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Articolo metodologico

In Vivo Investigation of Antimicrobial Blue Light Therapy per la multi-resistente baumannii Acinetobacter Masterizzare Infezioni Utilizzando bioluminescenza Imaging

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DOI:

10.3791/54997

⸱

28 aprile 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Wellman Center for Photomedicine, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 2Department of Medical Oncology, Beijing Institute of Translational Medicine, Chinese Academy of Sciences, 3Cancer Center, Aviation General Hospital, Beijing, 4Infectious Disease Service, Brooke Army Medical Center

In questo articolo

Sommario

Le infezioni causate da ceppi batterici multiresistenti (MDR) sono emerse come una seria minaccia per la salute pubblica, rendendo necessario lo sviluppo di terapie alternative. Presentiamo un protocollo per valutare l'efficacia della terapia antimicrobica con luce blu (aBL) per le infezioni da MDR Acinetobacter baumannii nelle ustioni di topo utilizzando l'imaging a bioluminescenza.

Abstract

Bruciano le infezioni continuano ad essere una causa importante di morbilità e mortalità. La crescente emergere di (MDR) batteri multiresistenti ha portato alla frequente fallimento dei trattamenti tradizionali antibiotici. terapie alternative sono urgentemente necessari per affrontare i batteri MDR.

Un approccio non antibiotico innovativo, antimicrobico luce blu (ABL), ha dimostrato efficacia contro le infezioni promettente MDR. Il meccanismo di azione di ABL non è ancora ben compreso. È comunemente ipotizzato che naturalmente cromofori fotosensibilizzanti endogeni nei batteri (ad esempio, porfirine esenti da ferro, flavine, etc.) sono eccitati da abl, che a sua volta produce specie reattive dell'ossigeno citotossici (ROS) attraverso un processo fotochimico.

A differenza di un altro approccio antimicrobico a base di luce, antimicrobico terapia fotodinamica (aPDT), la terapia ABL non richiede il coinvolgimento di un photosensitiz esogenaER. Tutto ciò che serve per entrare in vigore è l'irradiazione di luce blu; pertanto, è semplice e poco costoso. I recettori ABL sono i fotosensibilizzatori endogeni cellulari nei batteri, piuttosto che il DNA. Così, ABL è ritenuto essere molto meno genotossico alle cellule ospiti di irradiazione ultravioletta-C (UVC), che provoca direttamente danni al DNA in cellule ospiti.

In questo articolo, vi presentiamo un protocollo per valutare l'efficacia della terapia ABL per MDR Acinetobacter baumannii infezioni in un modello murino di ustioni. Utilizzando un ceppo bioluminescente ingegnerizzato, siamo stati in grado di monitorare in maniera non invasiva il grado di infezione in tempo reale in animali viventi. Questa tecnica è anche un efficace strumento di controllo della distribuzione spaziale delle infezioni negli animali.

Introduzione

Bruciare infezioni, che sono riportati di frequente causa di infortuni termici cutanee, continuano ad essere una causa importante di morbilità e mortalità 1. La gestione delle infezioni ustione è stata ulteriormente compromessa dalla crescente emergere di (MDR) ceppi batterici multiresistenti 2 a causa dell'uso massiccio di antibiotici. Un importante batteri MDR Gram-negativi è Acinetobacter baumannii, che è noto per essere associato con le recenti ferite in battaglia ed è resistente a quasi tutti gli antibiotici disponibili 3. La presenza di biofilm in foci ferito 'stato segnalato 4, 5 e si crede ad aggravare la tolleranza agli antibiotici e difesa dell'ospite 6, 7, causando infezioni persistenti 8, 9. Pertanto, v'è una pressing bisogno per lo sviluppo di trattamenti alternativi. Nella strategia nazionale recentemente annunciato per la lotta contro batteri resistenti agli antibiotici, lo sviluppo di terapie alternative agli antibiotici è stato notato come un'azione da parte del governo degli Stati Uniti 10.

approcci antimicrobici basati leggeri, come indica il nome, impongono l'irradiazione di luce con o senza altri agenti. Questi approcci includono la terapia antimicrobica fotodinamica (aPDT), ultravioletto-C (UVC) irradiazione, e la luce blu antimicrobica (ABL). In studi precedenti, hanno dimostrato l'efficacia promettenti nell'uccidere MDR ceppi batterici 11, 12, 13. Tra i tre approcci basati sulla luce, ABL ha attirato sempre più attenzione negli ultimi anni grazie alle sue proprietà antibatteriche intrinseche senza l'uso di fotosensibilizzanti 14. in Comparison a aPDT, ABL coinvolge solo l'uso di luce, mentre aPDT richiede una combinazione di luce e un fotosensibilizzatore. Pertanto, ABL è semplice e poco costoso 14. In confronto a UVC, ABL si crede che sia molto meno citotossici e genotossici alle cellule ospiti 15.

L'obiettivo di questo protocollo è quello di indagare l'efficacia della ABL per il trattamento delle infezioni causate da ustione MDR A. baumannii in un modello murino. Usiamo batteri patogeni bioluminescenti per sviluppare nuovi modelli murini di infezioni ustionati che permettono il monitoraggio non invasivo della carica batterica in tempo reale. Rispetto al metodo tradizionale di campionamento del fluido / tessuto e successiva placcatura e conteggio delle colonie 16, questa tecnica fornisce risultati accurati. Il processo di campionamento del tessuto potrebbe introdurre un'altra fonte di errore sperimentale. Poiché l'intensità di luminescenza batterica è linearmente proporzionale alla corresristagni batterica CFU 17, possiamo misurare direttamente la sopravvivenza dei batteri dopo una certa dose di irradiazione di luce. Monitorando la carica batterica negli animali che vivono ricevere il trattamento di luce in tempo reale, la cinetica di uccisione di batteri possono essere caratterizzati utilizzando un numero notevolmente ridotto di topi.

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Protocollo

1. Preparazione di coltura batterica

  1. Aggiungere 7,5 ml di Brain Heart Infusion (BHI) medium ad un tubo da 50 ml per centrifuga. Seme cellule A. baumannii nel mezzo BHI e poi incubare la coltura A. baumannii in un incubatore orbitale (37 ° C) per 18 ore.
  2. Centrifugare la coltura delle cellule a 3500 xg per 5 minuti, rimuovere il surnatante e lavare il pellet in soluzione salina tamponata con fosfato (PBS).
  3. Risospendere i batteri pellets in PBS fresco e accuratamente pipetta la sospensione.
  4. Raccogliere 100 microlitri della sospensione batterica e fare una diluizione 1:10 usando PBS fresco.
  5. Trasferire la diluizione di 1,5 mL semi-micro cuvetta e misurare la densità ottica (OD) a una lunghezza d'onda di 600 nm (OD 600 nm).
  6. Calcolare la OD 600 nm della sospensione originale (non diluito) in PBS secondo il valore OD 600 nm misurato della diluizione e il fattore di diluizione (10).
  7. regolare °e sospensioni originali in PBS a OD 600 nm = 0,6 (corrispondente ad una densità cellulare di 10 8 UFC / mL).

2. modello murino di infezione causata da Masterizza bioluminescente A. baumannii

  1. Usa femmina adulta topi BALB / c di età compresa tra 7-8 settimane e del peso di 17-19 g. Lasciare i topi per acclimatarsi alle condizioni di laboratorio per almeno 3 giorni prima dell'inizio dell'esperimento. Mantenere i topi in un ciclo di 12 ore luce / buio a una temperatura ambiente di 21 ℃ e dare loro cibo e acqua ad libitum.
  2. Anestetizzare i topi con un'iniezione intraperitoneale di un cocktail ketamina-xilazina (100 mg / kg - 20 mg / kg). Toccare leggermente la palpebra di ogni mouse con un batuffolo di cotone; l'assenza del riflesso palpebrale suggerisce una profondità dell'anestesia appropriato. Coprire gli occhi del mouse con il veterinario pomata per prevenire gli occhi dalla siccità durante l'anestesia.
  3. Radere i topi sul retro per esporre la pelle il più possibile utilizzando un 50-blade tagliatore di capelli.
  4. Posizionare il coperchio di 35 mm piastra di Petri sotto l'addome delle topi per mantenere la schiena in una posizione relativamente orizzontale.
  5. bollire l'acqua in un becher da 250 ml (80% pieno) con una x 10" , 220 VAC piastra 10" . Immergere un blocco di ottone (1 x 1 cm sezione trasversale) nel contenitore fino al raggiungimento equilibrio termico con l'acqua. equilibrazione termica richiede solitamente <5 min ed è indicato dal re-ebollizione dell'acqua nel bicchiere.
  6. Prima di creare l'ustioni, somministrare analgesici di prelazione (un'iniezione sottocutanea di 0,1 mg / kg) buprenorfina per alleviare il dolore.
  7. Dieci minuti dopo gli analgesici di opzione, premere delicatamente il blocco di ottone riscaldata alla zona rasata sul retro del mouse per 7 s per indurre ustioni.
    NOTA: per evitare lesioni termiche al personale di lavoro, indossare guanti termici resistenti quando si esegue la procedura di masterizzazione.
  8. Somministrare 0,5 ml di soluzione fisiologica sterile attraverso subcutaneous iniezione per prevenire la disidratazione.
  9. Cinque minuti dopo l'induzione del danno termico, inoculare 50 ml di sospensione batterica contenente 5 x 10 6 CFU in PBS sulle ustioni topo usando una pipetta. Muovendo un tampone di cotone sterile in un movimento a zigzag sulla pelle, spalmare le aliquote sulle ustioni di distribuire le cellule batteriche nella zona bruciata nel modo più uniforme possibile.
  10. Immediatamente dopo l'inoculazione batterica, eseguire l'imaging bioluminescenza per le ustioni infette, come descritto nella Sezione 4.
  11. Posizionare il mouse su un letto chirurgico-acqua riscaldata (37 ° C, zona di recupero) fino a quando i topi hanno completamente recuperato da anestesia. Casa i topi con un numero massimo di 5 per gabbia in un livello di biosicurezza 2-stanza degli animali.
  12. Somministrare analgesici (iniezione sottocutanea di 0,1 mg / kg di buprenorfina) due volte al giorno per i primi tre giorni dopo l'ustione.

3. La terapia antimicrobica Blue Light per A. & #160; baumannii infezione nei topi

  1. Iniziare la terapia Abl a 24 ore dopo l'inoculazione batterica.
  2. Usare un diodo emettitore di luce (LED) con un picco di emissione a 415 nm per ABl irradiazione. Montare il LED su un dissipatore di calore per evitare effetti termici sulla zona irradiata nei topi 18. Fissare il LED ad un'asta di supporto ottico di congiunzione di clip per consentire il LED di muoversi su e giù.
  3. Accendere l'unità / contatore di energia e premere il tasto per selezionare lunghezze d'onda 415 nm. Resettare il misuratore di potenza / energia per sottrarre lo sfondo (luce ambiente).
  4. Posizionare il misuratore di potenza / energia proprio sotto il LED. Indossare occhiali blu-light-protettivi. Accendere la luce LED e regolare la distanza tra l'apertura LED (una lente che converge la luce del LED) e il sensore di luce (2 cm di diametro) del misuratore di potenza / energia in modo che il punto luminoso copre l'intera area il sensore di luce.
  5. Attenzione sintonizzare il LED driver e registrare la lettura del power / contatore di energia. Calcola l'irraggiamento secondo la lettura: Irradiance = Lettura (W) / Area (cm 2). Regolare l'irraggiamento del LED a 100 mW / cm2 sintonizzando il LED driver.
  6. Spegnere il LED. Misurare la distanza tra l'apertura LED e il sensore di luce del misuratore di potenza / energia.
  7. Anestetizzare i topi con un'iniezione intraperitoneale di un cocktail ketamina-xilazina (100 mg / kg - 20 mg / kg). L'assenza del riflesso palpebrale suggerisce una profondità dell'anestesia appropriato.
  8. Casualmente dividere i topi in un gruppo abl-trattato (n = 10) e un gruppo non trattato di controllo (n = 10).
  9. Per il gruppo trattato con abl, coprire gli occhi di topi con un foglio di alluminio per evitare sovraesposizione alla luce. Collocare le bruciature del mouse direttamente sotto il LED, con il coperchio di una capsula di Petri da 35 mm sotto l'addome mouse per mantenere la schiena in una posizione orizzontale.
  10. Sostituire il misuratore di potenza / energia indicato nel passaggio 3.5 con un mouse su un quadrato di petrish. Regolare l'altezza del mouse avanti ad una posizione in cui la distanza tra l'apertura LED e la superficie della bruciatura mouse è uguale a quella tra l'apertura LED e il livello del sensore di luce / contatore di energia di potenza (come discusso nel passaggio 3.5).
  11. Irradiare le ustioni infette ad un irradiamento di 100 mW / cm 2. Fornire abl in dosi di 72 J / cm 2 fino ad una dose totale di 360 J / cm 2 è raggiunto (es, 0, 72, 144, 216, 288 e 360 J / cm 2). Dopo ogni dose di luce, eseguire l'imaging bioluminescenza per i topi, come discusso nella sezione 4.
  12. Per il gruppo di controllo non trattato, effettuare l'imaging bioluminescenza delle ustioni topo, come discusso nella sezione 4, utilizzando gli stessi intervalli di tempo come usati per il gruppo trattato con Abl.
  13. Prima della ripresa dei topi, i topi mettere sul letto chirurgico riscaldato-acqua per prevenire la perdita di calore e ipotermia. Osservare l'attività e il riflesso palpebrale dei topi fino al recupero. dopo esimoe recupero dei topi, ospitarli 2-3 per gabbia.
  14. Dopo la terapia abl, effettuare l'imaging bioluminescenza, come discusso nella sezione 4, giorno per i primi 3 giorni e poi a giorni alterni per monitorare la bio-temporale incidenza delle infezioni nei topi.

4. bioluminescenza Imaging di infezioni in topi

  1. Immagine topi usando un sistema di imaging scarsa illuminazione che comprende una telecamera intensificata ad accoppiamento di carica dispositivo, un controller della telecamera, una camera di campioni, e un processore di immagini 19.
  2. Anestetizzare i topi con un'iniezione intraperitoneale di un cocktail ketamina-xilazina (100 mg / kg - 20 mg / kg). Toccare leggermente la palpebrale dei topi con un batuffolo di cotone; l'assenza del riflesso palpebrale suggerisce una profondità dell'anestesia appropriato.
  3. Avviare il software di imaging dal vivo. Nel pannello di controllo che appare, fare clic su Inizializza. Attendere finché il colore della casella temperatura diventa verde, indicando che la temperatura dello stadionella camera campione ha raggiunto 37 ° C.
  4. Posizionare i topi sulla scena (37 ° C) nella camera esemplare di sistema di imaging, con le ustioni infette direttamente sotto la telecamera.
    NOTA: La bioluminescenza dei batteri potrebbe diminuire quando le bruciature diventano secche. Pertanto, si consiglia di idratare le bruciature del mouse con PBS prima di imaging.
  5. Nel pannello di controllo, mettere un segno di spunta accanto a "Luminescence". Selezionare "esposizione automatica" in modo che il tempo di esposizione per l'imaging sarà ottimizzato per il software di imaging dal vivo in base all'intensità bioluminescenza.
  6. Selezionare "C" dall'elenco a discesa "Campo visivo". Selezionare l'opzione "Scan gamma media" per consentire al software di determinare la distanza focale. Mettere un segno di spunta accanto alla sovrapposizione.
  7. Fai clic su "Acquisisci" per acquisire l'immagine. Nella casella "Modifica immagine Label", fai clic su "OK"; apparirà una "finestra immagine" e "Toll Palette".
  8. Impostare i parametri di Auto ROI per la selezione automatica.
  9. Quantificare l'intensità bioluminescenza come unità di luminescenza relativa (RLU) e visualizzare la bioluminescenza in una scala falsi colori che vanno dal rosa (più intenso) al blu (almeno intenso) 19, 20.
  10. Calcolare la frazione sopravvivenza dei batteri nel topo ustioni a vari punti di tempo in base all'analisi intensità bioluminescenza. La frazione sopravvivenza dei batteri in un dato istante = l'intensità bioluminescenza misurata in quel punto di tempo / intensità bioluminescenza misurata subito prima dell'esposizione ABl 17.

5. L'eutanasia dei topi

  1. Gli endpoint dell'esperimento sono le seguenti: (a) risoluzione dell'infezione come evidenziato dalla perdita della bioluminescenza come determinato mediante imaging; (B) insorgenza di infezioni sistematiche come indicato dalla diffusione di bioluminescenza di fuori del bruciato sonoun; (C) la perdita di peso corporeo ≥15% rispetto ai topi normali di pari età, o la sofferenza dal dolore e angoscia, come indicato dalla mancanza di risposta alla stimolazione manuale, l'immobilità, l'incapacità di mangiare o bere. Durante lo studio, se ci imbattiamo in una situazione in cui siamo sicuri se un topo ha pienamente raggiunto lo status di moribondo, come indicato dalla nostra definizione, e / o non siamo sicuri se abbiamo bisogno di eutanasia esso, ti contatteremo un personale veterinario CCM per un piano d'azione; (D) altrimenti i topi sarà eutanasia 30 giorni dopo l'inizio dello studio.
  2. Riposizionare i topi in gabbie chiuse specificamente per eutanasia e eutanasia topi fornendo anidride carbonica (CO 2) gas compresso nelle gabbie.
    1. Aprire il serbatoio o valvola di regolazione di CO 2 per avviare il flusso di gas. Verificare che il regolatore di legge il psi corretta (libbre per pollice quadrato) in base a istruzioni indicate dall'unità, e regolare la rigulator alla psi corretto, se necessario, di solito non superiore a 5 psi.
    2. Riempire lentamente. La portata deve spostare non più del 30% del volume della camera / gabbia al minuto (per una gabbia tipica topo, ~ 2 L / min, per una gabbia ratto, ~ 7,5 L / min).
    3. Attendere circa 3-5 minuti per l'animale per fermare lo spostamento o la respirazione; Gli occhi devono essere fissi e dilatati. Spegnere serbatoio CO 2 o valvola di regolazione per arrestare il flusso di CO 2.
    4. Assicurarsi che il cuore non batte per sentire il petto tra il pollice e l'indice. Assicurarsi che non v'è alcun riflesso di ammiccamento toccando il bulbo oculare.
      1. Se c'è un battito cardiaco o riflesso corneale, ripetere il processo eutanasia o usare forbici per aprire la cavità toracica per creare un pneumotorace (l'animale deve essere non rispondenti ad una presa punta prima di eseguire questa procedura).

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Risultati

Il ceppo A. baumannii che abbiamo usato è un isolato clinico MDR, come riportato in precedenza 12, 17. Il ceppo batterico è stata fatta bioluminescente dalla trasfezione di luxCDABE opera 11. La Figura 1A mostra le successive immagini di luminescenza batteriche da un mouse rappresentante bruciano infettati con 5 x 10 6 A. baumannii ed esposti ad una si...

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Discussione

ABL è un nuovo metodo per il trattamento delle infezioni. Dal momento che il suo meccanismo d'azione è completamente diversa da quella della chemioterapia, è più di una fisioterapia. L'agente che media l'effetto antimicrobico è blu irradiazione di luce (400-470 nm). Con lo sviluppo di LED blu, abbiamo guadagnato l'accesso a un approccio antimicrobica a base di luce efficace e semplice per le infezioni MDR.

In questo protocollo, abbiamo descritto lo sviluppo di un modello muri...

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Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato supportato in parte dal Center for Integration of Medicine and Innovative Technology (CIMIT) nell'ambito dell'U.S. Army Medical Research Acquisition Activity Cooperative Agreement (CIMIT No. 14-1894 to TD) e dal National Institutes of Health (1R21AI109172 to TD). YW è stato supportato da una borsa di studio ASLMS Student Research Grant (BS. S02.15). Siamo grati a Tayyaba Hasan, PhD presso il Wellman Center, per il suo lavoro di co-mentorship per YW.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
IVIS PerkinElmer Inc, Waltham, MAIVIS Lumina Serie IIIin vivo imaging
Diodo a emissione di luce LEDVieLight Inc, Toronto, Canada 415 nmSorgente luminosa per illuminazione
Contatore di potenza/energiaThorlabs, Inc., Newton, NJPM100DRilevatore di irraggiamento della luce
Mouse Charles River Laboratories, Wilmington, MABALB/c7-8 settimane di età, 17-19 g peso
Acinetobacter baumannii  Brooke Army Medical Center, Fort Sam Houston, TXIsolato clinicoCeppo luminescente ingegnerizzato
Siringhe da insulinaFisher Scientific14-826-79BD Lo-Dose U-100 Siringhe per insulina iniettabile
Cloruro di sodioFisher Scientific721016cloruro di sodio allo 0,9%,
1x soluzioneFisher ScientificBP24384 Un tampone fosfato standard utilizzato in molte procedure biomolecolari
Infusione di cuore cerebraleFisher ScientificB11059Terreno di coltura batterica
Falcon 15 mL Provette da centrifuga conicheFisher Scientific14-959-70CPer centrifuga in sospensione batterica
Agitatori orbitali incubati da bancoRete di fornitura di laboratorio, Inc, Atkinson, NH Incu-Shaker MiniPer la coltura di batteri
Anelli di inoculazioneFisher Scientific22-363-605   Per spalmare l'inoclum batterico sulla superficie ustionata dei topi
Fisher Scientific Punte per pipette Redi-Tip, 1-200 & micro; LFisher Scientific02-707-502Punte per pipette
Thermo Scientific  Centrifuga Sorvall Legend X1Fisher Scientific75-004-220Per la separazione batterica
della sospensione Blocco d'ottoneSmall Parts, Inc., Miami, FL10 mm per 10 mm Per la creazione di ustioni nei topi
Guanti ad alta temperatura Extreme Dragon PBI/KevlarSuperior Glove Works Ltd, Cheektowaga, NYPBI83514 Guanti resistenti al calore
Piatti GreinerSigma-Aldrich Co. LLCP5112-740EA35 mm &
Piastra riscaldante digitale CorningCole-Parmer Instrument Company, LLCUX-84301-6510" x 10", 220 V CA, per acqua bollente 
Lettino chirurgico riscaldato ad acqua Mouse/Rat Thin LineE-Z SystemsEZ-211Previene la perdita di calore e l'ipotermia durante l'intervento
Unguento veterinarioS& K Pharma, GmbHKerato Biciron 5%,unguento oftalmico Augensalbe per prevenire la secchezza oculare
soluzione salina tamponata con da 10 mm

Riferimenti

  1. Gibran, N. S. Summary of the 2012 ABA Burn Quality Consensus conference. J Burn Care Res. 34 (4), 361-385 (2013).
  2. Sommer, R., Joachim, I., Wagner, S., Titz, A. New approaches to control infections: anti-biofilm strategies against gram-negative bacteria. Chimia (Aarau). 67 (4), 286-290 (2013).
  3. Peleg, A. Y., Seifert, H., Paterson, D. L. Acinetobacter baumannii: emergence of a successful pathogen. Clin Microbiol Rev. 21 (3), 538-582 (2008).
  4. Uppu, D. S. Amide side chain amphiphilic polymers disrupt surface established bacterial bio-films and protect mice from chronic Acinetobacter baumannii infection. Biomaterials. 74, 131-143 (2016).
  5. Schaber, J. A. Pseudomonas aeruginosa forms biofilms in acute infection independent of cell-to-cell signaling. Infect Immun. 75 (8), 3715-3721 (2007).
  6. Hoiby, N., Bjarnsholt, T., Givskov, M., Molin, S., Ciofu, O. Antibiotic resistance of bacterial biofilms. Int J Antimicrob Agents. 35 (4), 322-332 (2010).
  7. Lebeaux, D., Ghigo, J. M., Beloin, C. Biofilm-related infections: bridging the gap between clinical management and fundamental aspects of recalcitrance toward antibiotics. Microbiol Mol Biol Rev. 78 (3), 510-543 (2014).
  8. Akers, K. S. Biofilms and persistent wound infections in United States military trauma patients: a case-control analysis. BMC Infect Dis. 14, 190(2014).
  9. Burmolle, M., et al. Biofilms in chronic infections - a matter of opportunity - monospecies biofilms in multispecies infections. FEMS Immunol Med Microbiol. 59 (3), 324-336 (2010).
  10. National strategy on combating antibiotic-resistant bacteria. , https://www.whitehouse.gov/sites/default/files/docs/carb_national_strategy.pdf (2014).
  11. Dai, T. Photodynamic therapy for Acinetobacter baumannii burn infections in mice. Antimicrob Agents Chemother. 53 (9), 3929-3934 (2009).
  12. Zhang, Y. Antimicrobial blue light therapy for multidrug-resistant Acinetobacter baumannii infection in a mouse burn model: implications for prophylaxis and treatment of combat-related wound infections. J Infect Dis. 209 (12), 1963-1971 (2014).
  13. Dai, T., et al. Ultraviolet C light for Acinetobacter baumannii wound infections in mice: potential use for battlefield wound decontamination? J Trauma Acute Care Surg. 73 (3), 661-667 (2012).
  14. Dai, T. Blue light for infectious diseases: Propionibacterium acnes, Helicobacter pylori, and beyond? Drug Resist Updat. 15 (4), 223-236 (2012).
  15. Yin, R. Light based anti-infectives: ultraviolet C irradiation, photodynamic therapy, blue light, and beyond. Curr Opin Pharmacol. 13 (5), 731-762 (2013).
  16. Haisma, E. M. Inflammatory and antimicrobial responses to methicillin-resistant Staphylococcus aureus in an in vitro wound infection model. PLoS One. 8 (12), e82800(2013).
  17. Wang, Y. Antimicrobial Blue Light Inactivation of Gram-Negative Pathogens in Biofilms: In Vitro and In Vivo Studies. J Infect Dis. 213 (9), 1380-1387 (2016).
  18. Chen, D., Shen, Y., Huang, Z., Li, B., Xie, S. Light-Emitting Diode-Based Illumination System for In Vitro Photodynamic Therapy. Int J Photoenergy. 2012 (2), (2012).
  19. Demidova, T. N., Gad, F., Zahra, T., Francis, K. P., Hamblin, M. R. Monitoring photodynamic therapy of localized infections by bioluminescence imaging of genetically engineered bacteria. J Photochem Photobiol B. 81 (1), 15-25 (2005).
  20. Hamblin, M. R., Zahra, T., Contag, C. H., McManus, A. T., Hasan, T. Optical monitoring and treatment of potentially lethal wound infections in vivo. J Infect Dis. 187 (11), 1717-1725 (2003).
  21. Rowan, M. P. Burn wound healing and treatment: review and advancements. Critical Care. 19, 243(2015).
  22. Marx, D. E., Barillo, D. J. Silver in medicine: The basic science. Burns. 40 (Supplement 1), S9-S18 (2014).
  23. Heyneman, A., Hoeksema, H., Vandekerckhove, D., Pirayesh, A., Monstrey, S. The role of silver sulphadiazine in the conservative treatment of partial thickness burn wounds: A systematic review. Burns. 42 (7), 1377-1386 (2016).
  24. Roberts, J. A. Individualised antibiotic dosing for patients who are critically ill: challenges and potential solutions. Lancet Infect Dis. 14 (6), 498-509 (2014).
  25. Dai, T. Blue light eliminates community-acquired methicillin-resistant Staphylococcus aureus in infected mouse skin abrasions. Photomed Laser Surg. 31 (11), 531-538 (2013).
  26. Uppu, D. S. Amide side chain amphiphilic polymers disrupt surface established bacterial bio-films and protect mice from chronic Acinetobacter baumannii infection. Biomaterials. 74, 131-143 (2016).
  27. Donlan, R. M., Costerton, J. W. Biofilms: survival mechanisms of clinically relevant microorganisms. Clin Microbiol Rev. 15 (2), 167-193 (2002).
  28. Olsen, I. Biofilm-specific antibiotic tolerance and resistance. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. , (2015).
  29. Song, H. H. Phototoxic effect of blue light on the planktonic and biofilm state of anaerobic periodontal pathogens. J Periodontal Implant Sci. 43 (2), 72-78 (2013).
  30. Rosa, L. P., da Silva, F. C., Viana, M. S., Meira, G. A. In vitro effectiveness of 455-nm blue LED to reduce the load of Staphylococcus aureus and Candida albicans biofilms in compact bone tissue. Lasers Med Sci. 31 (1), 27-32 (2015).
  31. Guffey, J. S., Wilborn, J. In vitro bactericidal effects of 405-nm and 470-nm blue light. Photomed Laser Surg. 24 (6), 684-688 (2006).
  32. Enwemeka, C. S., Williams, D., Enwemeka, S. K., Hollosi, S., Yens, D. Blue 470-nm light kills methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in vitro. Photomed Laser Surg. 27 (2), 221-226 (2009).
  33. Bumah, V. V., Masson-Meyers, D. S., Cashin, S. E., Enwemeka, C. S. Wavelength and bacterial density influence the bactericidal effect of blue light on methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA). Photomed Laser Surg. 31 (11), 547-553 (2013).
  34. Maclean, M., MacGregor, S. J., Anderson, J. G., Woolsey, G. Inactivation of bacterial pathogens following exposure to light from a 405-nanometer light-emitting diode array. Appl Environ Microbiol. 75 (7), 1932-1937 (2009).
  35. Kim, M. Optical lens-microneedle array for percutaneous light delivery. Biomedical Optics Express. 7 (1o), 4220-4227 (2016).

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