Articolo metodologico

Esaminando Assemblea Proteasome con ricombinante archeali proteasomi e nondenaturing PAGINA: il caso di un approccio combinato

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DOI:

10.3791/54860

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17 dicembre 2016

 , 
1Department of Biology, Indiana University-Purdue University, Indianapolis (IUPUI)

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo utilizza sia coexpression subunità e postlysis subunità miscelazione per un esame più approfondito di assemblaggio proteasoma ricombinante.

Abstract

Proteasomi si trovano in tutti i campi della vita. Essi forniscono la principale via di degradazione delle proteine ​​intracellulari negli eucarioti, anche se il loro montaggio non è completamente noto. Tutti i proteasomi contengono una particella strutturalmente conservato nucleo (CP), o 20S proteasoma, contenente due anelli subunità beta heptameric a sandwich tra due anelli α subunità heptameric. Archaeal 20S proteasomi sono compositivo semplice rispetto alle loro controparti eucariotiche, ma entrambi condividono un meccanismo di montaggio comune. Di conseguenza, archaeal 20S proteasomi continuano ad essere modelli importanti per il montaggio del proteasoma eucariotica. In particolare, l'espressione ricombinante della 20S archeali proteasomi accoppiato con nondenaturing gel di poliacrilammide (PAGE) ha prodotto molti importanti intuizioni proteasoma biogenesi. Qui, si discute un mezzo per migliorare la solita strategia di coexpression di α proteasoma archeali e subunità beta prima nondenaturing PAGINA. Abbiamo dimostrato che, anche se rapido ed efficace, un approccio coexpression solo può mancare intermedi chiave di montaggio. Nel caso del proteasoma, coexpression potrebbe non consentire il rilevamento del semi-proteasoma, una contenente una α-anello completo intermedio e una β-anello completo. Tuttavia, questo intermedio è facilmente rilevata tramite lisato di miscelazione. Si suggerisce che la combinazione coexpression con lisato di miscelazione produce un approccio più completo per l'analisi di assemblaggio, ma rimane non intensiva del lavoro. Questo approccio può essere utile per lo studio di altri complessi multiproteici ricombinanti.

Introduzione

Complessi multiproteici svolgono numerose attività cellulari critiche 1. Per molti di questi complessi, molto di più si sa sulla loro struttura e la funzione di circa il loro montaggio 2,3. Il proteasoma è un tale complesso e si trova in tutti i campi della vita. In eucarioti, questa macchina molecolare è alla base del sistema Proteasome / ubiquitina (UPS) e fornisce la principale via di degradazione delle proteine intracellulari 4. Il proteasoma eucarioti (indicato come il proteasoma 26S) è composto da due grandi gruppi di sub: un proteasoma 20S, o Core Particle (CP) 5, che può essere limitato a una o entrambe le estremità da una particella regolamentazione 19S (RP) 6.

Il proteasoma 20S è un grande proteasi compartimenti stagni. La sua struttura quaternaria è assolutamente conservata in tutti i domini della vita e consiste in una pila di quattro anelli di sette membri contenente due tipi di subunità strutturalmente correlati, α; e ß 5,7,8. Negli eucarioti, i due anelli esterni sono ciascuna costituite da sette subunità alfa distinti e due anelli interni sono ciascuna costituite da sette subunità beta distinti; attività proteolitica risiede entro tre delle subunità beta. Per contro, gli anelli di CP archaea e batteri sono generalmente costituiti da un solo tipo di α e un tipo di subunità β. Proteasomi archaeal hanno fornito un sistema importante modello per lo studio di montaggio proteasoma sia per la loro semplicità compositiva e la loro condivisione di un meccanismo di montaggio comune con le loro controparti eucariotiche 9-13. In breve, subunità alfa assemblano in anelli alfa prima, che servono da impalcatura su cui beta subunità assemblare. I risultanti mezze proteasomi (α β 7 7) dimerizzano, dando luogo ad assemblare completamente CP (α β 7 7 β α 7 7). Durante dimerizzazione, i propeptidi presenti su subunità betasono autocatalytically rimossi, esponendo i catalitici threonines N-terminale. L'uso dei proteasomi archeali per modellare il montaggio prende frequentemente vantaggio della produzione di proteine ricombinanti proteasoma archeali in Escherichia coli. Questo è un approccio interessante perché consente subunità essere prodotte in varie combinazioni, sia come WT e versioni mutanti, in un organismo ospite che non produce i propri proteasomi.

Monitorare l'assemblaggio di complessi multi-proteina richiede biochimicamente un qualche tipo di metodo di frazionamento che separa i complessi completamente assemblati da intermedi di assemblaggio e precursori. Grazie alla sua capacità di risoluzione superiore, nondenaturing SDS-PAGE (PAGINA) ha dimostrato di essere particolarmente utile nel frazionamento di varie grandi complessi multiproteici 14-17. La combinazione di produzione proteasoma archaeal ricombinante e PAGE nondenaturing è diventato un approccio potente dissecting assemblaggio proteasoma 9,11,12,18. Tuttavia, il metodo usuale con cui questo approccio viene applicato (es. Tramite la coespressione ricombinante di alfa e beta subunità) ha un importante inconveniente. Le reazioni di montaggio sono cooperativa e fortemente dipendente dalla concentrazione 3. Dato che la concentrazione di proteine all'interno delle cellule è molto alta 19, a causa di effetti di volume escluso, reazioni di assemblaggio siano effettuati rapidamente in vivo. Quindi è possibile perdere importanti intermedi di montaggio quando alfa e beta subunità sono coexpressed.

Qui, sosteniamo un approccio combinato nello studio di assemblaggio proteasoma usando ricombinanti subunità del proteasoma archeali. In questo approccio, entrambi i metodi di miscelazione coespressione e lisato sono impiegati. Il primo permette per l'analisi rapida di assemblaggio, perché coexpression è meno laborioso. Quest'ultimo dipende espressione separata di alfa e beta subunità, seguita da miscelazione. Anche se questo requires un po 'più sforzo che coexpression, è più che compensata dalla capacità di individuare prodotti intermedi che sono mancati durante coexpression. Insieme, questi due metodi in grado di fornire un quadro più completo di montaggio proteasoma.

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Protocollo

1. Espressione batterica.

Nota: plasmidi di espressione utilizzati in questo studio sono descritti nella Tabella 1. Soluzioni, media e tamponi utilizzati in questo studio sono descritti nella tabella 2. La clonazione di geni proteasoma subunità archeali e la generazione di plasmidi di espressione sono descritte altrove 18,20. In breve, i plasmidi per coexpression ricombinante di subunità impiegano una strategia operone bicistronico che aiuta a ottenere livelli di espressione comparabili di singole subunità 18,20. I parametri di espressione elencati di seguito sono stati empiricamente determinato per essere ottimale per le subunità del proteasoma in questo studio. Potrebbe essere necessario ottimizzare espressione per altri mutanti proteasoma, per proteasomi da altre specie archeali, o per altri complessi di proteine ​​ricombinanti (vedi la discussione).

  1. Trasforma plasmide di espressione di interesse in chimicamente competente E. coli BL21 (DE3) cellule.
  2. Aggiungere 1 - 2 microlitri di plasmide (tipicamente 50 - 100 ng) ad una aliquota di cellule DE3 che sono stati appena scongelati su ghiaccio, e continuano ad incubare su ghiaccio per 20 min.
  3. shock termico le cellule a 42 ° C per 45 s e tornare tubo di ghiaccio per 2 minuti aggiuntivi.
  4. Aggiungere 1 ml di terreno LB e incubare a 37 ° C con agitazione (150 rpm) per 1 h.
  5. Distribuire 100 - 200 ml di miscela trasformazione su LB-kan piastre (piastre contenenti mezzi LB solidi, integrati con kanamicina (tutti plasmidi utilizzati in questo studio di resistenza a questo antibiotico encode)). Incubare le piastre a 37 ° C O / N.
  6. La mattina dopo, inoculare una singola colonia dalla piastra LB-kan in 3 ml di liquido mezzi LB-kan in un tubo di vetro cultura. Incubare a 37 ° C con agitazione (150 rpm) per circa 2,5 - 3 h, o fino a quando si osserva torbidità.
  7. Misurare la densità ottica della coltura a 600 nm (OD 600) in uno spettrofotometro. Diluire il culto delle celluleure con una quantità appropriata di mezzi LB-kan preriscaldata ad una OD 600 di 0,4 in un volume finale di 6 mL. Riprendere agitazione a 37 ° C per 40 min.
  8. Indurre l'espressione della proteina nelle colture liquide aggiungendo IPTG da una soluzione madre ad una concentrazione finale di 1 mM. Incubare a 37 ° C con agitazione (150 rpm) per circa 6-7 ore.
  9. Raccolto colture di cellule batteriche nella loro interezza in provette da 1,5 ml microcentrifuga.
  10. Aggiungere 1,5 ml di una cultura in provetta. Centrifugare a 10.000 g per 1 min.
  11. Eliminare il surnatante e aggiungere altri 1,5 ml di una stessa cultura al pellet. Centrifugare a 10.000 g per 1 min.
  12. Ripetere il passaggio 1.11 fino a quando l'intera coltura è raccolta nella provetta.
  13. Conservare il pellet indotti a -80 ° C fino lisi.

2. batterica Lisi e lisato di miscelazione.

Nota: Per i campioni studiati tramite coexpression, seguire la sezione 2.1 (e le sue sottosezioni). Per i campioni che richiedono lisato di miscelazione, seguire la sezione 2.2 (e le sue sottosezioni). L'analisi TSP (Total, solubile, pellet) che è incluso nel protocollo è utile per ottimizzare l'espressione della proteina che può aiutare a garantire che circa la stessa quantità di alfa e beta subunità sono unite durante lisato di miscelazione (vedi la discussione). Fornisce inoltre un controllo importante, se non sono come previsto risultati a valle (cioè verifica che la proteina era espresso e solubile). Così, si consiglia vivamente compresa l'analisi TSP inizialmente. Una volta che un protocollo ottimale è stato raggiunto per una particolare combinazione subunità, analisi TSP non è richiesto rigorosamente è per questo che è descritto come optional di seguito.

  1. Lisi delle cellule batteriche e la preparazione di frazioni solubili.
    1. Scongelare il pellet cellulare indotta in ghiaccio per 5 min. Risospendere il pellet in 600 ml di tampone di lisi.
    2. IncUbate la sospensione a 30 ° C con agitazione (150 rpm) per 30 min per generare lisato grezzo totale.
      Nota: Il passo successivo e la sottosezione che segue sono opzionali.
    3. Rimuovere due aliquote 25 microlitri dal lisato grezzo totale in provette da microcentrifuga da 1,5 ml separati ed effettuare analisi TSP come segue.
      1. Per una delle due aliquote 25 microlitri, aggiungere tampone campione SDS 5X ad una concentrazione finale di 1X. Etichettare la provetta con "T" per "lisato grezzo totale".
      2. Incubare il campione "T" a 100 ° C per 5 minuti per denaturare le proteine ​​completamente.
      3. Nel frattempo, prendere la seconda aliquota 25 microlitri e centrifugare è a 10.000 g per 10 min. rimuovere con attenzione il surnatante senza disturbare la piccola pallina, e trasferirlo ad un nuovo 1,5 ml provetta. Etichettare questo nuovo tubo "S" per "frazione solubile".
      4. Per i behi piccola pallina di sinistraND nel passaggio precedente, aggiungere 25 ml di tampone di lisi e vortex per risospendere. Etichettare questo tubo "P" per "frazione pellet".
      5. Aggiungere 6 tampone campione ml di 5X SDS ai tubi e "S" "P" e incubare a 100 ° C, come descritto sopra.
        Nota: se non saranno utilizzati i campioni TSP quel giorno per analizzare l'espressione, possono essere congelati a -20 ° C fino al momento dell'uso. Una volta scongelate, devono essere reincubate a 100 ° C, come descritto sopra, immediatamente prima di essere caricati su un gel SDS-PAGE standard di 12% e / o del 15%.
    4. Mentre l'analisi TSP viene effettuata, centrifugare il restante 550 ml di lisato grezzo totale (o l'intero 600 ml di lisato grezzo totale se l'analisi TSP non viene effettuata) a 10.000 g per 10 min. Raccogliere il surnatante in una fresca 1,5 ml provetta. Questo è il lisato solubile che verrà utilizzato per la purificazione.
  2. Lisato miscelazione.
    1. Effettuare lisi come descritto ai punti 2.1.1 e 2.1.2 di cui sopra.
    2. Mescolare 600 ml di lisato grezzo totale dai batteri che esprimono la subunità α desiderato con 600 ml di lisato grezzo totale dai batteri che esprimono la subunità β desiderato. Incubare a 37 ° C con lenta agitazione per 30 min.
      Nota: Potrebbe essere necessario ottimizzare il tempo di incubazione per ottenere il massimo assemblaggio durante lisato di miscelazione (vedi la discussione). Il tempo e la temperatura qui presentati sono ottimali per le proteine ricombinanti in questo studio e sono stati determinati altrove 18.
    3. Centrifugare il lisato mista a 10.000 g per 10 minuti per separare materiale solubile da pellet insolubili. Trasferire il surnatante in un nuovo 1,5 ml provetta. Utilizzare questo lisato solubile mista per la purificazione della proteina.

3. purificazione della proteina tramite Immobilized Cobalt Affinity Resina(ICAR).

  1. Equilibrare la resina.
    1. Accuratamente risospendere la resina capovolgendo il flacone e trasferire 50 ml di liquame di una provetta da microcentrifuga da 1,5. Centrifugare a 700 g per 2 minuti per resina pellet. Con attenzione aspirare il surnatante.
      Nota: Effettuiamo aspirazione pipetta utilizzando una punta blu 1 ml pipetta per rimuovere la massa del liquido. Un bianco tip 2 microlitri viene utilizzato per la regolazione fine della rimozione del surnatante rimanente, lasciando uno strato molto sottile di liquido che copre le perline.
    2. Aggiungere 1 ml di tampone A. Mescolare delicatamente per risospendere resina e centrifugare a 700 g per 2 minuti per far sedimentare resina. Con attenzione aspirare il surnatante e ripetere questo passaggio di lavaggio ancora una volta.
  2. Applicare lisato solubile ottenuto in precedenza nella sezione 2.1 o 2.2 alla resina equilibrata. Incubare la provetta con rotazione dolce a 4 ° C per 60 min. Centrifugare la provetta a 700 × g </ Em> per 5 minuti e con attenzione aspirare il surnatante.
  3. Lavare la resina come segue per rimuovere le proteine ​​non specifico legato.
    1. resina risospendere con 1 ml di tampone A e incubare con dolce dondolio a 4 ° C per 10 min. Centrifugare la provetta a 700 g per 5 minuti ed aspirare accuratamente il surnatante. Ripetere questa fase di lavaggio ancora una volta.
    2. resina risospendere con 1 ml di tampone B (tampone A con 5 mM imidazolo) e incubare con dolce dondolio a 4 ° C per 5 min. Centrifugare la provetta a 700 g per 5 minuti ed aspirare accuratamente il surnatante. Ripetere questa fase di lavaggio ancora una volta.
    3. resina risospendere con 1 ml di tampone C (tampone A con 10 mM imidazolo) e incubare con dolce dondolio a 4 ° C per 5 min. Centrifugare la provetta a 700 g per 5 minuti ed aspirare accuratamente il surnatante.
  4. Eluire la proteina con l'aggiunta di 400 ml di tampone E (tampone A con 200 mm imidazolo) to la resina. Incubare con dolce dondolio a 4 ° C per 5 min. Centrifugare a 700 g per 5 min.
  5. Trasferire il surnatante contenente proteina purificata in un 1,5 mL provetta da centrifuga.
  6. Dissalare la proteina purificata mediante centrifugazione seriale come segue.
    1. Per 400 ml di proteina purificata, aggiungere 100 microlitri tampone A (questo riduce la concentrazione Imidazole da 200 mm a 160 mm). Applicare proteina purificata a 0,5 ml filtri ultracentrifugo con un 10 peso molecolare kDa cut-off. Centrifugare a 14.000 g per 5 min.
    2. Eliminare il filtrato e aggiungere 400 microlitri tampone A per diluire il retentato e centrifugare di nuovo. Continuare i cicli di centrifugazione / diluizione fino concentrazione imidazolo scende al di sotto di 4 mm. Ad esempio, se ogni centrifugazione concentra 500 microlitri fino a ~ 70 microlitri (o circa 7 volte), poi due cicli ridurrà l'avvio 160 mM imidazolo concentrazione (7 x 7 = 49 volte) per approximately 3,3 mm.
    3. Misurare la concentrazione di proteine del campione dissalato utilizzando il saggio BCA 21.
      Nota: Dissalazione è necessaria per ridurre i livelli imidazolici di sotto del limite di tolleranza per il saggio BCA, come descritto nelle istruzioni del produttore. Il nostro laboratorio preferisce il saggio BCA perché è sensibile, ha un ampio range dinamico, e presenta molto meno variazione proteina-to-proteine. Tuttavia, altri metodi per determinare la concentrazione di proteine ​​possono essere sostituiti per il saggio BCA. La chiave è essere consapevoli dei vantaggi e dei limiti di ciascun metodo.
  7. Aggiungere 5X tampone campione nativo ad una concentrazione finale di 1X e procedere ad elettroforesi. In alternativa, conservare i campioni a -20 ° C per una successiva analisi.

4. nondenaturing SDS-PAGE (PAG).

Attenzione: secondo le normative vigenti acrilamide è una neurotossina. Indossare adeguata protezione gear.

  1. Preparare il gel PAGE nondenaturing come segue.
    1. Preparare la cassetta del gel per la fusione con lastre di vetro puliti e la colata stand. Mettere produttore di pendenza sulla cima di un piccolo agitatore magnetico e posizionare una piccola ancoretta in ciascuna camera.
    2. Utilizzando 40% (w / v) acrilammide e 2% (w / v) soluzioni stock bisacrylamide, preparano 5% e il 10% (w / v) soluzioni gel di acrilammide in un buffer risoluzione nativa. Assicurarsi che il rapporto di acrilamide totale bisacrylamide è 37,5: 1. Freddo sul ghiaccio prima di versare.
      Nota: Il sistema nondenaturing PAGE usato qui è sostanzialmente identico al sistema SDS-PAGE Laemmli, con SDS omessa 22.
    3. Aggiungere persolfato di ammonio (da 10% (w / v) soluzione madre preparata in acqua) alle soluzioni di acrilammide per iniziare la polimerizzazione. concentrazione finale di ammonio persolfato è 0,1% (w / v).
    4. Versare le soluzioni di acrilamide nelle due camere del creatore di gradiente. Con il tubo di uscita b inseritara le piastre della cassetta gel, attivare l'agitatore magnetico e si aprono le valvole gradiente creatore. Versare il 5 - gel non denaturante pendenza del 10%.
    5. Una volta versato, sovrapporre il gel con un sottile strato di isopropanolo e consentire il gel polimerizzare per 30 min. Durante questo tempo, preparare la soluzione di gel di acrilammide fresco 5% in tampone risoluzione nativa. Dopo i set di gel, travasare isopropanolo e sciacquare la parte superiore del gel con acqua deionizzata da una spruzzetta.
    6. Per la soluzione di gel 5% preparata sopra, aggiungere ammonio persolfato (esattamente come descritto in 4.1.3) e versare sulla superficie del gel polimerizzato fino lastre di vetro sono pieni. Inserto in gel pettine. Lasciare il gel sovrapposto polimerizzare per altri 30 min.
    7. Una volta che il gel è polimerizzato, assemblare cassette gel in apparato di elettroforesi. In alternativa, conservare il gel a 4 ° C, avvolti in tovaglioli di carta inumidito e l'involucro di plastica fino al momento dell'uso.
  2. Una volta nondenaturing gel PAGE è assemblato in eletApparecchio trophoresis, riempire il serbatoio con 1X tampone esecuzione nativa preparato fresco da un buffer in esecuzione nativa 10X magazzino.
  3. Carico 10 ug di proteina purificata, ottenuto alla fine della sezione 3, in ogni pozzetto usando una siringa di vetro.
  4. Carico 2 ml di alto livello peso molecolare nativa delle proteine ​​(diluito in 1X buffer di esecuzione nativa) in uno dei pozzi.
  5. Eseguire gel a 55 V e 4 ° C fino a quando il fronte del colorante scappa il gel (circa 4-4,5 ore).
  6. In aggiunta al gel non denaturante, analizzare aliquote della proteina purificata dalla norma SDS-PAGE 22.
    1. Mescolare aliquote (10 ug) dei campioni di proteine ​​purificate, ottenuti alla fine della sezione 3, con tampone 5X SDS-campione ad una concentrazione finale di 1X.
    2. Incubare a 100 ° C per 5 minuti e caricare su standard di 12% e / o del 15% gel SDS-PAGE 22.
    3. Eseguito a 80V per 20 minuti e poi a 120 V fino a quando il fronte del colorante corre il gel (questo è approssimativamente un addtransi- 75 min per un gel al 12%, e 120 min per un gel 15%).

5. Visualizing attività e proteine ​​di colorazione.

  1. Dopo elettroforesi, lastre di vetro accuratamente separati e trasferire il gel non denaturante ad un vassoio gel contenente 50 mL di acqua deionizzata. Risciacquare gel con dolce dondolio per 5 min. Eliminare l'acqua e ripetere l'operazione di lavaggio per tre volte.
  2. Eseguire test overlay substrato come segue.
    1. Aggiungere 1 mL di sviluppare tampone contenente il peptide substrato fluorogenico Suc-LLVY-AMC e diffondere uniformemente su gel. Incubare a 37 ° C per 30 min.
      Nota: Una bacchetta di vetro o un releaser gel (piccolo cuneo di plastica usata per lastre di vetro separate) possono essere utilizzati per diffondere il liquido sul gel.
    2. Trasferire accuratamente il gel sul transilluminatore UV del gel sistema di imaging e osservare la fluorescenza a causa del substrato peptidico spaccati. immagine Record. trasferire accuratamente l'ba gelck al vassoio gel.
    3. Lavare il gel due volte con 50 ml di acqua deionizzata per 5 minuti con dolce dondolio.
    4. Colorare il gel con 10 ml di una colloidale reattivo Coomassie macchia per 60 minuti con il dolce dondolio. Gel Decolorare con 50 ml di acqua fino a sfondo diventa chiara. Questa fase di colorazione applica ai gel SDS-PAGE standard così.

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Risultati

Assemblaggio proteasoma (Figura 1) inizia quando subunità alfa si combinano per anelli di forma 9. Ciò può essere illustrato quando alfa subunità dalla archaeon Methanococcus maripaludis S2 sono espressi in E. coli come C-terminale hexahistidine tag (His-tag) derivati (Tabella 1). Quando la α-la proteina ricombinante è stata purificata dall'ICAR e analizzata mediante nondenaturing PAGE, due bande sono state osservate (Figura 2A, corsia 1...

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Discussione

Dimostriamo il vantaggio di un approccio combinato di analizzare il montaggio proteasoma da nondenaturing pagina utilizzando proteasomi archeali ricombinanti. Il metodo usuale 9,11 di coexpression batterica subunità del proteasoma permette una rapida analisi, ma non può rivelare intermedi chiave di montaggio. Vi proponiamo la combinazione coexpression con lisato di miscelazione per sviluppare un quadro più ampio di eventi di assemblaggio.

Il vantaggio di questo approccio combinato...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto in parte da una ricerca di sostegno i fondi delle sovvenzioni (RSFG) da Indiana University-Purdue University, Indianapolis, e in parte da un premio dalla American Heart Association 14GRNT20390154, di ARK

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Soluzione di acrilammide (40%)Biorad1610104 L'acrilammidenon polimerizzata è una neurotossina. Indossare indumenti protettivi adeguati
Filtri centrifughi Amicon ultra 0,5 mLEMDMilliporeUFC501024
Persolfato di ammonioSigmaA3678
ATPSigmaA7699
Kit di analisi BCAPierce23225
Soluzione di bisacrilammide (2%)Biorad1610142
Bludi bromofenoloSigmaB8026
DNaseISigmaDN25
Ditiotreitolo (DTT)Thermo FisherBP172
E. coli BL21 cellule competentiEMD Millipore69450
GelCode BlueThermo Fisher24592Reagente colorante di coomassie colloidale per gel
Gel doc EZ systemBiorad1708270Biorad
1653320Plastica a forma di cuneo utilizzata per separare le piastre di gel; utile per la diffusione di liquidi.
Bacchetta di vetroThermo Fisher11-380B
GlycerolSigma49767
GlycineThermo FisherBP3865
Siringa HamiltonThermo Fisher14-813-38Siringa in vetro per caricamento gel
HEPESUS BiologicalsH2010
HMW Kit di calibrazione nativaGE Healthcare170445-01Standard proteici ad alto peso molecolare
Hoefer SG30Thermo Fisher03-500-277Creatore di gradiente
ImidazoleUS Biologicals 280671
IPTGUS BiologicalsI8500Per l'induzione dell'espressione proteica
IsopropanoloThermo FisherBP26181
Kanamicina solfatoUS BiologicalsK0010
LisozimaSigmaL6876
MgCl2Fluka analytical630680
Mini Protean Tetra CellBiorad1658002EDUApparecchio per elettroforesi su gel
NaClThermo FisherS640-3
NaOHThermo FisherS318-1
Pefabloc SCRoche11429876001Inibitore della proteasi
pET42EMD Millipore70562Plasmide
di espressione Precisione più tutto lo standardblu Biorad1610373Standard di proteine molecolari per SDS-PAGE
Kit di mutagenesi a cambio rapidoTecnologie Agilent200521
Sodio Dodecil Solfato (SDS)Thermo FisherBP166
Suc-LLVY-AMCEnzo lifesciencesBML P802-0005Substrato fluorogenico
Talon Metal Affinity ResinClontech635502Immobilized Cobalt Affinity Resin
TEMEDSigmaT7024
TrisUS BiologicalsT8600
Triton-X100Sigma93426
TryptoneBacto BD
vassoio per campioni UVBiorad1708271Per l'imaging UV di gel
Estratto di lievitoBacto BD212720
211699

Riferimenti

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