Dissezione e di osservazione di Honey Bee dorsale della nave per gli studi della funzione cardiaca

Sommario

Il vaso dorsale addominale dell'ape mellifera e di altri insetti funge da equivalente funzionale del cuore dei mammiferi e svolge un ruolo importante nel trasporto dei nutrienti, nella rimozione dei rifiuti, nella funzione immunitaria e altro ancora. Qui descriviamo un protocollo per la visualizzazione e la manipolazione farmacologica della frequenza cardiaca delle api.

Abstract

L'ape mellifera europea, Apis mellifera L., è una preziosa risorsa agricola e commerciale nota per la produzione di miele e per la fornitura di servizi di impollinazione delle colture, nonché un importante insetto sociale modello utilizzato per studiare la memoria e l'apprendimento, l'invecchiamento e altro ancora. Qui descriviamo un protocollo dettagliato per la dissezione della parete addominale dorsale di un'ape al fine di visualizzare il suo vaso dorsale, che svolge il ruolo del cuore nell'insetto. Una dissezione riuscita esporrà un cuore funzionale che, nelle condizioni adeguate, può mantenere un battito cardiaco costante per un lungo periodo di tempo. Ciò consente allo sperimentatore di manipolare la frequenza cardiaca attraverso l'applicazione di composti cardiomodulatori al vaso dorsale. Utilizzando un microscopio digitale o un microscopio dotato di fotocamera digitale, lo sperimentatore può effettuare registrazioni video del vaso dorsale prima e dopo il trattamento con composti in esame. I video possono quindi essere valutati in un momento conveniente per l'utente al fine di determinare i cambiamenti nella frequenza cardiaca, nonché i cambiamenti nel modello dei battiti cardiaci, dopo il trattamento. I vantaggi di questo protocollo sono che è relativamente economico da configurare, facile da imparare, richiede poco spazio o attrezzatura e richiede pochissimo tempo per essere eseguito.

Introduzione

L'obiettivo generale di questa metodologia è quello di consentire al ricercatore di rapidamente e facilmente osservare e quantificare l'effetto che un agente farmacologico ha sulla frequenza cardiaca di api mellifere. Api, come altri insetti, hanno un sistema circolatorio aperto che diffonde emolinfa, l'equivalente insetti di sangue, durante la cavità del corpo, conosciuto come hemocoel. La circolazione di emolinfa è essenziale per il trasporto di sostanze nutritive, fattori immunitari, rifiuti, così neurohormones e altre molecole di segnalazione ^1. La circolazione è facilitata dal vaso dorsale, che si estende lungo la linea mediana dorsale dell'insetto, nonché organi pulsatile accessori. Il vaso dorsale è divisa in due sezioni funzionalmente distinte, designato cuore nell'addome e l'aorta nel torace e la testa. contrazioni propagate nel emolinfa cuore pompa verso il torace e la testa, mentre gli organi pulsatile accessori assicurano il flusso di emolinfa alle estremità.

funzione cardiaca insetti può essere osservato usando una varietà di metodi, a seconda delle dimensioni, fase fisiologia, o la vita dell'insetto. Un approccio comune per l'osservazione della frequenza cardiaca in larve o insetti più piccoli è l'uso di immagini intravitale ^2. Questo metodo è meno utili api adulte, tuttavia, in quanto può essere difficile visualizzare chiaramente il vaso dorsale attraverso la parete addominale. Un approccio stabilito per la registrazione della frequenza cardiaca in una varietà di insetti, comprese le api, è l'uso di contatto termografia, che utilizza termistori applicati all'esterno dell'insetto per rilevare pulsazioni cardiache ^3,4. La frequenza cardiaca in api adulte è stato registrato anche utilizzando una tecnica elettrofisiologico per misurare una elettrica ^4,5 segnale di impedenza. Questa tecnica richiede l'inserimento di elettrodi nell'animale vicino al cuore e l'utilizzo di un convertitore di impedenza per registrare battiti cardiaci ^4. Analogamente, elettrocardiogrammi sono stati utilizzati per DATECt segnali elettrici prodotti dal cuore e combinati con registrazione video delle api per osservare variazioni dell'attività cardiaca ^6. Un distinto vantaggio di questi approcci è che la frequenza cardiaca viene valutata in intatto, ape vivente, piuttosto che in un campione sezionato, che contribuisce a garantire la disponibilità della gamma di risposte fisiologiche del soggetto. Le sfide di questi approcci includono la contabilità per l'immobilizzazione o anestesia del soggetto, la necessità di limitare le variabili esterne e stimoli che potrebbero alterare la frequenza cardiaca, oltre a determinare un metodo di consegna appropriato quando il test agenti farmacologici.

Un altro approccio che è stato usato per studiare l'attività cardiaca ape è di sezionare parzialmente l'insetto per esporre cuore, quindi misurare contrazioni vaso dorsale usando un trasduttore di spostamento forza ^7. In questo protocollo, il cuore è continuamente bagnata con la corsa soluzione fisiologica e di prova compounds possono essere sciolti in questa soluzione per applicazione al soggetto ^7. Una differenza significativa tra questo metodo e quelli precedentemente descritti è che il cordone nervoso ventrale è rimosso, eliminando il ruolo che il sistema nervoso centrale ha dimostrato di giocare in modulazione di frequenza cardiaca ^5. Il risultato è che il battito cardiaco basale, che è di solito piuttosto irregolare, stabilizza ad una frequenza molto bassa e l'ampiezza a quello tipicamente osservato in un insetto vivente ^5,7. Ciò che tutti questi metodi hanno in comune è che essi richiedono attrezzature altamente specializzate e spesso costosi, oltre ad un certo livello di competenza, per essere realizzato. Forse il più grande svantaggio è che nessuno di questi approcci sono particolarmente adatti per gli esperimenti che coinvolgono test un gran numero di soggetti, come ad esempio lo screening di una libreria di composti potenzialmente cardiomodulatory.

Il maggior punto di forza dell'approccio qui descrittoè la sua semplicità. Il protocollo è relativamente facile da padroneggiare la configurazione richiede poco spazio, ed è necessario solo un ingresso finanziario minimo. Il metodo richiede poco più di alcune api, alcuni strumenti chirurgici, una soluzione isotonica, e di un microscopio digitale o un microscopio tradizionale con una fotocamera digitale. Le api sono sezionati per visualizzare il vaso dorsale e video digitali vengono utilizzati per registrare la frequenza cardiaca prima e dopo il trattamento con agenti farmacologici. Sebbene la registrazione video non è effettivamente necessario per osservare i cambiamenti nella frequenza cardiaca, sarà notevolmente aumentare il throughput (cioè, il numero di soggetti che possono essere elaborati in un determinato periodo di tempo). L'investigatore può massimizzare l'efficienza registrando un gran numero di video in una sola volta e poi segnando questi video in un momento più conveniente. Un altro vantaggio di questo approccio è che i video permettono al ricercatore di ricominciare, se il processo di punteggio essere interrotto, e rendere più facile per la vdel visualizzatore accecare al trattamento, al fine di ridurre i pregiudizi.

Protocollo

1. Raccolta e preparazione dei soggetti di prova

1. Raccogliere il numero appropriato di api dalla colonia.
   NOTA: Il numero necessario dipende non solo le dimensioni e la portata di questo esperimento, ma anche l'abilità del ricercatore. Ad esempio, se ci sono 2 gruppi di trattamento con un campione desiderato di 10 api per gruppo, un investigatore ragionevolmente abile potrebbe raccogliere almeno 30 api per tenere conto di dissezioni senza successo e finire con 20 video utili per segnare.
2. Ridurre al minimo la quantità di tempo che intercorre tra la raccolta e la dissezione.
   NOTA: Sebbene api possono essere alloggiati in laboratorio per giorni prima dissezione, il tasso di successo di dissezioni (cioè, la probabilità di mantenere una frequenza cardiaca stabile in un vaso dorsale sezionato) è stato osservato a diminuire rispetto alla quantità di tempo che le api sono alloggiati lontano dalla colonia.
   1. Fornire api con una fonte di acqua e cibo, mentre ospitato in laboratorio. per example, come minimo, accessibile un 50% (w / v) di saccarosio in acqua (questo è sufficiente per durate inferiori a 6 ore). Per periodi più lunghi, forniscono le api accesso al miele.
   2. Casa api nella notte laboratorio ad una temperatura di circa 32 ° C e 60-80% di umidità relativa per ridurre lo stress ed evitare la disidratazione.
3. Prima di dissezione, anestetizzare le api brevemente per aiutare nella gestione.
   NOTA: Questo può diminuire il tasso di successo di dissezioni e ridurre il throughput.
   1. Raffreddare le api avviene mediante l'immissione sul ghiaccio o in un frigorifero per il tempo sufficiente a ridurre il movimento al fine di aiutare nella gestione.
   2. In alternativa, esporre brevemente le api a CO ₂ al fine di aiutare nella gestione.
      NOTA: L'esposizione prolungata al freddo può ridurre il tasso di successo delle dissezioni. Estesa o ripetuta esposizione al CO ₂ può anche ridurre il tasso di successo delle dissezioni.

2. La dissezionedi dorsale della parete addominale

NOTA: Le api devono essere vivi al momento della dissezione.

1. Utilizzando pinze e / o forbici microdissezione, rimuovere le gambe e le ali per facilitare la dissezione del ventre. Mantenere un piccolo beaker o simile contenitore riempito con acqua distillata vicina allo scopo di risciacquo strumenti tra dissezioni.
2. Mentre trattenete l'ape con una pinza, utilizzare le forbici per tagliare microdissezione lateralmente lungo la parete addominale dorsale tra il primo e il secondo tergiti (vedi Figura 1).

Figura 1: vista dorsale di api dell'addome. L'incisione iniziale deve essere fatta tra il primo e secondo tergiti, come indicato dalla linea rossa. Barra di scala = 1 mm. Si prega di cliccare il suoe per vedere una versione più grande di questa figura.

3. Mentre leggermente tenendo l'estremità posteriore del secondo tergite con la pinza, tagliare longitudinalmente lungo ogni lato delle api dall'incisione iniziale al stinger (vedere Figura 2). Fare attenzione quando si tagliano per evitare la puntura del tratto gastrointestinale.

Figura 2: Vista laterale di api dell'addome. Il secondo e terzo incisioni devono essere effettuate lungo entrambi i lati del ventre, come indicato dalla linea rossa. Barra di scala = 1 mm. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

4. Scambiare le forbici per una seconda serie di pinza sottile e utilizzarli per separare accuratamente la parete addominale dorsale dal resto of dell'addome. Rimuovere delicatamente il stinger e qualsiasi parte del tratto gastrointestinale che rimane attaccata alla parete addominale dorsale. Evitare rottura dell'intestino, come il contenuto può rivestire la parete addominale ed impedire la visualizzazione del vaso dorsale.

Figura 3: Vista del vaso dorsale. Una volta che l'intestino e Stinger sono stati rimossi, il vaso dorsale è visibile lungo la linea mediana della parete addominale dorsale sezionato. Barra di scala = 1 mm. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

5. Disporre la parete addominale dorsali nell'orientamento desiderato sotto la telecamera in modo che il vaso dorsale è visibile (vedere Figura 3). Utilizzare le forbici per tagliare microdissezione via qualsiasi eccesso abmuro dominal che impedisce la visualizzazione del vaso dorsale. La forma della parete addominale dorsale dovrebbe essere simile a una tazza poco profonda o ciotola quando si trova in modo corretto.
   1. Poiché il vaso dorsale non si estende nel segmento addominale hindmost delle api, rimuovere il tergite finale per migliorare la visualizzazione del vaso dorsale.
6. Utilizzando una micropipetta volume regolabile, coprire il vaso dorsale con 10 ml di soluzione isotonica di mantenere condizioni fisiologiche e facilitare un battito cardiaco costante.
   NOTA: La soluzione consigliata è forza trimestre soluzione di Ringer (0,120 g di cloruro / L di calcio, cloruro di potassio 0,105 g / L, 0,050 g / L di bicarbonato di sodio, e 2.250 g / L di sodio cloruro), che è stato trovato per facilitare una stalla, battito cardiaco continuo.

3. Osservazione e modulazione di frequenza cardiaca

1. Lasciare che il vaso dorsale di sedersi indisturbati fino ad ottenere una stabile, battito cardiaco continua(Di solito entro 300 sec).
   NOTA: Heartbeat è visualizzato come contrazioni ritmiche del vaso dorsale. Inizialmente, ci possono sembrano essere alcun battito, specialmente se l'ape è stato anestetizzato, ma il cuore sarà solitamente riprendere battitura dopo riposo in soluzione isotonica per alcuni minuti e può continuare a battere per ore, purché rimane immerso nella soluzione.
2. Misurare la frequenza cardiaca in termini di numero di battiti al minuto (BPM).
   1. Registrare il numero di contrazioni osservati durante un periodo di 60 sec. Utilizzare un contatore del riscontro della mano e un timer per facilitare questo processo.
3. Misurare la variazione della frequenza cardiaca registrando il BPM osservata prima e dopo il trattamento con un composto cardiomodulatory.
   NOTA: Sebbene il tempo necessario per osservare un effetto sulla frequenza cardiaca può variare a seconda del composto in prova, variazioni della frequenza cardiaca in genere può essere osservato in pochi minuti.
   1. Determinare la frequenza cardiaca di base immediatamente primal'aggiunta di composti di prova.
      NOTA: la frequenza cardiaca post-trattamento di solito può essere determinato dopo 90 a 120 sec.
   2. Preparare potenziali cardiomodulators (ad esempio, octopamina) sciogliendo il composto nella stessa soluzione isotonica utilizzata per bagnare il vaso dorsale.
   3. Aggiungere i composti in esame alla soluzione circonda il vaso dorsale utilizzando un micropipetter.
4. Per una maggiore precisione e un throughput più elevato, effettuare una registrazione video di ciascun soggetto di prova e quindi utilizzare i video a segnare la frequenza cardiaca in un secondo momento.
   NOTA: Questo consente a un singolo ricercatore di scaglionare dissezioni al fine di facilitare la produzione quasi continua di video. Durante la registrazione video, la lunghezza minima consigliata è di circa 240 sec con qualsiasi composto di prova che si aggiunge alla boa 60 sec. Questo assicura che il ricercatore ha una finestra di 60 secondi per aver frequenza basale cuore e poi un'altra finestra di 60 secondi per aver post-trattamento della frequenza cardiaca 120 secdopo il trattamento.

Risultati

Poiché molti dei composti farmacologicamente attivi che possono essere testati utilizzando questo protocollo non sono solubili in acqua, è necessario avere un solvente affidabile che consenta composti di prova da consegnare tramite la soluzione isotonica utilizzata per bagnare il vaso dorsale. Dimetilsolfossido (DMSO) è un solvente che viene comunemente utilizzato come veicolo per fornire farmaci sperimentali e altri composti negli animali ^8, ed è stato usato con successo per ...

Discussione

Il protocollo qui presentato fornisce un approccio semplice ed efficace per testare i composti farmacologici per i loro effetti sulla frequenza cardiaca delle api. Come osservato in esperimenti precedenti che sezionano il cordone nervoso ventrale di un insetto vivente⁵ o sezionano il cordone nervoso ventrale quando espongono il vaso dorsale⁷, la perdita della regolazione del sistema nervoso centrale si traduce in un battito cardiaco stabile e a bassa frequenza. La bassa frequenza dei battiti consent...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Microscopio digitale USB Dino-Lite Edge	Dino-Lite	AM4815ZT	È sufficiente qualsiasi microscopio digitale o configurazione simile
Supporto per microscopio	Dino-Lite	RK-10	Qualsiasi supporto adatto per il microscopio digitale
Laptop o PC			Necessario per il microscopio digitale
Forbici per microdissezione (Vannas, 8 cm, dritte, lame da 5 mm)	World Precision Instruments	14003	Qualsiasi forbice simile adatta per la microdissezione sarà sufficiente
Pinza per microdissezione, 10,2 cm, angolata (2 paia)	World Precision Instruments	504482	Qualsiasi pinza simile adatta per la microdissezione sarà sufficiente
Ringers soluzione 1/4 compresse di forza	Sigma-Aldrich	96724-100TAB
		di dissezione	Qualsiasi superficie adatta alla microdissezione
Canale singolo 10 &; l. pipetta			Qualsiasi dispositivo in grado di erogare con precisione 10 µ l volume
Puntali
Piccolo becher o contenitore d'acqua			Utilizzato per sciacquare gli strumenti tra i soggetti
Contatore di conteggio manuale	Deposito dell'ufficio	295033	Qualsiasi prodotto simile sarà sufficiente
Timer	Deposito dell'ufficio	644219	Qualsiasi prodotto simile sarà sufficiente
Acqua			deionizzataPreparazione della soluzione Ringers e degli strumenti di risciacquo

Vassoio per pipette