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Articolo metodologico

A monte intero

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DOI:

10.3791/53968

⸱

15 marzo 2016

 ,  , 
1Department of Geobiology, Georg-August University of Göttingen

In questo articolo

Sommario

L'obiettivo di questo protocollo è fornire agli utenti una serie di metodi per la decapsulazione ad alto rendimento di embrioni e larve di Lymnaea stagnalis in preparazione per l'ibridazione in situ dell'intera montatura e per i successivi trattamenti pre e post-ibridazione.

Abstract

Montare tutto ibridazione in situ (WMISH) è una tecnica che consente la risoluzione spaziale di molecole di acido nucleico (spesso mRNA) all'interno di una preparazione dei tessuti 'intero monte', o stadio di sviluppo (ad esempio, un embrione o larva) di interesse. WMISH è estremamente potente, perché può contribuire in modo significativo alla caratterizzazione funzionale di genomi complessi metazoi, una sfida che sta diventando sempre più di un collo di bottiglia con il diluvio di dati di sequenza di prossima generazione. Nonostante la semplicità concettuale della tecnica molto tempo è spesso necessaria per ottimizzare i vari parametri inerenti esperimenti WMISH per sistemi modello nuovi; sottili differenze nelle proprietà cellulari e biochimiche tra tipi di tessuto e le fasi di sviluppo significa che un singolo metodo WMISH potrebbe non essere adatto per tutte le situazioni. Abbiamo sviluppato una serie di metodi WMISH per il modello gasteropode Lymnaea stagnalis riemergenti che generano coerente esegnali WMISH chiari per una serie di geni, e in tutte le fasi di sviluppo. Questi metodi includono l'assegnazione di larve di sconosciuto età cronologica a una finestra ontogenetica, la rimozione efficiente di embrioni e larve dalle loro capsule uovo, l'applicazione di un idoneo trattamento con proteinasi-K per ogni finestra ontogenetica e ibridazione, post-ibridazione e immunolocalizzazione gradini. Questi metodi forniscono una base da cui il segnale risultante per un dato trascrizione di RNA può essere ulteriormente raffinato con aggiustamenti specifici sonda (principalmente sondare concentrazione e temperatura di ibridazione).

Introduzione

I molluschi sono un gruppo di animali che tengono l'interesse di una vasta diversità di discipline scientifiche. Nonostante la loro diversità morfologica 1, ricchezza di specie (secondo solo a Artropodi in termini di numero di specie 2) e rilevanza per una vasta gamma di commerciali 3, 4 medici e scientifici questioni 5-8, ci sono relativamente poche specie di molluschi che possono vantare di essere entrambi i modelli scientifici ben attrezzate e facili da mantenere in un ambiente di laboratorio. Un mollusco che è molto utilizzato da discipline come la neurobiologia 9, ecotossicologia 10 e la biologia evolutiva, più recentemente 11,12, è Lymnaea stagnalis, soprattutto a causa della sua distribuzione capillare ed estrema facilità di manutenzione. Nonostante la sua popolarità come un organismo 'modello' e la sua lunga storia di utilizzo da parte di biologi dello sviluppo 13-19, la gamma e la potenza di strumenti molecolari a disposizione del L. stagnalis comunità scientifica si trova molto indietro che di più modelli tradizionali animali (Drosophila, il mouse, ricci di mare, nematodi).

Il nostro desiderio di sviluppare Lymnaea come un modello molecolare deriva da un interesse per i meccanismi molecolari che guidano la formazione del guscio. Questo ci ha spinto a perfezionare un insieme di tecniche che permettano per la visualizzazione efficiente, coerente e sensibile dell'espressione genica durante lo sviluppo Lymnaea s '. Montare tutto ibridazione in situ (WMISH) è ampiamente utilizzato per una varietà di organismi modello ed è stato in uso per più di 40 anni 20. Nelle sue varie forme, ISH può essere impiegato per localizzare spazialmente loci specifici sui cromosomi, rRNA, mRNA e micro-RNA.

Una delle sfide che abbiamo bisogno di affrontare prima di perfezionare un metodo per WMISH L. stagnalis è stata la questione degli embrioni estrazione dolcemente e in modo efficiente e larve di varie fasi, dalla tsi capsule uovo in cui sono depositati. Questa estrazione, o 'decapsulation', deve essere realizzato in modo efficiente per raccogliere materiale adeguato per un dato esperimento in situ, mentre allo stesso tempo mantenere l'integrità morfologica e cellulare. Mentre altri organismi modello subiscono anche lo sviluppo incapsulato, nelle nostre mani nessuno dei metodi riportati per quelle specie potrebbe essere impiegato con successo in L. stagnalis.

Gli obiettivi generali di questo metodo sono quindi: per estrarre L. stagnalis embrioni e larve dalle loro capsule in un modo high-throughput, di applicare i trattamenti pre-ibridazione che ottimizzano il segnale WMISH, per preparare gli embrioni e larve con WMISHsignals soddisfacenti per l'imaging.

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Protocollo

NOTA: Le seguenti operazioni delineano il nostro metodo per condurre un esperimento in situ su stadi embrionali e larvali di L. stagnalis. Qualora un passo prevede l'utilizzo di un prodotto chimico pericoloso questo è indicato dalla parola 'ATTENZIONE' e tutte le procedure di sicurezza appropriate devono essere adottate. Collegamenti a fogli rappresentative scheda di sicurezza per sostanze chimiche pericolose sono forniti in file supplementare 1. Ricette per tutti i reagenti sono forniti in file integrativa 2.

1. Assemblea dei Decapsulation Apparato

  1. Per fare questo, collegare un 20 siringa monouso ml a tubo in silicone (con diametro interno di 1 mm e un diametro esterno di 3 mm) utilizzando un taglio punta P 1.000 a una lunghezza appropriata come mostrato nella Figura 2A.
  2. Nastro un vetrino da microscopio standard per un grande piatto di Petri invertita. Nastro il tubo in silicone immediatamente adiacente al vetrino da microscopio, come mostrato in figura60; 2C e 2D.
  3. Riposo un ago di vetro tirato sul vetrino e delicatamente inserirla nel tubo di silicio fino a che la punta dell'ago sporge circa il 20% del modo attraverso il diametro interno del tubo (vedere la Figura 2C e 2D). Una volta che l'ago è in posizione del nastro verso il basso al piatto Petri.
  4. Lasciare che l'estremità libera del tubo di silicio di riposare in un altro piatto di Petri che raccoglierà il materiale decapsulated.

2. Raccolta dei campioni, Fissazione e Decapsulation

NOTA: Tutte le fasi vengono eseguite a temperatura ambiente salvo diversamente indicato.

  1. Raccogliere accuratamente stringhe di uova dalle mura di un acquario. Per fare questo, utilizzare un pezzo di plastica flessibile come una spatola per raschiare la stringa uovo fuori dal substrato, e utilizzare un setaccio del tè di plastica a pescare la stringa uovo galleggiante fuori dall'acqua. Stage e ordinare il materiale sotto un microscopio utilizzando la guida fornita in Figura1.
  2. Posizionare la stringa uovo su un tovagliolo di carta e fare una incisione longitudinale lungo la massa delle uova usando le pinze piuma. Arrotolare le capsule uovo fuori della stringa uovo e rimuovere la maggior quantità di materiale gelatinoso possibile da ogni capsula spingendoli intorno al tovagliolo di carta utilizzando le pinze piuma.
  3. Utilizzando le pinze piuma, trasferire le capsule a base di uova in una capsula di Petri contenente 5 ml di acqua di rubinetto. Continuare a raccogliere de-gelatina capsule uovo degli stadi di sviluppo desiderati in questo piatto. Raccogliere abbastanza capsule da tutti gli stadi di sviluppo per l'esperimento WMISH previsto quindi procedere alla fase successiva.
  4. Quando si lavora con le larve più sviluppati (5 giorni dopo prima scissione (dpfc) e più anziani) anestetizzare loro prima della fissazione.
    NOTA: Questo consentirà di evitare i muscoli dal contraente che fa l'interpretazione in situ pattern di colorazione molto difficili.
    1. Relax larve (mentre sono ancora nella loro capsules) in una soluzione al 2% w / v di MgCl 2 • 6H 2 O per 30 minuti prima della fissazione.
    2. Valutare il grado di rilassamento dopo 30 min immergendo diverse larve, pur nelle loro capsule uovo in soluzione fissativo e monitorare la loro risposta al microscopio. Incompleto larve rilassato si ritrae nel loro guscio, mentre le larve completamente rilassato non risponderà. Una volta che queste larve sono state rilassato procedere alla fase successiva.
  5. Trasferire le capsule uovo usando un'ampia pipetta di plastica foro in un tubo sigillato che fornisce 10 volte il volume di capsule uovo (per es., 1 ml di capsule regolate richiederebbe un tubo 10+ ml).
  6. Aspirare il più liquido possibile dal tubo e sostituirlo con un volume di soluzione di fissativo che è 10 volte il volume delle capsule uovo stanziali. Ruotare delicatamente le capsule a base di uova in fissativo a temperatura ambiente per il momento opportuno per ogni fase di sviluppo (vedi Figura 1).
  7. DiscontinRotazione ue e consentire le capsule per affondare e aspirare la soluzione fissativo in un contenitore per i rifiuti appropriato.
  8. Lavare le capsule uovo sostituendo la soluzione fissativa con tampone fosfato con 0,1% Tween-20 (PBTw) e rotante a temperatura ambiente per 5 min. Aspirare il PBTw e ripetere due volte.
  9. Rimuovere embrioni e larve di loro capsule utilizzando l'apparecchiatura (vedi paragrafo 1 per i dettagli) mostrata nella Figura 2. Disegnare le capsule nella siringa 20 ml, collegare il tubo e poi dissipare le capsule attraverso il tubo e passato il ago di vetro fuori in il piatto di raccolta.
    NOTA: In genere, la maggior parte (> 90%) di tutte le capsule dovrebbe essere necessario solo un passaggio attraverso il dispositivo. In molti casi la membrana capsula è danneggiato ma embrioni e larve rimangono all'interno della capsula rottura. Rielaborare questo materiale semplicemente la sua elaborazione nella siringa e dissipare nuovo.
  10. Raccogliere gli embrioni decapsulate e larve in una provetta da 1,5 ml con un microfonoropipette (a P20 per sul 0 - 3 giorno di età larve, e P200 per le larve anziani con l'estremità della punta tagliati).
    NOTA: Una pausa (fino a diversi mesi) nel protocollo può essere fatta in questa fase. Se ciò è necessario, il materiale decapsuled dovrebbe essere raccolto in una provetta da 1,5 ml per immagazzinaggio (continua alla fase successiva). In caso contrario, continua immediatamente al protocollo 3.
  11. Lasciare embrioni e larve a depositarsi sul fondo del tubo e aspirare il surnatante. Sostituire con 33% di etanolo (EtOH) in PBTw e lasciate riposare per 5 - 10 minuti. Ripetere con il 66% EtOH in PBTw e il 100% EtOH. Lavare larve due volte in 100% EtOH a RT. Conservare il materiale a -20 ° C in 100% EtOH.
  12. Quando si è pronti per continuare, reidratare i campioni rimuovendo il 100% EtOH e la sua sostituzione con il 66% EtOH in PBTw, lasciate riposare per 5 - 10 minuti. Ripetere con il 33% EtOH in PBTw, lasciate riposare per 5 - 10 minuti. Infine lavare con 3x 5 min lavaggi di PBTw per garantire che tutti EtOH viene rimosso.

3. proteinasi-K, TEA e Post-fifissazione

NOTA: Troviamo eseguire le seguenti operazioni in piccole ceste con un pavimento a rete il metodo più efficace e delicata per lo scambio rapido di soluzioni critiche di tempo. Mentre questi possono essere fatti in casa, usiamo i cestini (di medie dimensioni) che sono compatibili con il Intavis InSituPro -Vsi movimentazione liquido robot (www.intavis.de/products/automated-ish-and-ihc). Tali cesti possono essere rapidamente e facilmente spostati tra i pozzetti di una ben coltura tissutale piatto 12 (TCD) per soluzioni di cambio, oppure la soluzione può essere aspirati dal pozzetto con una pipetta. In alternativa, tutti gli scambi di soluzioni possono essere effettuate senza questi cestini semplicemente aspirare il surnatante dal larve. In questo caso un delicato movimento rotatorio si concentrerà tutti gli embrioni e larve al centro del piatto permettendo il surnatante viene rimosso dal bordo del pozzo. Di seguito si presuppone che l'utente sta impiegando cestini per lo scambio di soluzioni.

  1. Usando una pipetta, Embrioni e larve di trasferimento in un cesto seduto in un 12 ben TCD con 2 ml di PBTw.
    NOTA:. Il numero di embrioni e / o larve che possono essere aggiunti dipende dallo stadio di sviluppo in fase di studio, ma una regola generale è quello di mantenere almeno il 25% dello spazio al suolo privo di embrioni / larve (vale a dire, non lo fanno sovraffollamento nel carrello).
  2. Preparare un adiacente bene con 2 ml di soluzione di proteinasi-K appropriata (vedi Figura 1), e un altro 2 pozzetti con 2 ml di 0,2% Glycine ciascuna. Spostare ogni canestro nel pozzo contenente la concentrazione appropriata di proteinasi-K ed iniziare immediatamente la tempistica.
  3. Dopo 10 min spostare ciascun cestello in un pozzetto contenente 0,2% Glicina e incubare per 5 min. Quindi spostare ciascun cestello nella seconda sacca con 0,2% Glicina e incubare per 5 min. Lavare la glicina con 3x 5 min scambi di 3 ml PBTw.
  4. Rimuovere la soluzione PBTw e trattare i campioni una volta con trietanolammina (TEA) sol preparati al momentoution per 5 min ATTENZIONE! Non agitare. Sostituire con 3 ml di soluzione di tè appena preparato per 5 min. Non agitate. Aspirare la maggior parte della soluzione di TEA dai campioni. Aggiungere il Trietanolammina appena preparato con la soluzione di anidride acetica (TEAAA) e incubare per 5 min. ATTENZIONE! Non si agita.
  5. OPTIONAL - Mentre il passo precedente è in incubazione, preparare un altro lotto fresco di soluzione TEAAA e ripetere il passo precedente.
    NOTA: Questo secondo trattamento con TEAAA è facoltativo, ma può aiutare a eliminare completamente tutti i sfondo con sonde inclini a generare sfondo.
  6. Rimuovere la soluzione TEAAA aspirando dal pozzo e sostituire con 3 ml di PBTw. Non agitate. Rimuovere il PBTw e applicare 3 ml di 3,7% di formaldeide in PBTw. Mescolare delicatamente di tanto in tanto nel corso di un 30 minuti di incubazione.
  7. Rimuovere il fissativo aspirando dal pozzo e sostituire con 3 ml di PBTw. Trasferire il materiale in una provetta da 1,5 ml. REPosizionare il PBTw con tampone di ibridazione e incubare per 5 minuti a temperatura ambiente - ATTENZIONE.
  8. Porre i tubi in un blocco a caldo a temperatura ambiente, e impostare la temperatura alla temperatura desiderata ibridazione.
    NOTA: La temperatura di ibridazione è sonda specifica e dovrà essere empiricamente ottimizzati, tuttavia troviamo 55 ° C per essere una buona temperatura di processo inizialmente. Lasciare il blocco di venire alla temperatura di ibridazione, e permettere ai campioni di pre-ibridano per circa 15 min (cioè, il tempo necessario per preparare le riboprobes, più non è necessario). Preparare volumi adeguati (normalmente 100 mL) dei riboprobes diluiti. Abbiamo concentrazioni sonda genere di prova di 100 e 500 ng / ml come una gamma iniziale. Prepariamo riboprobes secondo 12.
  9. Rimuovere il tampone di ibridazione dai campioni e aggiungere la sonda nel tampone di ibridazione ai campioni. Overlay con 100 microlitri (o un volume sufficiente per formare una fase sopra la buffe ibridazioner) di olio minerale.
    NOTA: L'olio minerale impedisce vasta condensa che si forma durante l'ibridazione lunga. condensa Extensive altererà significativamente sia la chimica della soluzione di ibridazione e la concentrazione della sonda.
  10. Denaturare la sonda e RNA bersaglio riscaldando i campioni a 75 ° C per 10 minuti, poi ridurre il calore alla temperatura di ibridazione desiderata. Lasciare ibridazione di procedere per un minimo di 12 ore (O / N) o più a lungo (24-48 ore).
  11. Durante l'ibridazione rimuovere un singolo tubo dal blocco di calore, ruotare rapidamente tra pollice e indice di sospendere le larve senza disturbare la fase oleosa, e sostituirlo nel blocco di calore. Ripetere questa volta ogni 6-12 ore o giù di lì.

4. Hot Lava e immunorilevazione

NOTA: Oltre ad utilizzare un robot di movimentazione liquido per le seguenti operazioni, queste possono facilmente essere fatto manualmente. In questo caso, gli embrioni e larve shoULD essere conservato in provette da 1,5 ml sono stati ibridati in. Tutti gli scambi di soluzioni successive vengono aspirati e ha aggiunto con una pipetta P 1.000. Quando eseguito manualmente ognuno dei seguenti passaggi dovrebbero impiegare 1 ml di ciascuna soluzione.

  1. Calore volumi adeguati (3 ml ciascuno per ogni campione) del 4x, 2x e 1x soluzioni di lavaggio alla temperatura di ibridazione.
  2. Lavare tutti i campioni tre volte in tampone di lavaggio 4x per 15 minuti ciascuno alla temperatura di ibridazione. Lavare tutti i campioni tre volte in tampone di lavaggio 2x per 15 minuti ciascuno alla temperatura di ibridazione. Lavare tutti i campioni tre volte in tampone di lavaggio 1X per 15 minuti ciascuno alla temperatura di ibridazione.
  3. Lavare tutti i campioni una volta con 1x Sodio cloruro Sodio Citrato tampone + 0,1% Tween (SSC + 0,1% Tween) alla temperatura di ibridazione. Lasciare che i campioni raffreddare a temperatura ambiente.
  4. Lavare tutti i campioni due volte in 1x SSC + 0,1% Tween per 15 min Sostituire questa soluzione SSC 1x con maleica Acid Buffer (MAB) e lasciate riposare per 10 minuti Ripetete il MAB wcenere. Sostituire MAB con la soluzione di blocco e incubare per 1,5 ore.
  5. Sostituire la soluzione di blocco per soluzione di anticorpi (1: 10.000 diluizione degli anticorpi in soluzione di blocco) e incubare per 12 ore (O / N) a temperatura ambiente con agitazione.

5. Colore di sviluppo e di montaggio

  1. Aspirare la soluzione di anticorpi e lavare 15 volte con PBTw per 10 minuti ciascuno. Sostituire PBTw con 1x fosfatasi alcalina Buffer (AP) e incubare per 10 min.
  2. Mentre i suddetti proventi fase di incubazione, preparare la soluzione colorante AP (vedi file supplementare 2) - ATTENZIONE. Trasferire il materiale in un TCD bene e sostituire la soluzione 1x AP con la soluzione AP colorazione. Si noti il ​​tempo in modo che la lunghezza del tempo di reazione di colore avviene per può essere registrato. Monitorare lo sviluppo del pattern di colorazione finché il rapporto segnale sfondo è ottimale.
  3. Per fermare lo sviluppo del colore, rimuovere la soluzione colorante 1x AP (smaltire nel eri appropriatae container), e applicare 2 ml di PBTw e prendere nota del tempo. Lavare due volte con PBTw per 5 minuti ciascuna. Utilizzare uno di questi risciacqui per trasferire il materiale in una provetta da 1,5 ml.
  4. Rimuovere il PBTw e applicare 1 ml di 3,7% di formaldeide in PBTw e agitare o ruotare per almeno 30 min a RT (ciò può essere fatto anche O / N).
  5. Lavare il fissativo con 3 lavaggi di PBT (smaltire il fissativo rifiuti in un contenitore per i rifiuti appropriato). Lavare i campioni 3 volte a 50 ° C in acqua deionizzata.
    NOTA: Questi lavaggi eliminano la precipitazione dei sali che può diventare visibile durante la compensazione e passaggi di visualizzazione.
  6. Decidere se i campioni devono essere montati in benzoato benzilico: Alcool benzilico (BB: BA, noto anche come chiaro di Murray) o glicerolo.
    NOTA: Preferiamo il più potente agente di compensazione BB: BA come L. embrioni stagnalis sono un po 'opaco. I campioni per essere montati in BB: BA in primo luogo bisogno di essere disidratati attraverso una serie di etanolo. I campioni da montare nel 60%glicerolo può essere montato immediatamente.
  7. Trasferire i campioni nella soluzione di montaggio (BB: BA o 60% glicerolo) con una pipetta.
    NOTA: Durante il montaggio in BB: BA questo deve essere fatto in un bicchiere ben (BB: BA si scioglierà policarbonato).
  8. Consentire ai campioni di chiaro per 5 - 10 minuti, e poi montarli su un vetrino con un numero adeguato di vetrini accatastati come distanziatori (1 vetrino per i campioni <1 dpfc, 2 lamelle per campioni> 1 dpfc).
    NOTA: i supporti interi possono ora essere ripreso con un microscopio composto con ottica DIC.

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Risultati

I pattern di colorazione WMISH rappresentante mostrato in Figura 3 sono stati generati utilizzando la tecnica sopra descritta, e riflettono una varietà di modelli di espressione spaziale per geni coinvolti in una serie di processi molecolari che vanno dalla formazione del guscio (gene Novel 1, 2, 3 e 4), alla segnalazione cellula-cellula (DPP) del regolamento di trascrizione (Brachyury) in una serie di fasi di sviluppo. Anche se non ab...

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Discussione

Il metodo qui descritto permette la visualizzazione efficiente dei trascritti di RNA con presumibilmente diversi livelli di espressione all'interno di tutte le fasi di sviluppo di Lymnaea stagnalis. Per rimuovere gli embrioni e larve dalle loro capsule abbiamo trialed una varietà di sostanze chimiche, shock osmotico e trattamenti fisici riportati per altri encapsulated- lo sviluppo di organismi modello. Tuttavia, nelle nostre mani il metodo che descriviamo qui è l'unica tecnica high-throughput che rimuo...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto da un finanziamento di DJJ attraverso il progetto DFG # JA2108 / 2-1.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Pinze peso piumaEhlert & Partner#4181119
Tubi in siliconeGlasgerä tebau OCHS GmbH760070
Capillari in vetroHilgenberg1403547
12 piastre per coltura tissutaleCarl RothCE55.1
37% FormaldeideCarl RothP733.1ATTENZIONE - Può causare il cancro. Tossico per inalazione, a contatto con la pelle e se ingerito. Tossico: pericolo di effetti irreversibili molto gravi per inalazione, a contatto con la pelle e in caso di ingestione.
Acido etilendiammina tetraaceticoCarl RothCN06.3ATTENZIONE - PROVOCA IRRITAZIONE AGLI OCCHI. PUÒ CAUSARE IRRITAZIONE DELLE VIE RESPIRATORIE E DELLA PELLE. Evitare di respirare la polvere. Evitare il contatto con gli occhi, la pelle e gli indumenti. Utilizzare solo con un'adeguata ventilazione
Cloruro di magnesioCarl Roth2189.1
Tween-20Carl Roth9127.1ATTENZIONE - Può essere dannoso se inalato. Può causare irritazione delle vie respiratorie. Può essere dannoso se assorbito attraverso la pelle. Può causare irritazioni cutanee. Può causare irritazione agli occhi. Può essere dannoso se ingerito.
Cloruro di sodioCarl Roth3957.1
Ficoll tipo 400Carl RothCN90.1
polivinilpirrolidone K30 (MW 40)Carl Roth4607.1ATTENZIONE - Può essere dannoso se inalato. Può causare irritazione delle vie respiratorie. Può essere dannoso se assorbito attraverso la pelle. Può causare irritazioni cutanee. Può causare irritazione agli occhi. Può essere dannoso se ingerito.
Senza nucleasiSiero bovino AlbuminaCarl Roth8895.1
Sperma di salmoneCarl Roth5434.2
EparinaCarl Roth7692.1ATTENZIONE - GLI EFFETTI AVVERSI INCLUDONO EMORRAGIA, IRRITAZIONE LOCALE. POSSIBILE REAZIONE ALLERGICA SE INALATO, INGERITO/CONTATTATO. IRRITANTE PER OCCHI/PELLE/VIE RESPIRATORIE. POSSIBILE IPERSENSIBILIZZAZIONE. È STATO SEGNALATO CHE DURANTE LA GRAVIDANZA AUMENTA IL RISCHIO DI NATIMORTALITÀ
Proteinasi-KCarl Roth7528.1
GlicinaCarl Roth3790.2
Formammide deionizzataCarl RothP040.1ATTENZIONE - Irritante per gli occhi e la pelle. Può essere dannoso per inalazione, a contatto con la pelle e se ingerito. Può causare danni al nascituro. Igroscopico.
Formamide standardCarl Roth6749.3ATTENZIONE - Irritante per gli occhi e la pelle. Può essere dannoso per inalazione, a contatto con la pelle e se ingerito. Può causare danni al nascituro. Igroscopico.
TrietanolamminaCarl Roth6300.1ATTENZIONE - Evitare di respirare vapore o nebbia. Evitare il contatto con gli occhi. Evitare il contatto prolungato o ripetuto con la pelle. Lavare accuratamente dopo la manipolazione.
Anidride aceticaCarl Roth4483.1ATTENZIONE - PROVOCA GRAVI USTIONI ALLA PELLE E AGLI OCCHI. REAGISCE VIOLENTEMENTE CON L'ACQUA. NOCIVO SE INGERITO. VAPORI IRRITANTI PER GLI OCCHI E LE VIE RESPIRATORIE
Acido maleicoCarl RothK304.2ATTENZIONE - Molto pericoloso in caso di contatto con gli occhi (irritante), di ingestione, . Pericoloso in caso di contatto con la pelle (irritante), di inalazione (irritante polmonare). Leggermente pericoloso in caso di contatto con la pelle (permeatore). Corrosivo per gli occhi e la pelle.
Benzil benzoatoSigmaB6630-250MLATTENZIONE - Può essere dannoso se inalato. Può causare irritazione delle vie respiratorie. Può essere dannoso se assorbito attraverso la pelle. Può causare irritazioni cutanee. Può causare irritazione agli occhi. Nocivo se ingerito.
Alcool benzilicoSigma10,800-6ATTENZIONE - Nocivo se ingerito. Nocivo se inalato. Provoca grave irritazione agli occhi.
GliceroloCarl Roth3783.1
Polvere bloccanteRoche11096176001
Anti DIG Fab frammenti AP coniugatoRoche11093274910
Tris-HClCarl Roth9090.3
4-Nitro blu tetrazolio cloruro in dimetilformammide Carl Roth4421.3ATTENZIONE - Può causare danni al nascituro. Nocivo per inalazione e a contatto con la pelle. Irritante per gli occhi.
5-bromo-4-cloro-3-indolil-fosfatoCarl RothA155.3ATTENZIONE - Potenzialmente dannoso se ingerito. Non entrare in contatto con la pelle, negli occhi o sugli indumenti. Potenziale irritante per la pelle e gli occhi.
N-acetil cisteinaCarl Roth4126.1
DitiotreitoloCarl Roth6908.1ATTENZIONE - Può causare irritazione agli occhi e alla pelle. Può causare irritazione delle vie respiratorie e dell'apparato digerente. Le proprietà tossicologiche di questo materiale non sono state completamente studiate.
TergitolSigmaNP40SATTENZIONE - Può essere dannoso se inalato. Può causare irritazione delle vie respiratorie. Può essere dannoso se assorbito attraverso la pelle. Può causare irritazioni cutanee. Può causare irritazione agli occhi. Può essere dannoso se ingerito.
Sodio dodecil solfatoCarl RothCN30.3ATTENZIONE - Nocivo se ingerito. Tossico a contatto con la pelle. Provoca irritazione della pelle. Provoca gravi danni agli occhi. Può causare irritazione delle vie respiratorie.
Cloruro di potassioCarl Roth6781.1
di-sodio idrogeno fosfato diidrato (Na2HPO4• 2H2O)Carl Roth4984.1
Diidrogeno fosfato di potassio (KH2PO4)Carl Roth3904.1
Tri sodio citrato diidrato (C6H5Na3O7• 2H2O)Carl Roth3580.1ATTENZIONE - Può causare irritazione agli occhi, alla pelle e alle vie respiratorie. Le proprietà tossicologiche di questo materiale non sono state completamente studiate.
Olio minerale Carl RothHP50.2
InSituPro-Vsi Intaviswww.intavis.de/products/automated-ish-and-ihc

Riferimenti

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