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Articolo metodologico

Sviluppo di

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⸱

DOI:

10.3791/55272

⸱

30 luglio 2017

 ,  , 
1Biochemical Sciences Division, CSIR-National Chemical Laboratory

In questo articolo

Sommario

Qui riportiamo le varie fasi che interessano lo sviluppo della conoscenza di un miinoinsinidico efficace, incluso l'isolamento, l'identificazione, la selezione e la selezione del fungo entomopatogeno "best-fit", Metarhizium anisopliae , per il controllo dei parassiti insetti nell'agricoltura .

Abstract

Una preoccupazione importante per lo sviluppo di micosensitici commerciali è la velocità di uccisione rispetto a quella degli insetticidi chimici. Di conseguenza, l'isolamento e lo screening per la selezione di un fungo entomopatogeno ad azione rapida e altamente virulente sono passi importanti. I funghi entomopatogeni, come Metarhizium, Beauveria e Nomurea , che agiscono per contatto, sono più adatti a quelli del Bacillus thuringiensis o del virus nucleopolyhedrosis (NPV), che devono essere ingeriti dall'infezione insettica. Nel presente lavoro, abbiamo isolato 68 ceppi Metarhizium da insetti infetti usando una metodologia di diluizione del suolo e di esca. Gli isolati sono stati identificati mediante l'amplificazione e il sequenziamento della regione rDNA ITS1-5.8S-ITS2 e 26S. Il ceppo più virulento di Metarhizium anisopliae è stato selezionato sulla base della concentrazione letale media (LC 50 ) e del tempo (LT 50 ) ottenuta in bioassay insetti contro le larve III-instar di Helicoverpa armigera.La produzione di massa di spore dal ceppo selezionato è stata effettuata con fermentazione allo stato solido (SSF) utilizzando riso come substrato per 14 giorni. Spore vennero estratte dalla biomassa sporulata usando lo 0,1% di tween-80 e sono state preparate diverse formulazioni delle spore. Le prove in campo delle formulazioni per il controllo di un'infestazione H. armigera nei piselli di piccione sono state eseguite mediante un blocco randomizzato. I livelli di controllo dell'infestazione ottenuti con olio e formulazioni acquose (rispettivamente 78,0% e 70,9%) erano migliori rispetto al 63,4% ottenuto con pesticidi chimici.

Introduzione

Dall'introduzione di pesticidi organoclorurati negli anni '40 in India, l'uso di pesticidi è aumentato in molte pieghe 1 , con i coltivatori che costano ancora miliardi di rupie 2 ogni anno in termini di perdita di rendimento nella produzione agricola. L'uso diffuso e non razionale di pesticidi sintetici è una minaccia continua per l'ambiente e la salute umana 1 . L'uso indiscriminato di pesticidi porta a residui nel suolo e l'esaurimento di predatori di peste naturali. Serve anche come una potente pressione di selezione per alterare il trucco genetico di una popolazione di parassiti, portando allo sviluppo della resistenza 1 . Nonostante gli enormi vantaggi della rivoluzione verde, che richiedono ingenti input, come fertilizzanti e pesticidi, i parassiti continuano ad essere un importante vincolo biotico. Una stima generale delle perdite annue delle colture registrate in India e in tutto il mondo è di 12 miliardi di dollariEf "> 2 e 2 000 miliardi di dollari 3 rispettivamente.

Quando i pesticidi chimici hanno effetti dannosi quando vengono usati per controllare i parassiti degli insetti, è indispensabile cercare metodi alternativi ecologicamente sani, affidabili, economici e sostenibili. Il controllo biologico offre un'alternativa appropriata e comprende l'uso di parassiti, predatori e patogeni microbici 4 . I funghi, per esempio, sono conosciuti per infettare un'ampia gamma di insetti di insetti, tra cui i lepidotteri, gli imenotteri, i coleopterani e i dipftani, spesso causando epizootica naturale. Inoltre, a differenza di altri agenti di controllo degli insetti batterici e virali, il modo di azione dei funghi patogeni insetti è dal contatto 5 . Questi funghi comprendono un gruppo eterogeneo di oltre 100 generi, con circa 750 specie riportate tra diversi insetti. I principali patogeni fungini sono: Metarhizium sp., Beauveria sP., Nomuraea rileyi , Lecanicillium lecanii e Hirsutella sp., Per citarne alcuni 6 . M. anisopliae (Metchnikoff) Sorokin è il secondo fungo entomopatogeno più diffuso nel biocontrollo. È noto per attaccare oltre 200 specie di insetti 7 .

In questo studio vengono presentati diversi stadi coinvolti nello sviluppo della conoscenza di un micopesticide usando M. anisopliae . Ciò include: 1) l'identificazione di una sorgente ( cioè insetti di terreno o di micosi) per entomopatogeni virulenti, 2) identificazione e selezione degli entomopatogenici, 3) strategie per mantenere la loro natura virulenta e l'efficacia nel laboratorio di biopsaggio e nel campo 4 ) La formulazione economica dei propagulatori infettivi, 5) lo sviluppo di parametri unici di controllo della qualità per la preparazione virulenta e 6) la bioprogettazione e l'aggiunta di valore.

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Protocollo

1. Isolamento di funghi entomopatogeni

  1. Metodo di diluizione del suolo
    1. Raccogliere i campioni di terreno e insetti micotizzati da diversi campi di coltura ( Tabella 1 ). Isolare i funghi entomopatogeni da campioni di terreno utilizzando il metodo di placcatura di diluizione del terreno 8 .
      Nota: In questo studio sono stati prelevati campioni dal Pune (18 ° 31'13''N; 73 ° 51'24''E) e Buldhana (19 ° 58'36''N 76 ° 30'30''E ) Distretti, Maharashtra, India.
    2. Pesare 10 g di ogni campione di terreno e aggiungerli separatamente a 90 ml di sterile 0,1% (w / v) Tween-80.
    3. Miscelare accuratamente i campioni usando un agitatore magnetico per 60 min per liberare le spore aderenti alle particelle del terreno.
    4. Dopo la miscelazione, distribuire aliquote da 100 a 200 μl da ciascun campione su un supporto selettivo contenente (g / L): peptone, 10; Glucosio, 20; Agar, 18; Streptomicina, 0,6; Tetraciclina, 0,05; cycLohexamide, 0,05; E dodina, 0,1 mi; PH 7,0 9 . Incubare le piastre a 28 ° C per 3-7 giorni.
    5. Selezionare e subcultare le singole colonie sporulose sul medesimo mezzo per ottenere culture pura.
  2. Da insetti micotizzati
    1. Raccogli gli insetti micotizzati dal campo.
      Nota: un corpo larvale duro è probabilmente infetto da fungo entomopatogeno. Con infezione batterica o virale, il corpo insetto morto è morbido.
    2. Raccogliere insetti vivi con un comportamento anomalo, un cattivo coordinamento e movimenti sconnessi.
    3. Tenere gli insetti fino alla morte e poi trasferirli in camere umide per ulteriori micosi e sporulazioni, se del caso, a 28 ° C e 70-80% di umidità.
    4. Striate le spore dai cadaveri sporulanti sul medesimo mezzo selettivo sopra descritto e ottenere colture pura ulteriormente subculturando 2-3 volte sul medesimo mezzo.
  3. Metodo di esca
    1. In unFlaconcino (3,85 x 6,0 cm) contenente 60 g di campione di terreno, aggiungere 4 larve di falciole di riso ( Corcyra cephalonica ) e mantenere le fiale a 25 ± 2 ° C per un periodo di 14 giorni.
    2. Girare i flaconcini a testa in giù ogni giorno. Dopo 14 giorni, esaminare i campioni di terreno per la presenza di larve di moth di riso micotizzato. Isolare il fungo entomopatogeno striando spore dai cadaveri sporulanti su un mezzo selettivo.
    3. Dopo aver ottenuto le colture pura, trasferire gli isolati in agglomerati di patate dextrose agar (PDA) e incubare a 28 ° C e 70-80% RH per 7 giorni per permettere la sporulazione. Dopo la sporulazione, mantenere le culture madre a 8 ° C fino all'uso.

2. Identificazione dei funghi entomopatogeni

  1. Identificare i funghi entomopatogeni osservando le caratteristiche morfologiche ( cioè la dimensione e la forma spore asessuali e la disposizione delle spore sui conidiofori); Isolati di 3 generi principali, Metarhizium , Beauv Eria , e Nomuraea , possono essere identificati.
  2. Per l'identificazione molecolare dei ceppi Metarhizium , estrarre il DNA genomico dalla biomassa micelica utilizzando un kit di isolamento del DNA; Seguire le istruzioni del produttore (vedere la tabella dei materiali ). Controllare la qualità del DNA genomico eseguendo elettroforesi su un agarosio 0,8%.
    1. PCR amplifica la regione rDNA ITS1-5.8S-ITS2 e 26S. Utilizzare il DNA genomico come template, con ITS1 avanti (TCCGTAGGTGAACCTGCGG) e ITS4 reverse (TCCTCCGCTTATTGATATGC) 10 .
    2. Gel eluire e purificare gli ampliconi previsti con un kit di estrazione del gel; Seguire le istruzioni del produttore (vedere la tabella dei materiali ). Quantificare l'amplicone purificato e la sequenza.
    3. Leggere e modificare le sequenze usando il software e eseguire una ricerca BLAST delle sequenze di nucleotidi nella libreria dati NCB GenBank per analizzare la vicinanza omologica= "Xref"> 11.
    4. Depositare le sequenze di isolati entamopatogeni identificati nel database NCB GenBank per recuperare i numeri di accesso.

3. Proiezione di isolati di metarizio contro H. armigera

  1. Allevamento insetti
    1. Stabilire la cultura iniziale di H. armigera raccogliendo le larve sane e il pupa dell'insetto dal campo.
    2. Per l'allevamento, far crescere le larve singolarmente in flaconi di polipropilene sterile (3.85 x 6.0 cm, capacità 50 mL) contenenti pezzi di okra disinfettati con ipoclorito di sodio 0,5% (v / v) per 10 min 12 .
    3. Raccogli le uova da insetto poste durante l'allattamento e sterilizzarle in superficie con 0,5% (v / v) ipoclorito di sodio.
    4. Mantenere le larve a 25 ± 2 ° C e 65 ± 5% RH.
  2. Bioassay insetti
    Nota: per la biopsia dell'insetto, la produzione di spore,E gli studi sullo stato del campo, sono state utilizzate le prime sottoculture di ceppi Metarhizium dalle larve munite di H. armigera , salvo diversa indicazione.
    1. Per i bioassays degli insetti, utilizzare le larve III-instar di H. armigera .
    2. Immergere un gruppo di 30 larve in triplice copia singolarmente in una sospensione di spore da 10 ml di isolati di Metarhizium (1 x 10 7 spore / ml, salvo altrimenti menzionato, con> 90% di vitalità) per 5 s.
    3. Dopo il trattamento, trasferire ogni larva singolarmente in un flacone sterile separato per evitare il cannibalismo. Ad ogni flaconcina, aggiungere la carta filtrante umida Whatmann n. 1 e un pezzo di okra disinfettata come alimentazione. Cambiare la carta e il feed in giorni alternativi.
    4. Tenere le larve a 25 ± 2 ° C, 65 ± 5% RH e 16: 8 luce: scura per 14 giorni o fino a morire.
    5. Trasferire le larve morte alle piastre di Petri sterili contenenti tamponi di cotone umido e mantenerli a 28 ° C e 70-80% RH per 3-7 giorni per consentire la miceli e la sporaFormazione sui cadaveri.
    6. Per un controllo, trattare un insieme di 30 larve in triplice copia con 0,1% (w / v) Tween-80 in acqua distillata sterile.
    7. Eseguire tutto l'esperimento in triplice copia utilizzando sospensioni di spore appena preparate. Raccogliere e raggruppare i dati sulla mortalità percentuale da tre esperimenti per ottenere valori medi. Calcolare la mortalità percentuale corretta utilizzando la formula di Abbott 13 .
    8. Eseguire gli esperimenti utilizzando un layout randomizzato completo di blocco (RCBD), con ogni trattamento contenente un insieme di 30 larve in triplice copia. Sulla base della mortalità percentuale contro H. armigera , selezionare gli isolati di Metarhizium per ulteriori screening del miglior isolamento per la produzione commerciale.
    9. Selezionare gli isolati che dimostrano una mortalità> 90% contro le larve H. armigera III-instar.
      Nota: Qui sono stati selezionati 12 isolati.
    10. Determinare il LT 50 di questi isolati e selezionare gli isolati dimostranoRating l'uccisione più veloce (in meno tempo).
      Nota: Qui sono stati selezionati 5 isolati dai 12 isolati più potenti.
    11. Determinare i valori LC 50 del selezionato gli isolati utilizzando quattro concentrazioni differenti (cioè, 1 × 10 3, 1 x 10 5, 1 × 10 7, e 1 × 10 9 spore / mL) di sospensione di spore.
    12. Determinare la LC 50 del Metarhizium isolati contro-III instar larve di H. armigera per aumentare la possibilità di identificare la differenza di virulenza di isolati con alti valori di mortalità che potrebbero passare inosservato se viene utilizzata solo una singola dose.

4. Produzione di spore di un metarosio isolante per gli studi di performance sul campo

  1. Produzione di spore di Metarhizium da SSF
    1. Per SSF, preparare l'inoculo aggiungendo 2 x 10 7 spore degli isolati di Metarhizium a200 ml di YPG (0,3% di estratto di lievito, 0,5% di peptone e 1,0% di glucosio). Incubare le fiasche a 28 ° C con agitazione (180 rpm) per 48 h.
    2. Per la produzione in serie di spore da SSF, utilizzare il riso come substrato, salvo diversa indicazione.
    3. Per SSF, riempire i sacchetti di autoclave (tipo / 14 con un solo filtro microventato di 0,5 μm, capacità 2 kg, 64 × 36 cm) con 2 kg di riso. Aggiungere 1000 ml di acqua distillata al riso nei sacchetti e immergere la notte 14 . Autoclave i sacchetti con il riso bagnato a 121 ° C per 45 minuti 15 .
    4. Inoculare i sacchi con inoculo micelio di 48 ore (inoculo del 10%, 200 mL per 2 kg di riso) e incubare a 28 ° C e al 70-80% di umidità per 14 giorni.
    5. Raccogliere le spore mediante estrazione liquida usando lo 0,1% di Tween-80. A questo scopo aggiungere il contenuto della borsa a 0,1% Tween-80 (3 L per 1 kg di riso), mescolare accuratamente, separare le spore dal liquido per centrifugazione e asciugare a 37 ° C per 2 giorni. / Li>
    6. In alternativa, asciugare i sacchetti contenenti riso con spore e qualche micelio a 37 ° C per 2 giorni per ridurre il tenore di umidità (<20%). Raccogli le spore usando un mietitrebbiatrice o un vibratore.
  2. Studi di vitalità
    1. Determinare la vitalità percentuale delle spore raccolte utilizzando metodi diversi 15 . Per questo, preparare le sospensioni dello spore nello 0,1% (w / v) Tween-80 e regolare il conteggio a 1 × 10 3 spore / ml.
    2. Spalmare le sospensioni di spore (0,1 mi) sulle piastrine PDA in triplice copia e incubare a 28 ° C e il 70-80% RH per 72 h.
    3. Contare manualmente le colonie isolate e determinare il conteggio totale vitale per il rispettivo campione.
  3. Tasso di sedimentazione di spore
    1. Per un dosaggio uniforme, è richiesta la sospensione omogenea di spore; Determinare i tassi di sedimentazione di spore per gli isolati di Metarhizium come descritto"Xref"> 16. Controllare i tassi di sedimentazione di spore in 0,2 M di solfato di ammonio e 0,1% di Tween-80.
    2. Regolare il conteggio della sospensione di spore a ~ 7 × 10 7 spore / ml per ottenere un'assorbanza iniziale di 0,6 a 540 nm. Lasciare che le cuvette rimangano indisturbate per 6 ore affinchè le spore si stabiliscano.
    3. Registrare l'assorbanza fino a 6 h. Esprimere il tasso di sedimentazione in percentuale e calcolare il tempo necessario per la sedimentazione del 50% (ST 50 ). Ripetere l'esperimento tre volte utilizzando sospensioni spore appena preparate.

5. Studi sul rendimento del campo della capacità del M. anisopliae selezionati isolati per il controllo di H. armigera in piselli

  1. Formulazione polvere bagnabile di M. anisopliae M 34412 spore
    1. Preparare la formulazione di polvere bagnabile da 2,5-5% mescolando le spore con talco.
    2. Regolare il conteggio finale utile (TVC) a 1 x 10 12 spoRes per kg di formulazione.
  2. Studi di performance del campo delle spore M. anisopliae M 34412
    1. Per studi sulle prestazioni del campo della capacità dell'isolato M. anisopliae selezionato di controllare l'infestazione di H. armigera nei piselli di piccione, utilizzare un RCBD con quattro repliche.
      Nota: Qui, eseguito a Mahatma Phule Krushi Vidyapeeth (MPKV), Rahuri (19,3927 ° N, 74,6488 ° E).
    2. Utilizzare due diverse formulazioni spray, una formulazione olio di spore (5 x 10 12 spore / 3 l di gasolio: olio di girasole, 7: 3) e una formulazione acquosa in Tween-80 (0,1%). Spruzzare la formulazione dell'olio con uno spruzzatore ultra-basso (ULV) (70 min, 3 l / ha) la formulazione acquosa con un irroratore a sacco (5 x 10 12 spore, 500 l / ha).
      Nota: qui le popolazioni di larve sono state registrate un giorno prima dello spray e 3 e 7 giorni dopo l'applicazione di ciascun spray a 5 piante selezionate a caso. La popolazione totale è stata tRansformato alla radice quadrata di n + 1 per l'analisi statistica.
      1. Secondo le pratiche agricole per la coltura di piselli piccoli, eseguire la prima spruzzatura tra 10 e 15 d dopo la posa dell'uovo e altre 2 volte con un intervallo di 14 giorni. Eseguire la spruzzatura tra le 16:00 e le 18:00 h IST. Monitorare la direzione del vento e, se necessario, usare le tende di tela per evitare la deriva di spore alle appezzamenti vicini.
    3. Per il confronto, spruzzare gli insetticidi chimici con uno spruzzatore a compressione a mano.
    4. Determinare la persistenza dell'inoculo nel campo raccogliendo H. largae armigera 0, 3, 5, 7 e 14 giorni dopo la spruzzatura.
    5. Tenere queste larve sotto osservazione per un periodo di 14 giorni e dopo la morte, trasferirle in un flaconcino di plastica contenente carta filtrante umida. Incubare a 25 ± 2 ° C e 70 ± 10% RH per osservare la micosi.
    6. Determinare la persistenza dell'inoculo sulla popolazione larvale basata sul p Dati sulla mortalità eruttiva delle larve raccolte dal campo dopo la spruzzatura.
    7. Valutare gli studi sul campo sulla base dell'efficacia percentuale 17 , il danno del pod di percentuale e il rendimento percentuale 18 .
      Nota: Qui sono stati registrati i dati relativi ai parametri, quali temperatura, umidità, velocità del vento (km / h), sole (h), precipitazioni (mm), giorni di pioggia e evaporazione (mm) durante una prova Università agricola (Mahatma Phule Krushi Vidyapeeth, Rahuri, 19.3927 ° N, 74.6488 ° E).
  3. Programma partecipativo degli agricoltori
    1. Seleziona il numero degli agricoltori per le prove dimostrative. Fornire i semi di pisello di piccioni (BSMR - 736) insieme al concime agli agricoltori.
      Nota: In questo studio sono stati coinvolti 20 agricoltori. Villaggio: Deolali Pravara, (19.473 ° N 74.6 ° E).
    2. Utilizzare le stesse formulazioni spray e il numero di spruzzi come nel punto 5.2.
6.> Effetti sugli organismi non bersaglio

  1. Osservare l'effetto di spruzzo di miosinside, se presente, sulle foglie di pisello di piccioni.
  2. Raccogliere gli artropodi di dimora del terreno e gli insetti che coltivano foglie 1 giorno dopo ogni trattamento nelle trame non trattate e nelle parcelle trattate con M. anisopliae .
  3. Raccogliere gli artropodi del terreno con le trappole entro 24 ore dopo il trattamento e raccogliere gli insetti che sopravvivono in foglia con una rete di spazzata la mattina dopo il trattamento ( cioè circa 15-18 h dopo il trattamento).
  4. Tenerli individualmente in scatole di plastica cilindrica con diametri di 3,5 cm e altezze di 4,0 cm. Controllare ogni giorno gli insetti per infezione e nutrirli con cibo appropriato.
  5. Registrare la presenza di M. anisopliae , se del tutto, e isolare il fungo.

7. Identificazione dei parametri di controllo della qualità

  1. Controllare la vitalità dello spore misurando la germinazione dello spore sul PDA a 28 °; C.
  2. Misurare le attività enzimatiche che degradano la cuticola, come la chitina, la chitina deacetilasi, la chitosanasi, la proteasi e la lipasi, prodotte nel mezzo YPG e nei chitin, come descritto in precedenza 15 .
  3. Determinare la mortalità percentuale di H. armigera in un laboratorio di biopsaggio 15 .
  4. Utilizzare marcatori molecolari, come un modello PCR-RFLP di geni di Chitinasi ( Chit 1 , 2 e 4 ) e proteasi ( Pr1A ), come attributi di virulenza per M. anisopliae .
    1. Estrarre il DNA genomico dalla biomassa di micelio utilizzando un kit di isolamento del DNA 15 . PCR amplifica i frammenti di gene Chit1 e Chit2 usando il DNA genomico come un template, con coppie di primari Chit1F / Chit1R (CTCTGCAGGCCACTCTCGGT / AGCCATCTGCTTCCTCATAT) e Chit2F / Chit2R (GACAAGCACCCGGAGCGC / GCCTTGCTTGACACATTGGTAA). Per Chit4 , utilizzare la coppia di primari Chit4F / Chit4R (ATCCGGCAGCACGGCTAC / CTTGGATC CGTCCCAGTTG).
    2. Per l'amplificazione del gene Pr1A, utilizzare la coppia di primer METPR2 e METPR5 (AGGTAGGCAGCCAGACCGGC / TGCCACTATTGGCCGGCGCG).
    3. Eseguire la digestione di restrizione 19 del gene Chit1 con BsaJI, BstUI e ScrFI; del gene Chit2 con AluI, HpyCH4IV e HpyCH4V, e del gene Chit4 con BstUI, HaeIII e MboI. Per la digestione del gene Pr1A , utilizzare RsaI , DdeI e MspI 20 .
    4. Osservare il polimorfismo della lunghezza del frammento di restrizione (RFLP) sul gel agarosio dell'1,5% mediante elettroforesi per ciascun gene per i ceppi più virulenti (> 90% mortalità); Questo può essere usato come marker di virulenza per la selezione di M. anisopliae .

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Risultati

Durante le indagini sono stati isolati diversi tipi di Metarhizium, Beauveria e Nomuraea con vari metodi di isolamento (dati non mostrati) 6 , 14 Come i ceppi di Metarhizium sono stati trovati più efficaci nel controllare H. armigera , un terribile parassita negli impulsi 6 , 14 , Ulteriori isolamenti sono stati mirati ad isolare i ceppi di Metarhizium da dive...

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Discussione

Durante gli anni '80 il primo tentativo è stato quello di utilizzare Metarhizium per controllare il coleottero scarabeo Anisoplia austriaca e la barbabietola da zucchero curculio Cleonis punctiventris 21 . In questo protocollo, uno dei prerequisiti era quello di isolare un ceppo virulente, sia dal suolo che da insetti infetti. Infatti, altri parametri, come LC 50 , LT 50 e ST 50 , hanno contribuito significativamente all'ef...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno niente da rivelare.

Ringraziamenti

Gli autori riconoscono il contributo dei collaboratori della Cooperazione indo-svizzera nel settore delle biotecnologie (ISCB) del Dipartimento di Biotecnologie di Nuova Delhi e dell'Agenzia svizzera per lo sviluppo e la cooperazione, Berna, Svizzera. Sono stati riconosciuti i contributi degli studenti del progetto e del personale coinvolto nello sviluppo del miocoinsettico, tra cui Vandana Ghormade, Pallavi Nahar, Priya Yadav, Shuklangi Kulkarni, Manisha Kapoor, Santosh Chavan, Ravindra Vidhate, Shamala Mane e Abhijeet Lande. L'ECP e l'SGT ringraziano rispettivamente per la borsa di studio della Commissione di Grants Commission dell'India e del Consiglio di ricerca scientifica e industriale (CSIR), India. MVD riconosce il sostegno del Consiglio di ricerca industriale e scientifica, New Delhi, per il programma Emeritus Scientist. Gli autori sono grati al Dipartimento di Biotecnologie, Nuova Delhi, India per il sostegno finanziario nell'ambito dei programmi ISCB e SBIRI. Siamo gratiRecensori per i loro input.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
AgarHi-MediaRM666Reagente
Solfato di ammonio Thomas Baker11645Analizzatore
di DNA reagente Biosistema applicatoABI prisma 3730   strumento
Kit di isolamento del DNAQiagen69104Reagente
DodineSigma45466Reagente
Kit di estrazione del gelQiagen28604Reagente
GlucosioHi-MediaGRM077Reagente
Knapsac sparyerKaypeeHY-16L (1004)Strumento
PeptoneHi-MediaRM006-500GReagente
Fiale in polipropilene LaxbroSV-50Plasticware
Destrosio di patate agar (PDA) Hi-MediaM096-500GReagente
Tween-80SRL28940Reagente
Sparyer a bassissimo volumeMatabiINSECDISKStrumento
Unicorn-bags UnicornUP-140024-SMBSacca autoclavale per SSF
Estratto di lievitoHi-MediaRM027-500GReagente
Chromas 2.1software

Riferimenti

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