È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Metodi di base per lo studio dell'ecologia riproduttiva dei pesci in Aquaria

11.5K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/55964

⸱

20 luglio 2017

 , 
1Laboratory of Fish Behavioral Ecology, Tateyama Station, Field Science Center, Tokyo University of Marine Science and Technology

In questo articolo

Sommario

Sono descritti una serie di metodi di base per consentire lo studio dell'ecologia riproduttiva dei pesci conservati nell'acquario. Questi sono protocolli utili per raccogliere i pesci utilizzando SCUBA, trasportare pesci vivi e osservare il comportamento riproduttivo di pesci catturati selvaggi tenuti in acquario.

Abstract

Le osservazioni di allevamento sono utili per rivelare gli aspetti del comportamento dei pesci e dell'ecologia quando le indagini continue sul campo sono impossibili. Qui vengono descritte una serie di tecniche di base che consentono di osservare il comportamento riproduttivo di un pesce gobiide catturato in natura, come modello, conservato in un acquario. Il metodo si concentra su tre fasi: raccolta, trasporto e osservazioni dell'ecologia riproduttiva di un riproduttore di substrato. Gli aspetti essenziali della raccolta e del trasporto di pesci vivi sono (1) prevenire lesioni al pesce, e (2) accurare accuratamente l'acquario. La prevenzione del danneggiamento di lesioni come graffi o un cambiamento improvviso della pressione dell'acqua è indispensabile per la raccolta di pesci vivi, in quanto qualsiasi danno fisico può influire negativamente sulla sopravvivenza e sul comportamento successivo del pesce. Acclimatazione accurata all'acquario riduce la morte dell'incidenza e attenua lo shock del trasporto. Le osservazioni durante l'allevamento in cattività includono (1) l'identificazione di indivi(2) monitoraggio delle uova spaccate senza effetti negativi per i pesci o le uova, consentendo così un'indagine dettagliata sull'ecologia riproduttiva della specie dello studio. L'iniezione sottocutanea di un taglio elastomero implantato visibile (VIE) è un metodo preciso per la successiva identificazione dei singoli pesci e può essere utilizzato con un'ampia gamma di pesci, con una minima influenza sulla loro sopravvivenza e il loro comportamento. Se la specie dello studio è un riproduttore di substrato che deposita le uova adesive, un luogo di nido artificiale costruito con il tubo di polivinilcloruro (PVC) con l'aggiunta di un foglio impermeabile smontabile faciliterà il conteggio e il monitoraggio delle uova, riducendo l'influenza del ricercatore sul nido E il comportamento di guardia degli uccelli del pesce. Anche se questo metodo di base coinvolge tecniche che raramente sono menzionate in dettaglio negli articoli di ricerca, sono fondamentali per intraprendere esperimenti che richiedono l'allevamento in cattività di un pesce selvatico.

Introduzione

L'evoluzione adattiva spettacolare è evidente nella morfologia, nell'ecologia e nel comportamento dei pesci 1 . Soprattutto, le caratteristiche ecologiche relative alla riproduzione sono particolarmente diverse, e la maggior parte di questi può essere direttamente influenzata dalla forma fisica individuale 2 . Per comprendere le pressioni selettive che hanno portato all'evoluzione delle caratteristiche uniche di specie ittiche diverse, l'osservazione diretta dei comportamenti riproduttivi e sociali che usano pesci vivi è spesso utile per giustificare ipotesi teoriche.

Tuttavia, osservazioni sul campo continuo dei pesci potrebbero richiedere attrezzature e installazioni subacquee specializzate difficilmente mantenute. In questi casi, le osservazioni di pesci allevati dall'acquario selvatico possono essere utili 3 , 4 , 5 . Inoltre, osservazioni efficaci dei comportamenti di pesce che sono altrimenti rari o difficiliIl più possibile osservare in condizioni naturali può diventare possibile manipolando esperimenti nell'acquario 6 , 7 , 8 . L'assunzione di pesce in buone condizioni riducendo al minimo lo stress artificiale e il danno fisico è fondamentale per le accurate indagini ecologiche.

Il porto di Trimma peloso gobo raggiunge la lunghezza totale di 23-25 ​​mm ed è distribuito nell'Oceano Pacifico occidentale, dove si trova in baie tranquille e protette, a profondità di 9-26 m 9 . In questo lavoro T. marinae viene utilizzato come modello per descrivere una serie di tecniche di base per la raccolta dei pesci utilizzando l'impianto subacqueo (SCUBA), il trasporto dei pesci e l'eventuale acclimatazione del pesce all'acquario per l'osservazione diretta Del comportamento riproduttivo della specie dello studio e dell'ecologia.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

1. Raccolta e trasporto di pesci vivi

NOTA: Questo protocollo descrive come raccogliere i pesci che possiedono una vescica di gas, da una profondità di ≥15 m alla superficie. Il rapido trasporto verso la superficie induce l'espansione della vescica di gas con un cambiamento di pressione, che può gravemente danneggiare o uccidere il pesce. È ammessa la precauzione, poiché i danni causati al pesce durante questo primo passo influenzeranno negativamente la loro sopravvivenza e il loro comportamento successivo.

  1. Prima di immersioni con SCUBA, raccogliere i seguenti materiali: una rete a mano idonea a catturare le specie mirate sott'acqua; Borse in polietilene doppio sufficientemente grandi per il pesce; Braccioli (ø 80 mm x 6 mm); Un cilindro di ossigeno per gonfiare i sacchetti di raccolta sulla superficie; L'Elbagin, che è un antimicrobico, comprende 10% di nifurstirrenato di sodio; Una scatola di polistirolo in cui collocare i sacchetti di raccolta; pipette; E, se necessario (vedi punto 1.4), una corda di lunghezzaEquivalente alla profondità massima di immersione, nonché un peso di almeno 2 kg.
  2. Raccogliere le specie ittiche mirate usando una rete a mano durante le immersioni; Mentre è ancora sott'acqua, posizionare il pesce catturato in una borsa in polietilene e legare la bocca della borsa con una gomma. Se prende ≥ 1 giorno per trasportare il pesce in un acquario, conserva anche l'acqua dell'habitat naturale in altre borse, da utilizzare per rinnovare l'acqua di pesca.
    NOTA: per la sicurezza, le attività subacquee devono essere lavorate da almeno due persone.
  3. Superficie dal punto di raccolta con i sacchetti di pesce ad una velocità non superiore a 1 m / min: mentre a una profondità di 10 m o più, smettete di salire per 1 - 5 minuti ogni 2 m; E da una profondità di 10 m fino alla superficie per 1 - 5 min ogni 1 m. Quando i pesci catturati non sono in grado di mantenere la loro galleggiabilità nella borsa ( cioè , se galleggiano con una vescica di gas espansa mentre ancora tentano di nuotare verso il basso), mantengono la stessa profondità per 1 - 5 minScendere a 1 - 2 m più in profondità. Una volta che i pesci sembrano recuperare la loro galleggiabilità, riprendere l'ascesa alla superficie.
    NOTA: se esiste la possibilità che l'aria nel serbatoio SCUBA esaurisca durante l'ascesa, fissare una corda alla borsa in polietilene e fissare un peso ≥ 2 kg; Dopo che l'operatore subacqueo è salito in modo sicuro, tirarlo fino alla superficie alle stesse velocità di cui sopra.
  4. In spiaggia o imbarcazione, sciogliere 10 ppm Elbagin nell'acqua di ogni sacchetto di polietilene dopo la verniciatura.
    NOTA: anche se alcuni pesci potrebbero non essere in grado di mantenere la loro galleggiabilità appena dopo essere stati portati in superficie, la maggior parte può essere previsto per recuperare entro un giorno.
  5. Se la densità di pesce in un sacchetto di raccolta è elevata, dividere il pesce tra più borse per evitare che si danneggino tra loro strofinando l'uno contro l'altro durante il trasporto. Se il pesce è una specie aggressiva, dividilo singolarmente tra borse.
  6. Gonfiare la borsa di raccolta con ossigeno e nuovamente sigillare la bocca della borsa usando rubberbands. Quando si introduca l'ossigeno nel sacchetto, abbassare l'ugello nell'acqua del sacco per aumentare il contenuto di ossigeno disciolto; La borsa completamente espansa dovrebbe essere 1/4 pieno con acqua.
  7. Mantenere i sacchetti di raccolta con i pesci in una scatola di polistirolo espanso, per mantenere una temperatura dell'acqua stabile e ridurre lo stress del pesce in condizioni di buio.
  8. Se prende ≥ 1 giorno per trasportare il pesce in un acquario, una volta al giorno scambiano 1/4 a 1/3 dell'acqua in ogni sacchetto di pesca, utilizzando acqua trattenuta dall'ambiente di cui è stato aggiunto 10 ppm Elbagin , E riposizionare ciascuno con ossigeno. Ogni giorno, rimuovere i pesci morti e le escrezioni sul fondo per mano rete o pipetta.
    NOTA: Se il trasporto di aeroplani è coinvolto, attendere almeno 1 giorno per acclimatare i pesci alla pressione dell'aria sulla superficie prima del trasporto perché la pressione di due passi (da sott'acqua alla superficie e dall'alto all'aria superiore) può avere un effetto negativo La sopravvivenza del pesce. i>

2. Acclimatare i pesci in un acquario

  1. Versare la sacca contenente i pesci in un acquario per 30 minuti per equalizzare la temperatura dell'acqua.
  2. Durante un periodo di 10 minuti scambiare in modo incrementale l'acqua con l'acquario, per evitare shock causati da una improvvisa differenza di chimica dell'acqua ( es . PH, salinità).
    NOTA: Un pesce che diventa sconvolto da una grande differenza nella chimica dell'acqua può mostrare un cambiamento anormale nel colore e / o nel comportamento del corpo. Monitorelo attentamente durante l'acclimatazione.
  3. Sciogliere 10 ppm Elbagin nell'acqua dell'acquario.
  4. Successivamente, una volta al giorno per 3 giorni, rinnovare 1/3 dell'acqua dell'acquario, dopo aver aggiunto 10 ppm Elbagin all'acqua sostitutiva.
  5. Infine, cominciate ad eliminare l'Elbagin scambiando metà dell'acqua dell'acquario una volta al giorno, finché il colore non svanisce.

3. Iniettare un taglio elastomero implantare visibile (VIE) per identificare i singoli pesci

NOTA: In questo lavoro, i singoli pesci sono identificati utilizzando i tag VIE, per esempio si rimanda a Frederick 10 , Olsen e Vøllestad 11 e Leblanc e Noakes 12. Inoltre, se la specie di studio è abbastanza grande da tenere in mano , La tavola chirurgica utilizzata nel passaggio 3.2 non sarà necessaria.

  1. Determinare la posizione di iniezione e il colore della tag per ogni individuo. L'opzione più sicura è quella di scegliere un punto di iniezione nella spessa parte muscolare dorsale o caudale del corpo e di evitare l'iniezione nell'addome dove possono essere forati organi interni.
    NOTA: Un sistema di numerazione è descritto in Figura 1 : se la specie di studio è abbastanza grande per l'iniezione in 8 posizioni possibili, questo sistema consentirà l'identificazione di 154 individui che utilizzano un singolo colore. Dieci colori dei tag VIE sono disponibili commercialmente. Scegli il colore distintivo basato sul colore corporeo del pesce.
  2. Per i pesci che sono più piccoli di quelli che possono essere tenuti in mano, preparare un tavolo chirurgico come segue (vedere anche Kinkel e altri 13 ) ( Figura 2 ).
    1. Tagliare una spugna morbida di 5 cm di larghezza x 5 cm W, che è almeno di 5-10 mm inferiore all'altezza di un piatto di Petri.
    2. Tagliare una scanalatura nella spugna di profondità di circa 5-10 mm e regolare la sua larghezza a quella della larghezza corporea del pesce. Tagliare la scheda di cloruro di polivinilcloruro (0,3 mm di spessore) a 5 cm di larghezza x 5 cm W e piegarla in una forma a valle (o in forma di M).
    3. Impostare il bordo in PVC in groviglio sopra la spugna scanalata e quindi impostare la spugna nel piatto Petri (ø 160 mm, profondità di 30 mm). Usare l'acqua dal serbatoio di recupero per riempire il piatto di Petri finché il bordo in PVC non sia sufficientemente immerso.
  3. Preparare i tag VIE in base al manuale di tagging VIE. Mescolare i materiali elastomerici e aggiungere la miscela ai 3-ml syriNge con ago da 29 gauge, come contenuto nel kit.
  4. Preparare due serbatoi d'acqua da usare durante l'esecuzione delle iniezioni tag: uno per anestesia e uno per il recupero; Regolare la temperatura e la concentrazione di salinità di questi per abbinare l'acqua nell'acquario di allevamento. Utilizzare una pompa d'aria con una pietra d'aria per circondare leggermente l'acqua nel serbatoio di recupero.
  5. Preparare un liquido di anestesia mescolando 2-metilchinolina con un volume pari al 99,5% di etanolo; Aggiungere questo al serbatoio di anestesia per ottenere una concentrazione di 18 ppm.
    NOTA: La concentrazione ottimale del liquido di anestesia dipenderà dalla specie e dalle dimensioni del corpo degli individui. Pertanto, esaminare in anticipo la concentrazione ottimale per le specie di studio.
  6. Trasferire i singoli pesci al serbatoio dell'anestesia e lasciarli diventare anestetizzati: aspettare che i pesci non reagiscano ad essere toccati o alle vibrazioni dell'acqua quando viene sfruttata l'estremità del serbatoio. Come il colore del corpo cambia quando è anesthetiZed in molti pesci, anche monitorare attentamente il colore del corpo e giudicare se il pesce viene anestetizzato dai suoi cambiamenti. Poiché c'è qualche possibilità che i pesci possano saltare fuori dal serbatoio di anestesia, tenerlo coperto utilizzando un pannello acrilico trasparente, almeno fino a quando i pesci iniziano a muoversi lentamente.
    NOTA: Ottimizzare il tempo necessario per anestetizzare e / o regolare la concentrazione del liquido di anestesia, a seconda della specie dello studio e delle sue dimensioni corporee. Se il movimento degli operculum viene mai fermato dall'anestesia, il pesce sarà ad alto rischio di morte.
  7. Poiché i pesci si indeboliscono se il loro corpo viene riscaldato, tenere le dita nell'acqua relativamente fredda durante l'anestesia dei pesci.
  8. Sollevare un pesce dal serbatoio di anestesia e rapidamente misurarlo o registrare i dati necessari (lunghezza totale, sesso, ecc .). Se un pesce sembra recuperare durante la misurazione, trasferirlo immediatamente al serbatoio dell'anestesia.
  9. Trasferite il pesce in un tavolo chirurgico. Impostare il lato ventrale del pesce verso il basso in tHa scanalatura in PVC. Se la dimensione del corpo è molto piccola, utilizzare un microscopio binoculare durante l'iniezione. Se la specie di studio è abbastanza grande da tenere in una mano, iniettare il tag VIE mentre è tenuto.
  10. Posizionare il lato smussato dell'ago verso l'esterno e puntare verso la testa del pesce. Inserire l'ago sottocutaneo, più o meno parallelo al corpo, e vicino al più vicino possibile sotto la pelle. Regolare la profondità di inserzione a seconda della dimensione del corpo pesce e la facilità per vedere in ultima analisi il tag.
  11. Iniettare il tag VIE durante il ritiro dell'ago e fermare l'iniezione prima che l'inclinazione dell'ago raggiunga il punto di ingresso dell'ago (questo sarà facile distinguere se iniettare il tag in un'area relativamente ampia).
  12. Al completamento dell'iniezione del tag, trasferire immediatamente il pesce al serbatoio di recupero. Se il recupero appare troppo lento, circondare delicatamente l'acqua a mano.
  13. Dopo il recupero, restituire il pesce all'acquario di allevamento e continuare a aggiungere 10 ppm ElBaginare nell'acqua per 3 giorni.
    NOTA: in condizioni di bassa visibilità per i tag VIE, la luce filtrata UVA consentirà di riconoscere i tag.

4. Conteggio delle uova adesive di demersal

  1. Per creare un nido di nidificazione artificiale al quale i pesci possono depositare le uova adesive tagliare a metà un tubo in PVC opaco (ø 5 cm, 6 cm di lunghezza), perpendicolare al diametro.
    NOTA: La dimensione del tubo sopra indicata è idonea per la riproduzione del porto marino relativamente piccolo di Goby T. Pertanto, regolare la dimensione e la forma del tubo in PVC come è appropriato per la specie dello studio.
  2. Stampare una griglia da 5 mm x 5 mm su un foglio impermeabile e tagliarla per adattarsi all'area interna del tubo in PVC.
  3. Fissare il foglio impermeabile all'interno del tubo in PVC utilizzando una fascia in gomma.
    NOTA: se è difficile per le femmine collegare le uova sul foglio impermeabile e le uova cadono dal foglio, fare il foglio strutturato con carta vetrata.
  4. Coprire il fondo dell'acquario con uno strato di sabbia, 1- spessore 2 cm. Inserire circa un terzo del tubo in PVC obliquamente nella sabbia, con il lato fisso verso il basso.
  5. Dopo il successo della riproduzione dei pesci, rimuovere il foglio con la massa d'uovo dal tubo in PVC e metterlo in un piatto di Petri con acqua d'acquario. Fissare un nuovo foglio all'interno del tubo in PVC e posizionarlo sul fondo dell'acquario. Infine, contate le uova fotografando la massa d'uovo.
    1. In alternativa, se le osservazioni sulla cura degli uova genitori dovranno essere intraprese dopo la riproduzione, fare attenzione a non portare le uova fuori dall'acqua. Piuttosto usare un piatto di Petri per raccogliere le uova e il foglio insieme all'acqua dell'acquario, fotografare rapidamente la massa d'uovo e poi riposaldare attentamente il foglio con la massa d'uovo indietro nello stesso tubo di PVC prima di restituirlo alla sua posizione iniziale sul Fondo dell'acquario. Infine, contate le uova usando l'immagine.
  6. Conte le uova usando ImageJ ( Figura 3 ). Questi metodi di conteggio delle celle automatiche e manuali sono spiegate in dettaglio nel seguente modo: Conteggio delle celle di base (Università di Chicago, Microscopia Luce Integrata, http://digital.bsd.uchicago.edu/image_j.php); Analisi delle particelle (http://imagej.net/Particle_Analysis); Cell Counter (https://imagej.net/Cell_Counter).
    1. In caso contrario, se le uova sono depositate densamente, stimare il numero di uova calcolando il rapporto di densità: contare le uova in una griglia stampata 5 x 5 mm 2 per calcolare la densità dell'uovo, misurare la superficie coperta da uova da ImageJ, E stimare il numero totale di uova dalla densità superiore per unità e superficie. Il metodo di misurazione superficiale sopra descritto da ImageJ è spiegato nel seguente: Imposta scala ... (Branch Services Research, https://imagej.nih.gov/ij/docs/menus/analyze.html); Spiega come definire la scala spaziale dell'immagine; Utilizzo di ImageJ per misurare la superficie (Keene State college, AcademicTecnologia, https://dept.keene.edu/at/2011/04/15/by-matthew-ragan/).
      NOTA: Se le uova sono trasparenti, il foglio nero impermeabile è più adatto al metodo di conteggio automatico perché ImageJ può riconoscere la struttura delle uova individualmente.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Seguendo i metodi di cui sopra, 41, 15 e 96 individui di T. marinae sono stati raccolti nell'aprile 2014, 2015 e 2016, rispettivamente, in mare aperto di Amami Oshima, Prefettura di Kagoshima, Giappone ( Tabella 1 ). In ciascun caso, 25 (61%), 14 (93%) e 91 (95%) hanno vissuto fino a depositare le uova in un acquario. Come riportato in Fukuda et al . 3 , solo un pesce è morto prima della fine del periodo di osservazione nel 2...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

L'ecologia riproduttiva di numerosi pesci è stata spesso rivelata attraverso l'allevamento sperimentale. Soprattutto, il cambiamento sessuale 6 , 8 , 14 , la scelta di mate 15 , 16 e la concorrenza intraspecifica 7 , 17 sono stati frequenti temi di indagini dettagliate usando pesci conservati dall'ac...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Ringraziamo S. Yokoyama per l'assistenza alla raccolta dei pesci. Siamo anche grati a W. Kawamura per consigli utili sui metodi di allevamento. Questo studio è stato sostenuto dalla Società Giapponese per la promozione della scienza (KAKENHI) attraverso sovvenzioni (n. 24370006 e 16K07507) assegnati a TS

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Rete a manoNissoAQ-17Selezionare per la dimensione della specie target.
Sacco in polietileneSan-U Fish Farm8194
ElasticoESCO Co. LTD.78-0420-64ø 80 mm x 6 mm
Bomboladi ossigeno N/AN/ABombola Oxgen per tute per attrezzatura subacquea.
ElbaginGiappone Pet Design Co., Ltd.75950Pafurazina F (fornita dalla stessa azienda) è un farmaco equivalente a Elbagin.
Scatola in polistirene espansoN/AN/A
PipettaAS ONE1-8625-04
CordaMizukami Kinzoku Co. LTD.
PesoN/AN/APeso per mute per attrezzatura subacquea.
Serbatoio dell'acquaN/AN/A
Pompa dell'ariaKOTOBUKI4972814 062115
Pietra porosaKOTOBUKI4972814 232204
2-metilchinolina Wako170-00376
Etanolo (99,5)Wako057-00456
Kit di etichette in elastomero per impianto visibileNorthwest Marine TechnologyN/Ahttp://www.nmt.us/products/vie/vie.shtml
Spugna morbidaN/AN/A
Pannello in PVCN/AN/A0,3 mm di spessore è facile da usare.
Piastra di PetriN/AN/AUna capsula di grandi dimensioni, come 160 mm e 30 mm di profondità, è comoda per l'iniezione del tag VIE.
Pannello acrilico trasparenteN/AN/A
Luce filtrata UVAN/AN/A
Tubo in PVCN/AN/Aø 5 cm
Telo impermeabileSOMAR Corp.3EKW03La pellicola per la fotocopiatrice semplice.
SabbiaN/AN/A
StereomicroscopioN/AN/A
FotocameraN/AN/A
95301601

Riferimenti

  1. Helfman, G., Collette, B. B., Facey, D. E., Bowen, B. W. The Diversity of Fishes: Biology, Evolution, and Ecology. , Wiley-Blackwell. Oxford. (2009).
  2. Davies, N. B., Krebs, J. R., West, S. A. An Introduction to Behavioural Ecology. , 4th ed, Wiley-Blackwell. Oxford. (2012).
  3. Fukuda, K., Manabe, H., Sakurai, M., Dewa, S., Shinomiya, A., Sunobe, T. Monogamous mating system and sexuality in the gobiid fish, Trimma marinae (Actinopterygii: Gobiidae). J Ethol. 35 (1), 121-130 (2017).
  4. Manabe, H., Matsuoka, M., Goto, K., Dewa, S., Shinomiya, A., Sakurai, M., Sunobe, T. Bi-directional sex change in the gobiid fish Trimma sp.: does size-advantage exist? Behaviour. 145 (1), 99-113 (2008).
  5. Sakurai, M., Nakakoji, S., Manabe, H., Dewa, S., Shinomiya, A., Sunobe, T. Bi-directional sex change and gonad structure in the gobiid fish Trimma yanagitai. Ichthyol Res. 56 (1), 82-86 (2009).
  6. Sunobe, T., Nakazono, A. Sex change in both directions by alteration of social dominance in Trimma okinawae (Pisces: Gobiidae). Ethology. 94 (4), 339-345 (1993).
  7. Wong, M. Y., Munday, P. L., Buston, P. M., Jones, G. P. Monogamy when there is potential for polygyny: tests of multiple hypotheses in a group-living fish. Behav Ecol. 19 (2), 353-361 (2008).
  8. Kuwamura, T., Suzuki, S., Tanaka, N., Ouchi, E., Karino, K., Nakashima, Y. Sex change of primary males in a diandric labrid Halichoeres trimaculatus: coexistence of protandry and protogyny within a species. J Fish Biol. 70 (6), 1898-1906 (2007).
  9. Winterbottom, R. Two new species of the Trimma tevegae species group from the Western Pacific (Percomorpha: Gobiidae). Aqua J Ichthyol Aquat Biol. 10, 29-38 (2005).
  10. Frederick, J. L. Evaluation of fluorescent elastomer injection as a method for marking small fish. Bull Mar Sci. 61 (2), 399-408 (1997).
  11. Olsen, E. M., Vøllestad, L. A. An evaluation of visible implant elastomer for marking age-0 brown trout. N Am J Fish Manag. 21 (4), 967-970 (2001).
  12. Leblanc, C. A., Noakes, D. L. Visible implant elastomer (VIE) tags for marking small rainbow trout. N Am J Fish Manag. 32 (4), 716-719 (2012).
  13. Kinkel, M. D., Eames, S. C., Philipson, L. H., Prince, V. E. Intraperitoneal injection into adult zebrafish. J Vis Exp. (42), e2126(2010).
  14. Reavis, R. H., Grober, M. S. An integrative approach to sex change: social, behavioural and neurochemical changes in Lythrypnus dalli (Pisces). Acta Ethol. 2 (1), 51-60 (1999).
  15. Milinski, M., Bakker, T. C. Female sticklebacks use male coloration in mate choice and hence avoid parasitized males. Nature. 344, 330-333 (1990).
  16. Basolo, A. L. Phylogenetic evidence for the role of a pre-existing bias in sexual selection. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 259 (1356), 307-311 (1995).
  17. Milinski, M. Optimal forging: the influence of intraspecific competition on diet selection. Behav Ecol Sociobiol. 11 (2), 109-115 (1982).
  18. Manabe, H., Ishimura, M., Shinomiya, A., Sunobe, T. Field evidence for bidirectional sex change in the polygynous gobiid fish Trimma okinawae. J Fish Biol. 70 (2), 600-609 (2007).
  19. Stammler, K. L., Corkum, L. D. Assessment of fish size on shelter choice and intraspecific interactions by round gobies Neogobius melanostomus. Environ Biol Fishes. 73 (2), 117-123 (2005).
  20. Matsumoto, Y., Tawa, A., Takegaki, T. Female mate choice in a paternal brooding blenny: the process and benefits of mating with males tending young eggs. Ethology. 117 (3), 227-235 (2011).
  21. McCormick, M. I. Behaviorally induced maternal stress in a fish influences progeny quality by a hormonal mechanism. Ecology. 79 (6), 1873-1883 (1998).
  22. Knaepkens, G., Bruyndoncx, L., Coeck, J., Eens, M. Spawning habitat enhancement in the European bullhead (Cottus gobio), an endangered freshwater fish in degraded lowland rivers. Biodivers Conserv. 13 (13), 2443-2452 (2004).
  23. Shiogaki, M., Dotsu, Y. The life history of the gobiid fish, Zonogobius boreus. Bulletin of the Faculty of Fisheries, Nagasaki University. 37, 1-8 (1974).
  24. Meunier, B., Yavno, S., Ahmed, S., Corkum, L. D. First documentation of spawning and nest guarding in the laboratory by the invasive fish, the round goby (Neogobius melanostomus). J Great Lakes Res. 35 (4), 608-612 (2009).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Marcatura VIEidentificazione dei pesciiniezione sottocutaneaprotocollo di anestesiatavolo chirurgicomonitoraggio delle uovaosservazione in acquariotrasporto di pesci selvaticiacclimatazione dei pesci
Metodi di base per lo studio dell'ecologia riproduttiva dei pesci in Aquaria
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.