Articolo metodologico

Efficiente e anticorpi etichettatura per cicloaddizione azide-alchino Strain-promosso site-specific

DOI:

10.3791/54922

⸱

23 dicembre 2016

 ,  ,  , 
1Department of Chemistry, Sogang University

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Qui, presentiamo un protocollo per introdurre sonde chimiche sito-specifiche in un frammento di anticorpo incorporando geneticamente un amminoacido contenente azide, e successivamente accoppiando l'azide con una sonda chimica mediante cicloaddizione azide-alchino promossa dal ceppo (SPAAC).

Abstract

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Ci sono attualmente molti strumenti chimici a disposizione per introdurre sonde chimiche in proteine ​​per studiare la loro struttura e funzione. Un metodo utile è la coniugazione di proteine ​​geneticamente introducendo un amminoacido non naturale contenente un gruppo funzionale bioorthogonal. Questo rapporto descrive un protocollo dettagliato per site-specific anticorpi coniugazione. Il protocollo comprende dettagli sperimentali per la costituzione genetica di un aminoacido azide contenenti, e la reazione di coniugazione per cicloaddizione azide-alchino strain-promosso (SPAAC). Questa reazione strain-promosso procede per semplice miscelazione delle molecole reagenti a pH fisiologico e temperatura, e non richiede reagenti aggiuntivi come rame (I) ioni e leganti rame-chelanti. Pertanto, questo metodo sarebbe utile per la coniugazione di proteine ​​generale e sviluppo di anticorpi coniugati farmaco (ADC).

Introduzione

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Dal momento che la costituzione genetica di p -methoxyphenylalanine in Escherichia coli è stato segnalato, 1 più di 100 amminoacidi non naturali (UAAs) sono stati inseriti con successo in varie proteine. 1-3 Tra questi UAAs, gli aminoacidi contenenti gruppi funzionali bioorthogonal sono stati ampiamente studiati e rappresentano la percentuale più elevata. I gruppi funzionali bioorthogonal utilizzati nei UAAs includono chetone, 4 azide, 5 alchino, 6 cyclooctyne, 7 tetrazina, 8 α, β-insaturo ammide, 9 norbonene, 10 transcyclooctene, 11 e biciclo [6.1.0] -nonyne. 11 Sebbene ogni gruppo funzionale ha i suoi vantaggi e svantaggi, gli amminoacidi azide contenenti più sono stati ampiamente utilizzati per la coniugazione di proteine. p -Azidophenylalanine (AF), uno degli amminoacidi azido-contenente, è prontamente disponibile, e la sua incorporazione efficiency è eccellente. proteine ​​mutanti contenenti questo aminoacido può essere fatto reagire con alchini di cicloaddizione di rame-catalizzata o con cyclooctynes ​​di SPAAC. 12-20

Recentemente, biofarmaceutici hanno attratto grande attenzione nel settore farmaceutico. Il coniugato anticorpo-farmaco (ADC) è una classe di anticorpi terapeutici che sono vantaggiosi per la loro capacità di terapia mirata per il trattamento dei tumori umani 21 e altre malattie. Più di 50 ADC sono attualmente in sperimentazione clinica, e il numero è in rapido aumento. Nello sviluppo di ADC, molti fattori devono essere considerati per massimizzare l'efficacia e minimizzare gli effetti collaterali. Tra questi fattori, una reazione di coniugazione efficiente e sito-specifica per formare un legame covalente tra un anticorpo ed un farmaco è critica. L'efficienza desiderata e specificità nella reazione di coniugazione può essere ottenuto mediante coniugazione con un gruppo funzionale in un bioorthogonalamminoacido non naturale che è specificamente incorporata in un anticorpo. 22-26 Qui, si segnala un protocollo al sito-specifico incorporano AF in un frammento di anticorpo e coniugare il frammento di anticorpo mutante con una sonda biochimico.

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Protocollo

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1. Costruzione plasmide

  1. Costruire un plasmide di espressione (pBAD-HerFab-L177TAG) che esprimesse il gene bersaglio degli anticorpi (pBAD-HerFab-WT) con il suo 6 -tag, e sostituire il codone per la leucina-177 con il codone ambra (TAG) 27, utilizzando convenzionale tecnica di mutagenesi sito-diretta.
    Vedere la Tabella dei Materiali.
  2. Costruire un altro plasmide di espressione (pEVOL-AFRS) contenente i geni per il tRNA evoluta Tyr e-tRNA sintetasi coppia (AARS). Utilizzare il vettore plasmide appositamente progettato, pEVOL, per un efficiente incorporazione di UAAs. Le dettagliate protocolli di informazione plasmide e la clonazione sono descritti nella relazione precedente. 28
  3. Ottenere DNA plasmidico di alta qualità utilizzando kit di preparazione plasmide disponibili in commercio. Il rapporto di 260/280 di ~ 1.8 è ottimale per il DNA purificato. Se richiesto, eseguire 1% elettroforesi su gel di agarosio per verificare la purezza del DNA.

2. Cultura Preparazione

  1. elettroporazione
    1. Aggiungere ogni DNA 1 ml di pEVOL-AFRS 28 e pBAD-HerFab-L177TAG a 20 microlitri ceppo di Escherichia coli DH10β. Mescolare delicatamente, con una pipetta. I plasmidi possono essere trasformati insieme o in reazioni indipendenti.
    2. Per 0,1 cm cuvette, configurare le impostazioni di elettroporazione a 25 mF e 2,5 kV.
    3. Inserire la cuvetta nella diapositiva della camera di scioccante. Spingere la slitta nella camera fino a quando la provetta entra in contatto costante con gli elettrodi da camera.
    4. Pulse una volta premendo il pulsante di impulso fino a quando il segnale acustico della macchina elettroporazione.
    5. Aggiungere 1 ml di brodo eccellente ottimale con catabolite rimozione (SOC) mezzo contenente 2% (w / v) triptone, 0,5% (w / v) di estratto di lievito, 10 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 10 mM MgCl 2, e 20 mM di glucosio alla cuvetta rapidamente e trasferire il composto in una provetta. Incubare le cellule per 1 ora a 37 ° C con agitazione.
    6. Le cellule di E. coli diffusione trasformato in lisogenia brodo (LB) piastre di agar contenenti antibiotici appropriati (35 mg / ml cloramfenicolo e 100 mg / ml ampicillina per la selezione pEVOL-AFRS e pBAD-HerFab-L177TAG, rispettivamente). Incubare le piastre a 37 ° C per 12 h.
  2. preparazione Cultura
    1. Inoculare una singola colonia trasformata in 5 ml LB medie contenenti antibiotici. Incubare per 12 ore a 37 ° C con agitazione.

3. Espressione e purificazione di HerFab-L177AF

  1. L'espressione di HerFab-L177AF
    1. Trasferire la coltura primaria (5 mL) in 200 mL LB contenente ampicillina media (100 ug / mL) e AF (1 mM), seguita da incubazione a 37 ° C con agitazione.
      NOTA: soluzione madre 100 mM AF (10 mL) è stata preparata sciogliendo 206 mg AF in 100 mM di acido cloridrico (10 mL, volume finale).
    2. Aggiungere 2 ml di 1,6 M arabinosio (16mM concentrazione finale) quando la cultura raggiunge il log-fase (OD 550 = 0,8, OD = densità ottica). Incubare per 12 ore a 30 ° C con agitazione.
    3. Celle di raccolta per centrifugazione a 11.000 xg per 5 min. Gettare il surnatante e congelare il pellet a -20 ° C.
  2. La lisi cellulare
    1. Risospendere il pellet di cellule in 20 mL di tampone di lisi periplasmic contenente 30 mM Tris (pH 8,0), 1 mM EDTA, 20% di saccarosio e 0,2 mg / ml di lisozima e incubare la miscela per 1 ora a 37 ° C.
    2. Centrifugare il lisato cellulare a 18.000 xga 4 ° C per 15 min. Trasferire il surnatante in una nuova provetta e scartare il pellet.
  3. Ni-NTA cromatografia di affinità
    1. Aggiungere sospensione resina Ni-NTA ad ogni provetta da centrifuga (400 microlitri di resina per una cultura 200 mL), e mescolare delicatamente a 4 ° C per 1 h.
    2. Versare la sospensione in una colonna polipropilene e lavare la resina tre volte con 5 mL bu lavaggioffer contenente 50 mM NaH 2 PO 4 (pH 8,0), 20 mM imidazolo, e 300 mm NaCl.
    3. Eluire l'anticorpo bersaglio con 300 microlitri di tampone di eluizione contenente 50 mM NaH 2 PO 4 (pH 8,0), 250 mm imidazolo, e 300 mm NaCl.
    4. Determinare la concentrazione della proteina mutante Metodo di Bradford 29 o misurando l'assorbanza a 280 nm. Calcolare il coefficiente di estinzione (75.866 M -1 cm -1) per HerFab-L177AF a 280 nm da proteine estinzione calcolatrice coefficiente utilizzando il coefficiente di estinzione (2.471 M -1 cm -1) per AF.
      NOTA: La sequenza aminoacidica del HerFab può essere trovata sul sito NCBI (GI: 783.282.791 e GI: 783.282.792).

4. Coniugazione purificata HerFab-L177AF con Acetilene sonde Utilizzando cicloaddizione azide-alchino Strain-promossa (SPAAC)

  1. Aggiungere 20 ml di Cy5.5-Azadibenzocyclooctyne (Cy5.5-ADIBO) in H 2 O (20081; M concentrazione finale) ad una soluzione di 10 ml di HerFab-L177AF (10 mM concentrazione finale) in tampone fosfato contenente 10 mM Na 2 HPO 4 (pH 7,0) e 100 mM NaCl.
    NOTA: Come alternative, cyclooctyne difluorinated (DIFO) e biciclo [6.1.0] nonyne (BCN) derivati ​​sono disponibili per la stessa applicazione anche.
  2. Lasciare che la reazione di cicloaddizione strain-promosso procedere per 6 ore a 37 ° C. Se viene utilizzata una sonda fotosensibile (ad esempio, Cy5.5), coprire il recipiente di reazione con un foglio di alluminio.
  3. Purificare il HerFab etichettati in base al punto 5.

5. Purificazione di etichetta HerFab

  1. Aggiungere 500 ml di campione in una colonna di filtro rotativo centrifugo.
  2. Centrifugare la colonna di spin a 14000 g a 4 ° C per 15 min.
  3. Gettare flusso continuo e il trasferimento purificati campione dalla colonna di selezione per una provetta da microcentrifuga da 1,5.
  4. In alternativa al passo 5.1 5.3, eseguire purificazione mediante dialisi contro lo stesso tampone.
  5. Conservare il purificato etichettato HerFab a 4 ° C.

6. SDS-PAGE analisi di etichetta HerFab

  1. Aggiungere 5 ml LDS tampone proteica contenente 106 mm Tris · HCl, 141 mm di base Tris (pH 8,5), 2% LDS, 10% glicerolo, 0,51 mm EDTA, di 0,22 mm SERVA Blu G250, e 0,175 mm Rosso fenolo a 13 ml di purificato etichettati HerFab (7.8 mM o 0,38 mg / ml) in presenza (+) o in assenza (-) di 2 microlitri ditiotreitolo (DTT, 100 mM concentrazione finale). Incubare la miscela a 95 ° C per 10 min.
  2. Fissare il 4-12% Bis-Tris gel SDS-PAGE cassette alla cella di elettroforesi e aggiungere tampone di corsa. Caricare i campioni di proteine ​​coniugate e il marcatore di peso molecolare pre-colorato. Eseguire l'elettroforesi su gel per 35 minuti a 200 V.
    Nota: Mantenere la cella di elettroforesi al buio durante l'intero periodo per ridurre al minimo fotometabolismo del fluoroforo.
  3. Dopo l'elettroforesi, trasferireil gel ad uno scanner gel fluorescenti, e scansione per l'emissione di fluorescenza alla lunghezza d'onda appropriata. Per Cy5.5, utilizzare la modalità Cy5 nel software dello scanner.
  4. Macchia il gel con una macchia proteine ​​commerciale.

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Risultati

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In questo studio, un frammento di anticorpo era sito-specifico coniugato con un fluorocromo incorporando un aminoacido azide contenente nel frammento e reagire il frammento di anticorpo mutante con un cyclooctyne teso (Figura 1). HerFab è stato selezionato come il frammento di anticorpo di destinazione in cui AF è stato accolto come un aminoacido azide contenenti. Per scegliere il residuo in HerFab per la sostituzione con AF, la struttura cristallina ai raggi X del HerFa...

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Discussione

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L'incorporazione genetica di aminoacidi non naturali in proteine ​​ha diversi vantaggi rispetto ad altri metodi utilizzati per la modifica della proteina. 1-3 Uno dei vantaggi importanti è la sua applicabilità generale a qualsiasi tipo di proteina. In linea di principio, non vi è alcuna limitazione nella scelta di una proteina bersaglio e un sito target della proteina. Tuttavia, la sostituzione di un residuo strutturalmente o funzionalmente importante con SAU può comportare alterando la struttura e la fun...

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
1. Costruzione del plasmide
plasmidiopzionalmente contiene il codone di stop ambrato (TAG) in una posizione desiderata. Ko, W. et al. Marcatura efficiente e sito-specifica degli anticorpi mediante cicloaddizione azide-alchino promossa dal ceppo. BKCS. 36 (9), 2352-2354, doi: 10.1002/bkcs.10423, (2015)
plasmide pEvol-AFRSYoung, T. S., Ahmad, I., Yin, J. A., e Schultz, P. G. Un sistema potenziato per la mutagenesi innaturale degli aminoacidi in E. coli. J. Mol. Biol. 395 (2), 361-374, doi: 10.1016/jmb.2009.10.030, (2010)
DH10BInvitrogenC6400-03Expression Host
Plasmid Mini-prep kitNucleogen5112200/pack
AgarosioIntrone biotecnologia32034500  g
Bromuro di etidioAlfa AesarL074821 g
LB BrodoBD Difco244620500  g
2. Preparazione della coltura
2.1 Elettroporazione
Micro pulsatoreBIO-RAD165-2100
Cuvetta per micro pulsatoreBIO-RAD165-20890.1  cm interasse tra gli elettrodi, confezione da 50
Ampicillina SodiumWako018-1037225 g
CloramfenicoloAlfa AesarB2084125 g
AgarSAMCHUN214230500 g
SOC mediumSigmaS1797100 mL
3. Espressione e purificazione di HerFab-L177AF
3.1 Espressione di Herfab-L177AF
p-azido-L-fenilalanina (AF)BachemF-3075.00011 g
L(+)-arabinosio, 99%Acros104981000100 g
Acido cloridrico, 35~37%SAMCHUNH0256500 mL
3.2 Lisi cellulare
Tris(idrossimetil)amminometano, 99%SAMCHUNT1351500 g
EDTA sale disodico diidrato, 99,5%SAMCHUNE00641 kg
SaccarosioSigmaS9378500 g
LisozimaSiyaku126-06711 g
3.3 Cromatografia di affinità Ni-NTA
Ni-NTAQIAGEN3021025 mL
Colonna in polipropileneQIAGEN3492450/confezione, capacità 1 mL
Imidazolo, 99%SAMCHUNI05781 kg
Fosfato di sodio monobasico, 98%SAMCHUNS09191 kg
Cloruro di sodio, 99%SAMCHUNS29071 kg
4. Coniugazione di HerFab-L177AF purificato con sonde alchine utilizzando la cicloaddizione azide-alchino promossa dal ceppo (SPAAC)
Cy5.5-ADIBO FutureChemFC-61191 mg
5. Purificazione dei filtri centrifughi HerFab
Amicon Ultra da 0,5 mLMILLIPOREUFC50039696/confezione, 500 μ L capacity
6. Analisi SDS-PAGE di HerFab marcato e scansione su gel fluorescente
1,4-Ditio-DL-treitolo, DTT, 99,5%Sigma1070898400110 g
NuPAGE LDS Sample Buffer, 4xThermofisherNP000710 mL
MES tampone di corsaThermofisherNP0002500 mL
Nupage Novex 4-12% SDS PAGE gelThermofisherNO032112 pozzetti
Coomassie Brilliant Blue R-250Wako031-1792225 g
Typhoon 9210 imager a modalità variabileAmersham Biosciences
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Riferimenti

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