Articolo metodologico

Protocollo per la valutazione degli effetti relativi di ambiente e genetica sulla Antler e la crescita del corpo per un cervide longevo

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DOI:

10.3791/56059

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8 agosto 2017

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1Department of Wildlife, Fisheries and Aquaculture, Mississippi State University, 2Department of Natural Resource Management, South Dakota State University, 3Mississippi Department of Wildlife, Fisheries and Parks

In questo articolo

Sommario

Differenze fenotipiche tra le popolazioni di cervidi possono essere correlate a livello di popolazione genetica o nutrizione; discernimento che è difficile allo stato brado. Questo protocollo descrive come abbiamo progettato uno studio controllato dove variazione nutrizionali è stato eliminato. Abbiamo trovato che la variazione fenotipica dei cervi bianco - muniti di maschi era molto limitata di nutrizione di genetica.

Abstract

Cervide fenotipo può essere collocato in una delle due categorie: efficienza, che promuove la sopravvivenza oltre morfometrica stravagante crescita e di lusso, che promuove la crescita di grandi dimensioni di armi e corpo. Popolazioni della stessa specie visualizzano ogni fenotipo a seconda delle condizioni ambientali. Anche se antler e dimensione corporea dell'uomo cervo dalla coda bianca (Odocoileus virginianus) varia da una regione fisiografiche in Mississippi, Stati Uniti d'America ed è fortemente correlata con la variazione regionale in termini di qualità nutrizionale, gli effetti della genetica di popolazione-livello dalle scorte native e precedenti sforzi di rifornimento non possono essere trascurati. Questo protocollo descrive come abbiamo progettato uno studio controllato, dove altri fattori che influenzano il fenotipo, quali l'età e la nutrizione, sono controllati. Abbiamo portato le femmine gravide pescato e cerbiatti six-month-old da tre distinte regioni fisiografiche in Mississippi, Stati Uniti d'America per il Mississippi State University Rusty Dawkins Memorial cervo unità. Cervi della stessa regione sono stati allevati per produrre una seconda generazione della prole, che ci permette di valutare le risposte generazionale e gli effetti materni. Tutti i cervi mangiato la stessa alta qualità (pellet di 20% proteina greggia cervi) dieta ad libitum. Abbiamo univocamente contrassegnato ogni neonato e registrato piede posteriori, massa del corpo e lunghezza dal corpo intero. Ogni successiva caduta, abbiamo sedato individui tramite iniezione remoto e provato lo stesso morfometria più palchi degli adulti. Abbiamo trovato che tutti morfometria aumentato in dimensioni dalla prima alla seconda generazione, con compensazione completa della dimensione del antler (variazione regionale non è più presente) e una compensazione parziale della massa del corpo (alcune prove di variazione regionale) evidente nella seconda generazione. Seconda generazione di maschi che ha avuto origine dalla nostra qualità più poveri suolo area visualizzata su un aumento del 40% nella dimensione del antler e su un aumento del 25% in massa del corpo quando rispetto ai loro omologhi selvatici raccolti. I nostri risultati indicano la variazione fenotipica del selvaggi maschi cervi bianco - muniti in Mississippi sono più legati alle differenze di qualità nutrizionali rispetto a livello di popolazione genetica.

Introduzione

Fattori ambientali, che esperienze di una madre durante la gestazione e l'allattamento possono influenzare il fenotipo di sua prole, indipendente di genotipo1,2,3. Madri che abitano ambienti di alta qualità probabilmente produrrà prole che presentano un fenotipo di lusso (grande antler e corpo misura4), considerando che le madri che popolano un ambiente di bassa qualità possono produrre prole che presentano un fenotipo di efficienza (piccole corna e corpo dimensioni4). Di conseguenza, persistenza in un ambiente di alta qualità può consentire una madre per produrre prole maschio con grandi caratteristiche fenotipiche, che possono influenzare direttamente opportunità riproduttiva5,6,7,8 della prole e indirettamente influenzare inclusive fitness della madre.

Anche se nutrizione influenza direttamente le caratteristiche fenotipiche tra taxa (Ursus americanus, Ursus arctos9; Liasis fuscusI 10; Larus michahellis 11), diversi fattori possono influenzare i fenotipi di cervi bianco - muniti in Mississippi, Stati Uniti d'America. Dimensione del antler e corpo sono circa un terzo più grande per alcune popolazioni rispetto ad altri12. Questa variazione è fortemente correlata con foraggio di qualità13,14; i maschi più grandi si trovano in aree con la più grande qualità di foraggio. Tuttavia, gli sforzi di restauro storico di cervi bianco - muniti in Mississippi possono hanno portato alla genetiche dei colli di bottiglia e/o fondatore effetti15,16, che può anche parzialmente spiegare alcune della variazione regionale osservata nel fenotipo di cervi bianco - muniti.

Forniamo il protocollo che abbiamo usato per controllare la qualità nutrizionale del pescato cervi bianco - Uniti, che ci ha permesso di valutare se il fenotipo maschio è limitato dal livello di popolazione genetica. Questo protocollo ha permesso anche di valutare se in ritardo gli effetti materni erano presenti nelle nostre popolazioni. Il nostro disegno controllato è preferenziale a studi condotti su popolazioni che vanno gratis che sono limitati all'utilizzo di variabili ambientali come un proxy per restrizione nutrizionali3,17. La nostra progettazione controllata consente inoltre di altre variabili come potenziale cronica di sforzo interazioni correlate al sociale che si terrà costante come tutti gli individui sono sottoposti a custodia simile e pratiche di allevamento. Inoltre, poiché nutrizione influenza direttamente gli altri aspetti di storia di vita che vanno dalla riproduzione a sopravvivenza18,19, controllo nutrizionale consente per gli investigatori valutare altre variabili che riguardano aspetti di storia di vita dei mammiferi. Protocolli simili sono state descritte per valutare questioni relazionati agli aspetti di storia di vita per altri ungulati attraverso il Nord America (ad esempio, 20,21).

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Protocollo

Dichiarazione etica: Il Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali della Mississippi State University ha approvato tutte le tecniche di cattura, manipolazione e marcatura secondo i protocolli 04-068, 07-036, 10-033 e 13-034.

1. Stabilire siti di cattura, immobilizzare e trasportare cervi coda bianca selvatici

  1. Identificare proprietà pubbliche e private iscritte al Deer Management Assistance Program22 e stabilire ≥29 siti di cattura in tre aree di origine nel Mississippi, USA.
    1. Identificare diversi punti di cattura all'interno di ciascuna area di origine per garantire che venga rappresentata l'ampia variazione genetica presente nella popolazione regionale.
    2. Nota: in questo studio, le aree di origine includevano il Delta, che comprende quasi il 17% della superficie totale del Mississippi, USA, ed è considerata una zona con suolo di alta qualità in cui l'agricoltura è l'uso principale del suolo23,24. Tutti gli animali oggetto dello studio sono stati catturati in questa regione all'interno dell'areale di distribuzione di O. v. virginianus25. Altre regioni includevano la zona del Thin Loess (Thin Loess superiore e inferiore combinate), che comprende quasi il 14% della superficie totale del Mississippi, USA ed è considerata una zona con suolo di qualità media. L'agricoltura è anch'essa un uso principale del suolo nella regione del Thin Loess, sebbene meno diffusa rispetto al Delta23,24. Tutti gli animali oggetto dello studio sono stati catturati in questa regione all'interno dell'areale di distribuzione di O. v. virginianus21. Infine, la regione del Lower Coastal Plain (LCP) comprende quasi il 22% del Mississippi ed è classificata come zona con suolo di bassa qualità. Gli usi principali del suolo nel LCP sono la produzione di legname di pino e il pascolo del bestiame23,24. Il LCP si sovrappone anche alla distribuzione geografica di O. v. osceola; quattro delle sei popolazioni di origine si trovavano entro 21 km da tale areale25. Questo sottospecie è descritto come più piccolo rispetto a O. v. virginianus26.

Mappa delle regioni di origine del suolo; Delta, Pianura Costiera Inferiore, Loess Sottile; diagramma geografico.
Figura 1: Popolazioni di Origine. Regioni fisografiche in cui sono state catturate femmine gravide e cerbiatti nel Mississippi, Stati Uniti. Questa figura è stata modificata dalla referenza31. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

  1. Selezionare siti di cattura potenziali che soddisfino i seguenti criteri: caratteristiche dell'habitat favorevoli al movimento dei cervi, vicinanza a strade per l'accesso e distribuzione all'interno dell'area di studio.
    NOTA: I siti di cattura devono consentire la completa occultazione del tecnico addetto alla cattura.
    1. Esca i siti con circa 10 kg di mais sgranato per attirare i cervi e valutarne l'utilizzo in base al consumo dell'esca e alle foto dei cervi scattate da telecamere sensibili al movimento. Spostarsi su siti alternativi se i cervi non frequentano i siti esca entro 5-7 giorni.
  2. Durante le operazioni di cattura, posizionarsi in un "puntello" nascosto.
    1. Posizionare il puntello a circa 20 m sottovento rispetto al mucchio di esca, tenendo conto della direzione del vento prevalente in modo che i cervi in avvicinamento all'esca siano meno in grado di fiutare la presenza del tecnico.
      NOTA: Si consiglia fortemente l'uso di puntelli elevati, per i quali è obbligatorio l'uso di imbracature di sicurezza. Esistono diverse tipologie di puntelli, reperibili da diverse fonti commerciali, la cui scelta dipende dalle preferenze personali. Ad esempio, un puntello fisso comprende un sedile e una scala agganciata all'albero mediante cinghie. I puntelli portatili da arrampicata possono essere trasportati dal tecnico e offrono maggiore mobilità, poiché consentono di scegliere l'albero più adatto una volta raggiunto il sito di cattura. Tuttavia, i puntelli portatili da arrampicata possono essere utilizzati solo su alberi diritti, privi di rami fino all'altezza desiderata.
  3. Utilizzare una pistola per dardi abbinata a un dardo telemetrico da 3 cc per somministrare una miscela di tiletamina HCl (4,4 mg/kg) e xilazina HCl (2,2 mg/kg).
    1. Programmare le operazioni di cattura in modo da coincidere con il ciclo di attività crepuscolare tipico dei cervi27. Iniziare ogni tentativo di cattura 2-3 ore prima del tramonto.
    2. Proseguire le operazioni di cattura per 2-3 ore dopo il tramonto, utilizzando visori notturni e un puntatore laser rosso per mirare correttamente, qualora i cervi non siano stati catturati durante le ore di luce.
    3. Effettuare il tiro quando il cervo è di fianco e fermo.
      NOTA: La regione posteriore del cervo è il bersaglio preferito poiché presenta un'ampia massa muscolare ed è distante dal cuore e dai polmoni.
    4. Attendere circa 15 minuti affinché gli animali bersaglio (fanciulli di sei mesi di entrambi i sessi o femmine adulte gravide) siano completamente immobilizzati prima di localizzarli mediante apparecchiatura telemetrica direzionale.
    5. Verificare che l'animale sia sedato controllando i riflessi oculari (battito delle palpebre). Applicare quindi un unguento oftalmico agli occhi e bendare il cervo per ridurre lo stress.
      NOTA: La perdita della termoregolazione è una conseguenza dell'immobilizzazione.
    6. Utilizzare un termometro rettale per valutare la temperatura corporea dopo il recupero. Riscaldare il cervo con coperte riscaldate se la temperatura è inferiore a 37,7 °C. Raffreddare il cervo con borse del ghiaccio se la temperatura supera i 40,0 °C.
    7. Posizionare il cervo in posizione sternale su una barella di tipo militare e trasportarlo dal sito di cattura a un rimorchio chiuso.
    8. Dopo aver posizionato il cervo nel rimorchio, invertire gli effetti della xilazina HCl somministrando 0,125 mg/kg di yohimbina HCl28.
    9. Trasportare tutti i cervi catturati presso l'impianto di detenzione desiderato (ad esempio, Mississippi State University Rusty Dawkins Memorial Deer Unit; MSU Deer Unit) e mantenerli separati in base alla regione di provenienza.

2. Strutture in cattività e pratiche generali di allevamento degli animali da ricerca

NOTA: L'unità cervi della MSU è suddivisa in cinque recinti di 0,4-0,8 ha.

  1. Coprire ogni lato di ciascun recinto con tessuto ombreggiante, in modo da creare una barriera visiva e fisica tra i recinti. Il tessuto ombreggiante aiuta a ridurre le ferite e fornisce ombra durante i mesi estivi.
  2. Posizionare 1-2 capanni rialzati a forma di scatola a un'estremità di ciascun recinto per facilitare le operazioni di somministrazione di tranquillanti durante la raccolta dei dati.
  3. Posizionare due mangiatoie a vasca alle estremità opposte di ciascun recinto per ridurre la competizione per il cibo tra i cervi. Fornire inoltre un abbeveratoio in ogni recinto.
  4. Fornire ai cervi una dieta di alta qualità (pellet per cervi con il 20% di proteina grezza) ad libitum.
    NOTA: In questo caso, le foraggere aggiuntive disponibili nei recinti includevano trifoglio (Trifolium spp) e festuca (Festuca spp), insieme a graminacee e piante erbacee spontanee.
  5. Se presenti, mantenere le foraggere disponibili nei recinti utilizzando una miscela di erbicidi per controllare le infestanti a foglia larga e le graminacee, seguendo i dosaggi indicati sulle rispettive etichette.
    NOTA: Sarà probabilmente necessario utilizzare strutture fuori dal campus per ospitare maschi di età ≥5,5 mesi. Tali strutture erano costituite da due recinti di 0,7 ha ciascuno su ciascuna di tre proprietà, con pratiche zootecniche simili a quelle del MSU Deer Unit.

Mappa degli stati degli Stati Uniti con evidenziazione delle contee del Mississippi; diagramma della distribuzione geografica.
Figura 2: Ubicazioni degli impianti di cattività. Area dello studio in cui si trovavano gli impianti satelliti e l'Unità Cervi della Mississippi State University (MSU). Le aree ombreggiate indicano le contee di Oktibbeha (A), Noxubee (B), Attala (C), Scott (D) e Copiah (E), Mississippi, USA. Questa figura è stata modificata dalla referenza34. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

3. Controllo dei parassiti e delle malattie

  1. Monitorare gli animali da ricerca per la presenza di parassiti nematodi (Strongyloides spp) mediante flottazione fecale, con i parassiti misurati come uova per grammo (EPG).
    1. Se presenti a livelli elevati, effettuare un trattamento antiparassitario somministrando un vermifugo in pellet (principio attivo fenbendazolo) in ragione di circa 0,77 kg di pellet vermifugo per 22,7 kg di mangime durante il mese di maggio.
    2. Se i livelli di parassiti rimangono elevati dopo il trattamento iniziale, utilizzare un trattamento topico a base di ivermectina (5 mg/mL)29, miscelato in ragione di 2 mL/0,45 kg, e somministrare agli animali in rapporto di 0,45 kg di mangime trattato per 45,4 kg di massa corporea.
      NOTA: La malattia emorragica epizootica è talvolta una malattia virale letale trasmessa da un insetto pungente (midge, Culicoides spp) durante i mesi estivi e autunnali. Se presente, trattare l'area della struttura di ricerca con insetticida (insetticida al 5% a volume ultra-basso) da 2 a 3 volte alla settimana dal 1° luglio al 1° ottobre per ridurre la prevalenza dei vettori tra gli animali da ricerca. Nebulizzare questo insetticida all'interno di ciascun recinto e lungo il perimetro della struttura circa 90 minuti prima del tramonto ufficiale mediante un apposito generatore di nebbia. I metodi preferiti per il controllo di parassiti e malattie sono specifici per ciascuna struttura di cattività. I veterinari devono essere consultati in ogni ricerca su fauna selvatica in cattività per garantire la salute e la sicurezza degli animali.

4. Raccolta dei dati

Studio dell'anatomia del cervo, misurazione della lunghezza delle zampe con un metro a nastro, ricerca sul campo, biologia della fauna selvatica.
Figura 3: Raccolta di Dati su Cervi Neonati. Misurazione della lunghezza del piede posteriore di un cervo appena nato presso l'unità dedicata al cervo Rusty Dawkins Memorial Deer Unit della Mississippi State University nella contea di Oktibbeha, Mississippi, Stati Uniti d'America. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

  1. Cercare quotidianamente nei recinti gli agnelli durante la stagione del parto.
    1. Contrassegnare in modo univoco gli agnelli appena nati con marchi auricolari in plastica media utilizzando un applicatore di marchi con antibiotico applicato all'estremità maschio del marchio per prevenire potenziali infezioni. Applicare il marchio auricolare circa al centro dell'orecchio dell'agnello.
    2. Misurare la massa corporea (al più vicino 0,01 kg) con una bilancia digitale sospesa e misurare la lunghezza del piede posteriore e la lunghezza totale del corpo (al più vicino mm).
    3. Raccogliere campioni di pelo e inviarli a un sito remoto per l'assegnazione della parentela (vedere la Tabella dei Materiali).
      NOTA: L'assegnazione della parentela è stata effettuata mediante analisi del DNA basata su un database proprietario, non statistico, strutturato con un linguaggio di interrogazione personalizzato. Nell'analisi comparativa degli alleli, il sito remoto di assegnazione della parentela ha attribuito la parentela escludendo tutti i padri e le madri tranne uno, sulla base della condivisione di un allele da ciascun genitore in tutti i loci testati (B. G. Cassidy, comunicazione personale). Questo metodo di assegnazione della parentela è stato utilizzato anche in precedenti ricerche condotte su cervi coda bianca in cattività30,31.
    4. Somministrare 2 cc di toxoide per Clostridium perfringens tipi C e D e antitossina per Clostridium perfringens tipi C e D per via sottocutanea e somministrare 0,3 cc/kg di ivermectina in glicole propilenico (Mississippi State University Veterinarian School, Mississippi, USA) per via orale a ciascun agnello.
  2. Immobilizzare chimicamente i maschi adulti (≥1,5 anni) durante ottobre e novembre per la raccolta dei dati.
    1. Immobilizzare gli adulti in recinto utilizzando la stessa combinazione di cloridrato di tiletamina e cloridrato di xilazina impiegata per la cattura di animali selvatici (passaggio 1.4).
    2. Durante gli eventi di sedazione, accompagnare il tecnico che effettuerà il tiro fino all'estremità del recinto dove si trovano i punti di osservazione rialzati. Posizionare un singolo tecnico in ciascuno dei due punti di osservazione.
    3. Fare tornare indietro l'individuo che ha accompagnato il tecnico fino all'estremità opposta del recinto.
      NOTA: I cervi si allontanano da questi tecnici e si posizionano di fronte ai punti di osservazione, dove i tecnici possono effettuare tiri etici su ciascun cervo.
    4. Eseguire i tiri sui cervi quando sono di fianco e fermi (sezione 1.4).
    5. Attendere circa 15 minuti affinché gli animali colpiti dal dardo siano completamente immobilizzati prima di avvicinarsi.
    6. Confermare che gli individui siano sedati verificando i riflessi oculari (ammiccamento). Applicare un unguento oftalmico agli occhi e bendare i cervi per ridurre lo stress.
    7. Dopo che i cacciatori hanno sedato con successo un cervo, monitorare le sue funzioni vitali.
      1. Utilizzare un termometro rettale per valutare la temperatura corporea dopo il recupero. Riscaldare i cervi con coperte riscaldate se la temperatura dell'animale è inferiore a 37,7 °C. Raffreddare i cervi con borse del ghiaccio se la temperatura dell'animale è superiore a 40,0 °C.
    8. Caricare il cervo su una barella di tipo militare e trasportarlo mediante veicolo multifunzione fino a un'area predeterminata per la raccolta dati.
    9. Dopo il trasporto, registrare le stesse misurazioni morfometriche effettuate alla nascita (passaggio 4.1).
      1. Misurare la massa corporea (al più vicino 0,01 kg) con una bilancia digitale sospesa e misurare la lunghezza del piede posteriore e la lunghezza totale del corpo (al più vicino mm).
        NOTA: I singoli cervi reagiscono in modo diverso alla combinazione di farmaci utilizzata durante gli eventi di sedazione; pertanto, somministrare circa 0,1-0,3 cc della miscela di cloridrato di tiletamina e cloridrato di xilazina (in base alla massa corporea del singolo cervo) se un individuo esce dalla sedazione prima del completamento della raccolta dati.
    10. Somministrare a tutti i cervi dosi di antibiotico, ivermectina, vaccino anticlestidiale e vaccino antileptospira adeguate alle dimensioni corporee dopo che sono stati trasportati nell'area di raccolta dati (vedere sezioni 1 e 3).
  3. Eseguire tre misurazioni delle corna sui maschi adulti utilizzando un nastro metrico specifico per corna mentre l'animale è sedato.
    1. Misurare l'apertura interna (distanza massima tra i fusti principali), la circonferenza basale (diametro minimo situato tra il bulbo e la prima punta G1) e la lunghezza del fusto principale (distanza dalla base della corno alla punta del fusto principale) delle corna prima della rimozione.
    2. Rimuovere le corna a circa 3 cm sopra il bulbo utilizzando una sega alternativa. Non rimuovere le corna a meno di 3 cm.

Procedura veterinaria su fauna selvatica con l'uso di un utensile elettrico per la rimozione delle corna, metodo di conservazione.
Figura 4: Raccolta di Dati da Maschi Adulti. Rimozione delle corna mediante sega alternata su un maschio adulto di cervo coda bianca in cattività. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

  1. Dopo aver raccolto tutti i dati dall'individuo sedato, posizionare il cervo nel recinto appropriato e somministrare 0,125 mg/kg di cloridrato di yohimbina28 oppure 4,0 mg/kg di cloridrato di tolazolina32 per invertire gli effetti del cloridrato di xilazina. Monitorare gli individui per assicurarsi che mantengano una posizione sterno-abdominale fino a quando non escono dalla sedazione e sono completamente svegli.
    NOTA: Se si verificano complicazioni e gli animali devono essere sottoposti a eutanasia, allora l'uccisione mediante dislocazione cerebrale tramite pistola stordente e sezione della vena giugulare rappresenta un mezzo etico per sopprimere l'animale.
  2. Portare i palchi in un'area designata per completare la misurazione delle dimensioni.
    1. Misurare ogni singolo rebbio che sporge dal fuso principale (G1, G2, G3, ecc.) e i punti anomali aggiuntivi con l'ausilio di un filo metallico.
      NOTA: I punti che non hanno un controparte corrispondente sull'altro fuso principale o che non sono conformi alla definizione di un insieme tipico di palchi sono definiti dal Boone and Crockett Club33.
    2. Avvolgere il filo metallico intorno al punto in cui il rebbio interseca il fuso principale e segnare tale punto come riferimento.
    3. Misurare da questo punto di riferimento fino alla punta del rebbio e ripetere per ogni rebbio.
    4. Raccogliere le restanti misure di circonferenza identificando il punto più stretto tra i rebbi G1 e G2 (circonferenza H2), tra i rebbi G2 e G3 (circonferenza H3) e tra i rebbi G3 e G4, se presente (circonferenza H4).
    5. Se il rebbio G4 non è presente, misurare la distanza tra il punto medio del rebbio G3 e l'estremità del fuso principale e misurare la circonferenza H4 nel punto intermedio.
    6. Misurare meno di quattro circonferenze quando i palchi presentano meno di tre rebbi.
      NOTA: Ad esempio, un fuso principale con due punti tipici include solo tre misure di circonferenza. Gli individui possono utilizzare altre linee guida (Safari Club International) per calcolare la dimensione dei palchi; tuttavia, devono essere utilizzati metodi coerenti per ogni animale al fine di ottenere confronti validi.
    7. Dopo aver effettuato tutte le misurazioni, calcolare un punteggio del palco simile al punteggio Boone e Crockett grezzo atipico33.
    8. Pesare i palchi con una precisione di 0,1 g utilizzando una bilancia digitale scientifica e assegnare una massa critica minima di 1 g agli animali di primo anno con palchi più corti di 3 cm.
  3. Immobilitare chimicamente i giovani rinchiusi a circa 5,5 mesi di età utilizzando gli stessi metodi impiegati per gli adulti (sezione 4.2) e contrassegnare i giovani con un'etichetta auricolare in plastica di grandi dimensioni (passaggio 4.1.1).
    1. Utilizzare le stesse dosi della miscela di farmaci per immobilizzare gli adulti in cattività usate per immobilizzare i cervi selvatici (sezione 1).
    2. Raccogliere le stesse misurazioni effettuate alla nascita (passaggio 4.1.2) e somministrare le stesse profilassi previste per gli adulti (sezione 4.2).
      NOTA: Dopo aver raccolto tutti i dati, trasportare ciascun maschio giovane al proprio impianto satellitare assegnato casualmente mediante rimorchio.

5. Produzione di prole di prima e seconda generazione

  1. Classificare i cerbiatti catturati allo stato selvatico a sei mesi e i nati presso l'impianto di cattività da femmine catturate allo stato selvatico come individui di prima generazione.
  2. Durante la stagione riproduttiva, posizionare due maschi con 7-16 femmine per un rapporto medio di accoppiamento di un maschio ogni otto femmine.
    NOTA: Selezionare i maschi riproduttori provenienti da impianti satelliti in base all'aspetto fisico, poiché i maschi più sani (con le corna e la taglia corporea più grandi) hanno maggiori probabilità di accoppiarsi con le femmine per tutta la durata della stagione riproduttiva senza riportare infortuni a causa del comportamento aggressivo dei maschi durante questo periodo.
    1. Permettere l'accoppiamento tra cervi solo se provenienti dalla stessa regione di origine (e.g., maschi Delta con femmine Delta, maschi Thin Loess con femmine Thin Loess, e maschi LCP con femmine LCP).
  3. Classificare i cervi concepiti da genitori di prima generazione come prole di seconda generazione. Allevare questi individui in cattività fin dalla nascita e fornire loro la stessa dieta di alta qualità data ai loro genitori.
    NOTA: Le femmine possono produrre prole in più anni, ma tipicamente con padri diversi ogni anno. Raccogliere gli stessi dati sulla prole di seconda generazione raccolti sugli individui di prima generazione e su quelli catturati allo stato selvatico.

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Risultati

Età individuali, qualità nutrizionale e la genetica influenza il fenotipo maschio cervi bianco - muniti. Il nostro disegno di studio ci ha permesso di controllare la qualità dei cervi di nutrizione si consumavano e ci ha permesso di identificare l'età di ogni cervo confronti validi all'interno delle classi di anno. Controllando la nutrizione e l'età con il nostro design studio, siamo stati meglio in grado di capire se la genetica di popolazione-livello era limitando il fenotipo dei maschi...

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Discussione

Ci sono diversi passaggi associati con nostro protocollo; Tuttavia, ci sono quattro passaggi critici che devono essere prese per assicurare il successo con questo protocollo. In primo luogo, durante la cattura di cervi selvatici, deve esserci diverse sedi di cattura in tutta una regione unica fonte (punto 1.1.1). Avere più posizioni di bloccaggio assicura che qualsiasi variabilità genetica associata alla regione di origine sarà rappresentata tra cervi. In secondo luogo, cervi devono essere tenuti separati dalla regione d...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Ringraziamenti

Ringraziamo il Mississippi Department of Wildlife, pesca e parchi (MDWFP) per il sostegno finanziario utilizzando risorse dell'aiuto federale in fauna selvatica Restoration Act (W-48-61). Ringraziamo i biologi MDWFP W. McKinley, r. Blaylock, Gary r. e L. Wilf per loro ampio coinvolgimento nella raccolta dei dati. Ringraziamo anche S. Tucker come coordinatore di struttura e più studenti laureati e tecnici per il loro aiuto di raccolta dei dati. Questo manoscritto è contributo WFA427 del Mississippi State University Forest e Wildlife Research Center.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Imbracatura
rialzata per supporto
rialzato di mais
Ground Blind
Model 196 ProiettorePneu-Dart, Pennsylvania, USA
Freccette radio-telemetriche a 3cc(Pneu-Dart, Pennsylvania, USA)
Varie dimensioni Freccette (Pneu-Dart, Pennsylvania, Stati Uniti)
Teletamine HCl (Telazol, Fort Dodge Animal Health, Iowa, USA)
Xilazina HCl (West Texas Rx Pharmacy, Amarillo, Texas, USA)
Yhoimbine HCl
Tolazolina HCl
Stile militare Gurney
Rectal Thermometer
Shade Cloth 20
% Raw Protein Deer Pellets (Purina AntlerMax Professional High Energy Breeder 59UB, Purina, Missouri, USA)
Mangiatoie
trifoglio commerciale (Durana Clover, Pennington Seed Co., Georgia, USA)
Festuca commerciale (Max-Q Festuce, Pennington Seed Co., Georgia, USA)
Coperte
Impacchi
Controllo delle infestanti a foglia larga (2, 4-DB Herbacide, Butyrac 200)
Controllo dell'erba (Poast Herbacide, BASF Co.)
Pelleted WormerSafeguard Co., ingrediente attivo fenbendazolo
trattamento pour-on parassita  (Ivomec, Merial Co.)
InsetticidaRiptide, McLaughlin Gormley King Co.) 
Marchi auricolari in plastica medi e grandi (Allflex, Texas, USA)
Sito remoto che ha assegnato la parentelaDNA Solutions Animal Solutions Manager (DNA Solutions, Oklahoma, USA)
Bilancia digitale sospesa (Moultrie, EBSCO Industries, Inc.) 
Metro a
Clostridium Perfringens Tipi C e D Toxoid Essential 3 (Colorado Serum Co.)
Clostridium Perfringens Tipi C e D Antitossina Origine equina(Colorado Serum Co.)
Ivermectina in glicole
Antibiotico(Nuflor, Schuering-Plough Animal Health Corp., New Jersey, USA)
Ivermectina (Norbrook Labratories, LTD., Down, Irlanda del Nord, Regno Unito)
Vaccino clostidriale(Vision 7 con SPUR, Ivesco LLC, Iowa, USA)
Vaccino contro la leptospirosi (Leptoferm-5, Pfizer, Inc., New York, USA)
Rimorchio per il trasporto
Seghetto alternativo (DEWALT, Maryland, USA)
Bilancia digitale scientifica (Global Industrail, Global Equipment Company Inc)
Cornler Nastro di
Fogger
Etichette auricolari in plastica (Allflex, Texas, USA)
Ear Tagger in plastica(Allflex, Texas, USA)
di sicurezzasgusciatastile trogolodi ghiaccionastropropilenicomisurazione

Riferimenti

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