Forbici a mollaStrumenti di scienza fine 15009-08
Pinze (2), Dumont # 5Fine Science Tools11251-30
Pipette di trasferimento da 3 ml, polietilene, non steriliBD Biosciences357524 o 52947-948Graduazioni da 1 e 2 ml
35 mm x 10 mm Piastra di Petri Easy Grip...BD Biosciences351008
Sylgard 184VWR102092-312
cactus
ParaformaldeideEMD Millipore PX0055-3 o 818715.0100Trasformato in una soluzione al 4% 
Triton X-100SigmaT9284-100 mlTrasformato in una soluzione all'1% e allo 0,1% 
Siero fetale bovino Atlanta BiologicalS11150500 ml
Topo Purificato Anti-Rat CD90/topo CD90.1BD PharmingenCat 554892diluizione 1:300 
Alexa Fluor 594 capra anti-topo Tecnologie per la vita A11005Diluizione 1:300 
Vetrini per microscopioCorning 2948-75x25
GliceroloSigma G5516-100 ml50% di glicerolo al 50% di PBS, in peso 
Vetro di copertura Corning 2975-225Spessore 1 22 x 50 mm
Microscopio confocaleNikon C2 Eclipse Ti
senza filamento, ago per siringa Microfil Tubo flessibile in Morsetto emostatico soluzione Aghi di

Riferimenti

  1. Goel, M., Picciani, R. G., Lee, R. K., Bhattacharya, S. K. Aqueous Humor Dynamics: A Review. Open Ophthalmol. J. 4, 52-59 (2010).
  2. Thylefors, B., Negrel, A. D. The global impact of glaucoma. Bull. World Health Organ. 72 (3), 323-326 (1994).
  3. Thylefors, B., Negrel, A. D., Pararajasegaram, R., Dadzie, K. Y. Global data on blindness. Bull. World Health Organ. 73 (1), 115-121 (1995).
  4. Roodhooft, J. M. Leading causes of blindness worldwide. Bull Soc. Belge. Ophtalmol. 283, 19-25 (2002).
  5. Sacca, S., Pulliero, A., Izzotti, A. The Dysfunction of the Trabecular Meshwork During Glaucoma Course. J. Cell. Physiol. 230 (3), 510-525 (2014).
  6. McKinnon, S. J., Goldberg, L. D., Peeple, P., Walt, J. G., Bramley, T. J. Current Management of Glaucoma and the Need for Complete Therapy. Am. J. Manag. Care. 14 (1 Suppl), S20-S27 (2008).
  7. Lee, D. A., Higginbotham, E. J. Glaucoma and its treatment: a review. Am. J. Health Syst. Pharm. 62, 691-699 (2005).
  8. Brandt, J. D., Vandenburgh, A. M., Chen, K., Whitcup, S. M. Bimatoprost Study Group. Comparison of once- or twice-daily bimatoprost with twice-daily timolol in patients with elevated IOP: a 3-month clinical trial. Ophthalmology. 108, 1023-1031 (2001).
  9. Camras, C. B. Comparison of latanoprost and timolol in patients with ocular hypertension and glaucoma: a six-month masked, multicenter trial in the United States. The United States Latanoprost Study Group. Ophthalmology. 103, 138-147 (1996).
  10. Netland, P. A., et al. Travoprost compared with latanoprost and timolol in patients with open-angle glaucoma or ocular hypertension. Am. J. Ophthalmol. 132, 472-484 (2001).
  11. Sherwood, M., Brandt, J. Bimatoprost Study Groups 1 and 2. Six-month comparison of bimatoprost once-daily and twice-daily with timolol twice-daily in patients with elevated intraocular pressure. Surv. Ophthalmol. 45 (Suppl 4), S361-S368 (2001).
  12. Watson, P., Stjernschantz, J. A six-month, randomized, double-masked study comparing latanoprost with timolol in open-angle glaucoma and ocular hypertension. The Latanoprost Study Group. Ophthalmology. 103, 126-137 (1996).
  13. Hedman, K., Alm, A., Gross, R. L. Pooled-data analysis of three randomized double-masked, six-month studies comparing intraocular pressure-reducing effects of latanoprost and timolol in patients with ocular hypertension. J. Glaucoma. 12 (6), 463-465 (2003).
  14. Schumer, R. A., Podos, S. M. The nerve of glaucoma! Arch. Ophthalmol. 112, 37-44 (1994).
  15. Tsai, J. C., Chang, H. W. Comparison of the effects of brimonidine 0.2% and timolol 0.5% on retinal nerve fiber layer thickness in ocular hypertensive patients: a prospective, unmasked study. J. Ocul. Pharmacol. Ther. 21 (6), 475-482 (2005).
  16. Wilhelm, B., Ludtke, H., Wilhelm, H. The BRAION Study Group. Efficacy and tolerability of 0.2% brimonidine tartrate for the treatment of acute non-arteritic anterior ischemic optic neuropathy (NAION): a 3-month, double-masked, randomised, placebo-controlled trial. Graefes Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 244, 551-558 (2006).
  17. Fazzone, H. E., Kupersmith, M. J., Leibmann, J. Does topical brimonidine tartrate help NAION? Br. J. Ophthalmol. 87, 1193-1194 (2003).
  18. Harris, A., Arend, O., Kagemann, L., Garrett, M., Chung, H. S., Martin, B. Dorzolamide, visual function and ocular hemodynamics in normal-tension glaucoma. J. Ocul. Pharmacol. Ther. 15, 189-197 (1999).
  19. Leahy, K. E., White, A. J. Selective laser trabeculoplasty: current perspectives. Clin. Ophthalmol. 11 (9), 833-841 (2015).
  20. Nesaratnam, N., Sarkies, N., Martin, K. R., Shahid, H. Pre-operative intraocular pressure does not influence outcome of trabeculectomy surgery: a retrospective cohort study. BMC Ophthalmol. 15 (1), 17(2015).
  21. Cairns, J. E. Trabeculectomy. Preliminary report of a new method. Am. J. Ophthalmol. 66 (4), 673-679 (1968).
  22. Cheng, J. W., Cai, J. P., Wei, R. L. Meta-analysis of medical intervention for normal tension glaucoma. Ophthalomology. 116 (7), 1243-1249 (2009).
  23. Dielmans, I., Vingerling, J. R., Wolfs, R. C. W., Hofman, A., Grobbee, D. E., deJong, P. T. V. M. The prevalence of primary open-angle glaucoma in a population based study in The Netherlands: the Rotterdam Study. Ophthalmology. 101, 1851-1855 (1994).
  24. Lichter, P. R., et al. Interim clinical outcomes in the Collaborative Initial Glaucoma Treatment Study comparing initial treatment randomized to medications or surgery. Ophthalmology. 108 (11), 1943-1953 (2001).
  25. Heijl, A., et al. Reduction of intraocular pressure and glaucoma progression: results from the Early Manifest Glaucoma Trial. Arch. Ophthalmol. 120 (10), 1268-1279 (2002).
  26. Kass, M. A., et al. The Ocular Hypertension Treatment Study: a randomized trial determines that topical ocular hypotensive medication delays or prevents the onset of primary open-angle glaucoma. Arch. Ophthalmol. 120 (6), 701-713 (2002).
  27. Beidoe, G., Mousa, S. A. Current primary open-angle glaucoma treatments and future directions. Clin. Ophthalmol. 6, 1699-1707 (2012).
  28. Jeong, J. H., Park, K. H., Jeoung, J. W., Kim, D. M. Preperimetric normal tension glaucoma study: long-term clinical course and effect of therapeutic lowering of intraocular pressure. Acta. Ophthalmol. 92 (3), e185-e193 (2014).
  29. Morrison, J. C., Moore, C. G., Deppmeier, L. M., Gold, B. G., Meshul, C. K., Johnson, E. C. A Rat Model of Chronic Pressure-Induced Optic Nerve Damage. Exp. Eye Res. 64 (1), 85-96 (1997).
  30. Morrison, J. C., Johnson, E., Cepurna, W. O. Rat Models for Glaucoma Research. Prog. Brain Res. 173, 285-301 (2008).
  31. Iwamoto, K., Birkholz, P., Schipper, A., Mata, D., Linn, D. M., Linn, C. L. A Nicotinic Acetylcholine Receptor Agonist Prevents Loss of Retinal Ganglion Cells in a Glaucoma Model. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 55 (2), 1078-1087 (2014).
  32. Morrison, J. C., Fraunfelder, F. W., Milne, S. T., Moore, C. G. Limbal Microvasculature of the Rat Eye. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 36 (3), 751-756 (1995).
  33. McKinnon, S. J., Schlamp, C. L., Nickells, R. W. Mouse Models of Retinal Ganglion Cell Death and Glaucoma. Exp. Eye Res. 88 (4), 816-824 (2009).
  34. Maass, A., et al. Assessment of Rat and Mouse RGC Apoptosis Imaging in Vivo with Different Scanning Laser Ophthalmoscopes. Curr. Eye Res. 32 (10), 851-861 (2007).
  35. Li, Y., Schlamp, C. L., Nickells, R. W. Experimental induction of retinal ganglion cell death in adult mice. Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. 40 (5), 1004-1008 (1999).
  36. Gross, R. L., et al. A mouse model of elevated intraocular pressure: retina and optic nerve findings. Trans. Am. Ophthalmol. Soc. 101, 163-171 (2003).
  37. Cenni, M. C., Bonfanti, L., Martinou, J. C., Ratto, G. M., Strettoi, E., Maffei, L. Long-term survival of retinal ganglion cells following optic nerve section in adult bcl-2 transgenic mice. Eur. J. Neurosci. 8 (8), 1735-1745 (1996).
  38. Templeton, J. P., Geisert, E. E. A practical approach to optic nerve crush in the mouse. Mol. Vis. 18, 2147-2152 (2012).
  39. Schlamp, C. L., Johnson, E. C., Li, Y., Morrison, J. C., Nickells, R. W. Changes in Thy1 gene expression associated with damaged retinal ganglion cells. Mol. Vis. 7, 192-201 (2001).
  40. Libby, R. T., et al. Susceptibility to neurodegeneration in a glaucoma is modified by Bax gene dosage. PLoS Genet. 1, 17-26 (2005).
  41. Yang, Z., et al. Changes in gene expression in experimental glaucoma and optic nerve transection: the equilibrium between protective and detrimental mechanisms. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 48 (12), 5539-5548 (2007).
  42. Huang, W., Fileta, J., Guo, Y., Grosskreutz, C. L. Downregulation of Thy1 in retinal ganglion cells in experimental glaucoma. Curr. Eye Res. 31 (3), 265-271 (2006).
  43. Smedowski, A., Pietrucha-Dutczak, M., Kaarniranta, K., Lewin-Kowalik, J. A rat experimental model of glaucoma incorporating rapid-onset elevation of intraocular pressure. Sci. Rep. 4, 1-11 (2014).
  44. Cone, F. E., Gelman, S. E., Son, J. L., Pease, M. E., Quigley, H. A. Differential susceptibility to experimental glaucoma among 3 mouse strains using bead and viscoelastic injection. Exp. Eye Res. 91 (3), 415-424 (2010).
  45. Pease, M. E., Cone, F. E., Gelman, S., Son, J. L., Quigley, H. A. Calibration of the TonoLab tonometer in mice with spontaneous or experimental glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 52 (2), 858-864 (2011).
  46. Cone, F. E., et al. The effects of anesthesia, mouse strain and age on intraocular pressure and an improved murine model of experimental glaucoma. Exp. Eye Res. 99, 27-35 (2012).
  47. Frankfort, B. J., et al. Elevated intraocular pressure causes inner retinal dysfunction before cell loss in a mouse model of experimental glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 54 (1), 762-770 (2013).
  48. Sappington, R. M., Carlson, B. J., Crish, S. D., Calkins, D. J. The microbead occlusion model: a paradigm for induced ocular hypertension in rats and mice. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 51 (1), 207-216 (2010).
  49. Kalesnykas, G., et al. Retinal ganglion cell morphology after optic nerve crush and experimental glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 53 (7), 3847-3857 (2012).
  50. Cone-Kimball, E., et al. Scleral structural alterations associated with chronic experimental intraocular pressure elevation in mice. Mol. Vis. 19, 2023-2039 (2013).
  51. Samsel, P. A., Kisiswa, L., Erichsen, J. T., Cross, S. D., Morgan, J. E. A novel method for the induction of experimental glaucoma using magnetic microspheres. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 52 (3), 1671-1675 (2011).
  52. WoldeMussie, E., Ruiz, G., Wijono, M., Wheeler, L. A. Neuroprotection of retinal ganglion cells by brimonidine in rats with laser-induced chronic ocular hypertension. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 42 (12), 2849-2855 (2001).
  53. Garcia-Valenzuela, E., Shareef, S., Walsh, J., Sharma, S. C. Programmed cell death of retinal ganglion cells during experimental glaucoma. Exp. Eye Res. 61 (1), 33-44 (1995).
  54. Aihara, M., Lindsey, J. D., Weinreb, R. N. Experimental mouse ocular hypertension: establishment of the model. Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. 44 (10), 4314-4320 (2003).
  55. Ji, J., et al. Effects of elevated intraocular pressure on mouse retinal ganglion cells. Vision Res. 45 (2), 169-179 (2005).
  56. Flammer, J., et al. The eye and the heart. Eur. Heart J. 34 (17), 1270-1278 (2013).
  57. Gugleta, K., et al. Association between risk factors and glaucomatous damage in untreated primary open-angle glaucoma. J. Glaucoma. 22 (6), 501-505 (2013).
  58. Mozaffarieh, M., Flammer, J. New insights in the pathogenesis and treatment of normal tension glaucoma. Curr. Opin. Pharmacol. 13 (1), 43-49 (2013).

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