Method Article

Quantificare i cambiamenti acuti nell'attività comprensiva renale del nervo in risposta a manipolazioni del sistema nervoso centrale in ratti anestetizzati

DOI:

10.3791/58205

⸱

September 11th, 2018

 , 
1Department of Biobehavioral Health Science, College of Nursing, University of Illinois at Chicago, 2Department of Anesthesiology, Medical College of Wisconsin and Zablocki VA Medical Center

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metodi per misurare le risposte cardiovascolari e simpatiche a manipolazioni del sistema nervoso centrale (SNC) sono importanti per far progredire la neuroscienza. Questo protocollo è stato sviluppato per aiutare gli scienziati con misurare e quantificare i cambiamenti acuti nell'attività comprensiva renale del nervo (RSNA) in ratti anestetizzati (non-sopravvivenza).

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Attività renale del nervo simpatico (RSNA) e la pressione arteriosa media sono parametri importanti nella ricerca cardiovascolare ed autonoma; Tuttavia, ci sono risorse limitate dirigere gli scienziati nelle tecniche per la misurazione e l'analisi di queste variabili. Questo protocollo descrive i metodi per la misurazione RSNA e pressione arteriosa media in ratti anestetizzati. Il protocollo comprende anche gli approcci per l'accesso al cervello durante le registrazioni di RSNA per manipolazioni del sistema nervoso centrale (SNC). La tecnica di registrazione RSNA è compatibile con farmacologico, optogenetica, o stimolazione elettrica dello SNC. L'approccio è utile quando un investigatore si misura a breve termine (min a h) le risposte autonomiche in esperimenti non-sopravvivenza per correlare anatomicamente con nuclei di CNS. L'approccio non è destinato a essere utilizzato per ottenere registrazioni cronica (sopravvivenza) di RSNA in ratti. Gli scarichi in RSNA, una media rettificata RSNA, e la pressione arteriosa media può essere quantificato e analizzati ulteriormente usando test statistici parametrici. Metodi per ottenere accesso venoso, la pressione arteriosa media di registrazione telemetrically e la fissazione di cervello per future analisi istologica sono anche descritti nell'articolo.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pre-cliniche scoperte circa controllo autonomo del sistema cardiovascolare informano le strategie per la gestione di patologie come ipertensione, insufficienza cardiaca e malattia renale cronica. Eccessiva attività del sistema nervoso simpatico e ridotto tono vagale cardiaco contribuire alla pressione sanguigna elevata (BP)1. Cronicamente elevato uscita simpatica renale migliora la secrezione di catecolamine e diminuisce il flusso ematico renale, con conseguenze deleterie per i sistemi cardiovascolari/renale2,3. Per definire le vie neurobiologiche che conducono alla disfunzione autonomica, studi nei roditori sono importanti per determinare come i neuroni del sistema nervoso centrale (SNC) regolano i parametri simpatici. Lo scopo del presente protocollo è quello di fornire informazioni tecniche su misura attività renale del nervo simpatico (RSNA) e BP e delineare le tecniche per quantificare i cambiamenti acuti simpatici in risposta a manipolazioni di CNS in ratti anestetizzati.

Misurazioni di acuta (non-sopravvivenza) RSNA (durata min a h) sono utili quando gli scienziati probe SNC farmacologicamente, elettricamente, o optogenetically in ratti per determinare le funzioni dei nuclei specifici anestetizzati. Utilizzando questi metodi, strutture come il nucleo solitario, gray periaqueductal, pedunculopontine tegmentum e rostral midollo ventrolateral sono stati studiati per definire vie neurobiologiche che regolano i parametri simpatico4, 5,6,7. Questo approccio è importante per identificare gli obiettivi di CNS per essere studiato ulteriormente nei modelli cronici di disfunzione autonomica8,9. Per completare questi esperimenti, il laboratorio richiede un saldatoio, microscopio operatorio, cornice stereotassica, amplificatore microelettrodo e monitor audio. A seconda dei fattori presenti nel laboratorio che contribuiscono al rumore elettrico, l'area chirurgica/registrazione può richiedere un Faraday gabbia/messa a terra cinturino per ridurre il rumore elettrico nella registrazione RSNA. Se analisi cervello richiederà il fissaggio del tessuto, un cappuccio di pompa e fumi di perfusione sono necessari. I dati possono essere digitalizzati e registrata utilizzando più dati fisiologici di software acquisizione (convertitore analogico-digitale) unità4,5, con opzioni di analisi diverse e compatibilità per l'incorporazione di segnali di telemetrici .

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Protocol

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Tutti i metodi descritti sono stati approvati dal Comitato istituzionale Animal Care presso l'Università dell'Illinois a Chicago.

1. creare elettrodi bipolari RSNA

  1. Per creare l'elettrodo, tagliare due pezzi di filo di acciaio inossidabile lunghi circa 18 mm. Tagliare un pezzo di polietilene (PE-50) tubazione circa 15 mm di lunghezza. Alimentazione sia pezzi di filo nel tubo, lasciando il filo sporgente da entrambe le estremità.
  2. Togliere l'isolamento dalle estremità dei fili; tagliare i fili lasciando 2-3 mm di filo esposto. Su un'estremità, crimpare pin maschio sopra il filo esposto. Saldare i perni saldamente al filo, fissare i perni all'interno di una striscia di connettore e coprire la connessione con resina epossidica.
    Nota: Un approccio alternativo che eviti di saldatura è utilizzare morsetti a coccodrillo collegare/sgancio rapido.
  3. All'estremità opposta dell'elettrodo, è necessario rimuovere l'isolante dalle estremità dei fili, lasciando 2-3 mm di filo esposto. Piegare questa porzione dei fili per creare piccole "V" a forma di ganci in filo non isolato.
    Nota: Questa è la parte dell'elettrodo che sarà a contatto con il nervo simpatico renale. È importante sigillare questo fine per impedire l'ingresso del tubo di fluidi. Silicone o resina epossidica in modo efficace può essere utilizzato.

2. somministrare anestesia e preparare siti chirurgici

  1. Somministrare un anestetico per un ratto Sprague Dawley maschio (età 9-11 settimane, 150-400 g di peso). Amministrare il sodio pentobarbital 50 mg/kg tramite un'iniezione intraperitoneale (IP). Per valutare un piano stabile dell'anestesia durante l'intervento, verifica punta-pizzico riflesso ogni 15 min e anestesia nuovamente la dose se necessario.
    Nota: sodio Pentobarbital (Nembutal) è stato utilizzato negli studi precedenti per ottenere un piano continuo di anestesia senza interferire con la modulazione di RSNA4,5,6. Questo protocollo non è per la non-sopravvivenza chirurgia, quindi non c'è nessun recupero/post-operatorio periodo di monitoraggio.
  2. Preparare il sito chirurgico secondo le linee guida istituzionali cura degli animali (cioè., Radere l'addome, schiena e testa del ratto; purificare la pelle con soluzione povidone-iodio al 10%; applicare lubrificante occhio; e posizionare il topo su un rilievo di riscaldamento). Mantenere la temperatura corporea a 37 ° C durante gli esperimenti.

3. incannulare la vena femorale (per accesso endovenoso)

  1. Aggiungere eparina a 0,9% soluzione salina sterile (per ottenere 20 unità/mL). Riempire una siringa da 1 mL con la soluzione fisiologica eparinizzata attraverso un ago 22G. 15 cm di tubo PE-50 connettersi l'ago e il tubo di riempimento con la soluzione.
  2. Con il topo sdraiato supino, creare un'incisione orizzontale di 2 cm attraverso la zona inguinale. Utilizzando cotone punta applicatori, sezionare il tessuto connettivo per esporre la vena femorale e dell'arteria. Per tenere aperta l'incisione, sia applicare singolo-gancio elastico chirurgici soggiorni fissati al campo operatorio con seta nastro o utilizzano piccole emostatiche.
  3. Utilizzare emostatiche per piegare la punta di un ago 22G per servire come un catetere introduttore10con un'angolazione di 90°.
  4. Visualizzare i vasi sotto il microscopio. Separare delicatamente la vena e arteria utilizzando forcipe curvo. Posto due 12 cm lunga seta 5-0 suturare sotto la vena (uno distale e prossimale); Posizionare la sutura allo stesso modo sotto l'arteria.
    1. Legare la sutura distale (inferiore) per occludere la vena; fissare i bordi di questa sutura al campo chirurgico utilizzando nastro di seta o piccoli emostatiche. Tirare delicatamente la vena tesa ma non con tanto vigore che la nave si strappa. Posizionare la vena perpendicolare alla mano dominante del chirurgo.
  5. Utilizzare un nodo mezzo overhand sciolto nella sutura prossimale per brevemente occludere la vena. Con delicate pinze emostatiche, delicatamente morsetto questa sutura per occludere il flusso sanguigno. Tenere l'ago 22G con la punta ricurva nella mano non dominante; chiusura il tubo con il forcipe con la mano dominante.
  6. Puntura di un piccolo foro nella vena con l'introduttore per catetere (punto 3.3) e inserire il tubo di PE-50 (pre-riempito con soluzione fisiologica eparinizzata) nel recipiente; utilizzare l'ago piegato per mantenere l'apertura all'aperto di nave e per facilitare il posizionamento della punta del catetere nel vaso10.
    1. Rilasciare la sutura prossimale e lavare delicatamente 0,2 mL di soluzione fisiologica eparinizzata nella vena; far avanzare il catetere. Verifica il ritorno di sangue dalla vena per garantire il corretto posizionamento. Completare il nodo prossimale e, con il legame di sutura distale, fissare il tubo all'interno della vena.
  7. Utilizzare un accesso venoso durante gli esperimenti per la somministrazione di anestesia supplementare o farmaci e per la raccolta del sangue. Incorporare un connettore 3 vie se saranno necessari regolari infusioni intravenose e prelievo di sangue. Verifica nociva toe-pizzico riflesso ogni 15 min per titolare l'anestesia.

4. Incannulare l'arteria femorale per il monitoraggio della pressione arteriosa media

  1. Visualizzare l'arteria sotto il microscopio. Simile al metodo utilizzato per l'incannulamento venoso, legare la sutura distale (punto 3.4) per occludere l'arteria; fissare i bordi di questa sutura al campo chirurgico con nastro di seta e posizionare l'arteria perpendicolare alla mano dominante del chirurgo.
  2. Accesso arterioso se utilizza un sistema di infusione/trasduttore di pressione
    1. Collegare la tubazione/trasduttore di pressione per una sacca di soluzione fisiologica 0,9% 500 mL. Sciacquare il tubo con soluzione fisiologica, rimuovere tutte le bolle e riponetelo in un sacchetto di induttore di pressione per pressurizzare il sistema.
    2. Come descritto nel passo 3.1, riempire una siringa da 1 mL con la soluzione fisiologica eparinizzata attraverso un ago 22G e connettersi 15cm di PE-50 l'ago (tubi a filo con soluzione fisiologica eparinizzata).
    3. Utilizzare un nodo mezzo sciolto nella sutura prossimale per brevemente occludere l'arteria. Tenere l'introduttore per catetere (punto 3.3) con la mano non dominante; tenere la punta distale del PE-50 con il forcipe di inserimento di una canula di nave nella mano dominante. Un foro nell'arteria di puntura con l'ago 22G piegato e inserire la cannula nel recipiente.
    4. Rilasciare la sutura prossimale, delicatamente a filo 0,2 mL di soluzione fisiologica eparinizzata nell'arteria e avanzare il catetere per quanto possibile. Verifica per sangue arterioso ritorno per assicurare il corretto posizionamento. Completare il nodo prossimale e, con il legame di sutura distale, fissare il tubo all'interno dell'arteria. Collegare la linea arteriosa al tubo/trasduttore di pressione.
      Nota: La parte distale del tubo può essere registrata all'arto posteriore del ratto per garantire la linea arteriosa. Un approccio alternativo all'inserimento di una canula vaso è descritto da Jespersen et al.; 11 che loro protocollo differisce dal usando Divaricatori per diffondere l'incisione, colla-piuttosto che sutura-per fissare il tubo e l'approccio non include l'introduttore ago piegato.
  3. Accesso arterioso se utilizzando la telemetria
    1. Ispezionare il catetere rilevamento della pressione sotto alto ingrandimento prima incannulamento arterioso. Assicurarsi che il catetere sia privo di bolle/detriti e ha un menisco intatto tra il fluido-riempita (prossimale) e gel-riempito (distale) componenti. Prima di ogni impianto, riempire il gel all'estremità distale del catetere. Accendere il trasmettitore con un magnete; BP di monitor durante l'intervento chirurgico a sopportare una collocazione perfetta.
    2. Utilizzare un nodo mezzo overhand sciolto nella sutura prossimale per brevemente occludere l'arteria femorale. Tenere l'introduttore per catetere (punto 3.3) con la mano non dominante. Tenere la punta della cannula dell'unità telemetria con il forcipe di inserimento di una canula di vaso per evitare lo spostamento di gel dalla punta.
    3. Un foro nell'arteria di puntura con l'ago 22G piegato e inserire la cannula nell'arteria utilizzando forcipe di incannulazione del vaso per evitare lo spostamento di gel dalla punta. Fare avanzare la cannula per quanto possibile. Usando i legami di sutura prossimale e distale, fissare il catetere di pressione.
    4. Infilare il corpo dell'impianto telemetria dentro il fianco adiacente all'incisione e chiudere questa incisione mediante sutura in nylon 4-0 su un ago di taglio. Disattivare i dispositivi di telemetria magnete a conclusione del periodo di registrazione per conservare la durata della batteria.

5. Posizionare il ratto nel Frame chirurgia stereotassica per accedere al cervello

  1. Spostare delicatamente il ratto in posizione prona nella cornice chirurgia stereotassica.
  2. Posizionare il topo tra le barre dell'orecchio e regolare la barra di incisivo per pareggiare l'altezza di lambda e bregma. Posizionamento può dipendere il ceppo di ratto, peso e posizioni degli obiettivi di CNS.
  3. Fare un'incisione di bisturi rostrocaudal 2cm attraverso la linea mediana del cuoio capelluto. Saldamente utilizzando cotone punta applicatori, rimuovere il tessuto connettivo dalla superficie del cranio. Applicare il perossido di idrogeno al cranio per assistere nel visualizzare il bregma, lambda e suture del midline.
  4. Utilizzando un Atlante del cervello del ratto per guidare targeting12, forare un osteotomy del foro della bava, dimensioni per l'accesso di elettrodo, attraverso il cranio.

6. isolare i nervi comprensivi renali

  1. Collegare l'elettrodo RSNA filo (punti 1.1-1.3) ad un 10 X pre-amplificatore e l'amplificatore microelettrodo.
  2. Isolare i nervi renali attraverso un'incisione retroperitoneal prima o dopo, il ratto è assicurato nella cornice stereotassica. Posizionare gli elettrodi RSNA una volta che il ratto è nella cornice stereotassica. Fare un'incisione bisturi che si estende da 4-5 cm sotto le costole in direzione caudale, leggermente laterale alla colonna vertebrale. Blunt sezionare l'incisione per visualizzare i muscoli di paraspinal.
  3. Usare le forbici per fare un'incisione di rostrocaudal molto superficiale 1-2 cm dove il grasso incontra il muscolo. Utilizzando cotone punta applicatori, diffondere il grasso dal muscolo di visualizzare il rene. È importante non entrare nello spazio peritoneale.
  4. Utilizzare retrattori per separare delicatamente il rene dai muscoli di paraspinal per visualizzare l'arteria renale e l'aorta addominale. Non tendere i vasi eccessivamente per evitare di danneggiare i nervi renali. Utilizzare un tampone di garza di cotone 2 "x 2" imbevuta di soluzione fisiologica per proteggere il rene da un infortunio.
  5. Sotto alto ingrandimento, è necessario identificare i nervi renali nella tasca incisione. I pacchi del nervo sono più facilmente visibili nell'angolo di destra formata dall'aorta e l'arteria renale. I nervi renali seguono da vicino l'arteria renale dall'aorta ai reni.
  6. Selezionare un segmento del fascio del nervo che sarà inserita l'elettrodo di registrazione. Sezionare delicatamente le fibre del nervo dal tessuto circostante/vaso utilizzando pinzette micro-dissezione.
  7. Garantire la filo-elettrodo RSNA in un supporto (ad es., un coccodrillo collegato a un cavalletto di sostegno). Abbassare l'elettrodo al livello del segmento del nervo. Utilizzare un nervo gancio per sollevare delicatamente il segmento del nervo renale sull'elettrodo senza stiramento del nervo.
    Nota: Il nervo dovrebbe riposare all'interno di entrambi "V" a forma di ganci in filo non isolato, parallelo al nervo. I cavi degli elettrodi non devono toccare qualsiasi altro tessuto, sangue o liquido linfatico.
  8. Riempire l'incisione con olio minerale per impedire che il nervo simpatico renale esposto diventi secco. Utilizzare una clip di messa a terra con un'estremità sulla pelle dell'incisione e l'altra collegata alla gabbia di Faraday.
  9. Indirizzare il segnale all'amplificatore usando alta - e filtro passa-basso (10 Hz e 3 kHz). Regolare il guadagno fino a 10 K. Include un monitor audio per valutare il pattern di scoppio della RSNA. Utilizzare frequenze di campionamento compresa tra 2.000-10.000 Hz4,5,6,7,8. Utilizzare una frequenza di campionamento maggiore quando una manipolazione di CNS è supposto per provocare risposte simpatiche veloce/breve.

7. registrazione dei dati

  1. Valutare la qualità della registrazione RSNA evocando il baroriflesso con un'iniezione del bolo di 1 mL di soluzione fisiologica o 10 µ g/mL fenilefrina (in 0,1 mL) per via endovenosa. Come illustrato nella Figura 1, l'infusione deve aumentare BP e inibire RSNA. Un aumento nella pressione arteriosa media di 60-80 mmHg è sufficiente per renale sympathoinhibition4,13,14.
  2. Regolare la posizione degli elettrodi per migliorare il segnale, se necessario. È richiesto un riposizionamento se il nervo non è a contatto con entrambi i ganci dell'elettrodo o se qualsiasi tessuto, sangue o linfa fluido è a contatto con i fili.
    Nota: La necessità di riposizionamento è basata sulle caratteristiche degli scarichi del nervo uditive.
    1. Se le esplosioni di RSNA non si verificano ciclicamente con il ciclo cardiaco e se non c'è alcuna interferenza nella registrazione, quindi riposizionare accuratamente l'elettrodo.
    2. Come movimenti respiratori possono anche influenzare la qualità della registrazione RSNA, migliorare il segnale spostando leggermente l'elettrodo in una posizione dove i movimenti del muscolo non perturbare l'elettrodo durante la respirazione.
  3. Una volta ottenuto un segnale chiaro, fissare l'elettrodo RSNA in luogo ritirando olio minerale e l'applicazione di un gel di silice per coprire la connessione nervo/elettrodo nella tasca incisione. Non muovere il ratto prima che il gel si è completamente indurito.
  4. Esecuzione dei protocolli di manipolazione CNS registrando continuamente RSNA e pressione arteriosa media. Se un microinjector/pulser è utilizzate per le manipolazioni del tronco cerebrale, un segnale di logica da questo dispositivo può essere introdotto in registrazioni RSNA/BP per documentare la tempistica delle manipolazioni di CNS.
  5. Quando l'esperimento è completa, è possibile determinare il livello di rumore da schiacciamento del nervo prossimale per gli elettrodi di registrazione tra il gel di silice e il muscolo spinale. Record almeno 30 s di questo valore "zero" per RSNA4,5,6. Come approccio alternativo per quantificare il rumore, amministrare una breve durata d'azione Ganglioplegico come atropina, Esametonio, pterigopalatina o pentolinium tartrato8,15,16, 17.
  6. Rimuovere l'elettrodo RSNA delicatamente e rimuovere eventuali tracce di gel di silice dagli elettrodi filo. Salvare l'elettrodo per il riutilizzo. Spegnere il trasmettitore di telemetria e rimuoverlo, avendo cura di non per danneggiare la punta del catetere.

8. l'eutanasia (perfusione transcardiaca)

  1. Identificare le posizioni di manipolazioni CNS iniettando coloranti o fluorocromi, creando lesioni elettrolitiche, o rilevando di espressione di c-fos.
  2. Se analisi cervello richiederà fissazione, preparare il ratto per perfusione transcardiaca. Valutare il riflesso di punta-pizzico per garantire che il topo rimane profondamente anestetizzato. Fornire l'anestesia supplementare se necessario. Eseguire perfusione transcardiaca di fissativo del paraformaldeide in una cappa aspirante.
    Attenzione: Irritante Avid pelle / dell'occhio.
  3. Inserire tubi pompa di perfusione e primo con soluzione salina 0.9%.
  4. Fare un'incisione laterale di 5-6 cm attraverso la pelle e la parete addominale immediatamente sotto la gabbia toracica e aprire la cavità toracica. Separare con cura il fegato dal diaframma. Praticare una piccola incisione nel diaframma utilizzando forbici curve smussate. Iniettare 0,1 mL di eparina direttamente nel ventricolo sinistro.
  5. Passare un ago di aspersione nel ventricolo sinistro (un ago di acciaio inossidabile "gavage" funziona bene per questo passaggio) da una puntura nel cuore o tagliando una piccola incisione utilizzando delle forbici affilate e passando il gavage ago attraverso così la punta è visibile attraverso il parete dell'aorta (ma non non deve raggiungere l'arco aortico). Utilizzare una clip chirurgica o elettrica per fissare l'ago in posizione.
  6. Utilizzando una pompa di infusione, somministrare fisiologica 0,9% (temperatura ambiente). Creare immediatamente un'incisione di 2-3 mm nell'atrio di destra per creare uno sbocco per la risciacquatura Salina. Non tagliare l'aorta discendente. Continuare la risciacquatura salina fino a quando il fegato cambia colore da rosso/marrone a giallo pallido, un'infusione di circa 400 mL oltre 2-3 min.
  7. Fermare la pompa. Passare il perfusato per il fissativo (ad es., 10% formalina o 4% paraformaldeide); infondere 400 mL oltre 2-3 minuti rimuovere il cervello e conservare il campione in soluzione fissante durante la notte a 4 ° C prima di trasferire il tessuto al 30% di saccarosio (30 mL di saccarosio disciolto in 100 mL di soluzione tampone fosfato 0,1 M) per almeno 3 giorni o fino a che il cervello scende , per crioprotezione prima cryogenetic18di sezionamento.

9. analizzare i dati

  1. Onda intera rettificare il crudo RSNA per ottenere i valori assoluti. Onda intera rettificare un segmento s 10 del segnale rumore raw. È importante escludere eventuali studi che sono stati colpiti da un basso rapporto segnale-rumore. Negli studi di quantificazione RSNA, investigatori applicato criteri a priori ad esempio richiedendo il segnale ai rapporti di rumore superiore a 2:1 a 6:117,19,20.
  2. Calcolare la media rettificata RSNA per segmenti non sovrapposte (µV) e sottrarre la stima del rumore (µV). A seconda della finalità dell'esperimento, gli investigatori possono selezionare intervalli ad esempio 10 s (Figura 1) o 1 s. Calculate significa utilizzando le opzioni di analisi di forma d'onda nel software fisiologico o esportazione dei dati in fogli di calcolo per calcolare medie per intervalli di tempo selezionati.
  3. Per normalizzare attraverso diversi animali, esprimere valori per ulteriori analisi come la percentuale di variazione rispetto al basale. Utilizzare statistica parametrica per condurre i confronti di gruppo.

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Results

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La figura 1 illustra un'esempio RSNA e BP la registrazione da un ratto anestetizzato Nembutal. Un'iniezione endovenosa di fenilefrina è stata utilizzata per indurre un aumento nella pressione arteriosa media e per evocare il baroriflesso e transitorio sympathoinhibition4,6. Per quantificare RSNA, il crudo RSNA è stato rettificato e in media per non sovrapposte 10 segmenti di s; la stima del rumore è s...

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Discussion

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Fasi critiche per la misurazione RSNA includono: (1) evitando lo stretching dei nervi e dell'arteria renale durante la separazione del rene dal muscolo di paraspinal e quando viene posizionato il segmento del nervo gli elettrodi di registrazione, (2) attentamente sezionare le fibre nervose renale dal circostante tessuto/vaso, (3) assicurare che l'elettrodo fili sono privi di tessuto, sangue, o fluido linfatico e (4) impedendo il nervo di essiccazione mediante l'applicazione di olio minerale per il nervo renale ed il gel ...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Anne M. Fink è un membro del Comitato consultivo del cliente per dati Scienze internazionale.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo studio è stato sostenuto dall'Istituto nazionale per la ricerca infermieristica (K99/R00NR014369).

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Filo di acciaio inoxA-M Systems; Sequim, WA791000RSNA elettrodo
Tubo in polietilene (PE-50)VWR; Radnor, PA63019-048Elettrodo RSNA; incannulamento del vaso
Connettore pin miniaturizzatoA-M Systems; Sequim, WA520200RSNA
elettrodo Pinza a crimpareDaniels Manufacturing Corp.; Orlando, FLM22520RSNA elettrodo
Striscia connettoreAmphenol; Clinton Township, MI221-2653Elettrodo RSNA
J-B Kwik EpossidicoJ-B Saldatura, Sulphur Springs, TX8270Elettrodo RSNA
SiliconePermatex; Hartford, CT2222Elettrodo RSNA
Eparina sodica; Iniettabile (flaconcino da 10 mL, 1000 U/mL)KV Veterinary Supply; David City, NEP03466Linea venosa di pervietà
Fenilefrina HCl; Iniettabile (flaconcino da 1 mL; 10 mg/mL)Fornitura chirurgica ACE; Brockton, MA950-6312Test di inibizione della simpatia renale
Stecche chirurgiche elastiche a gancio singoloApparecchio di Harvard; Holliston, MA72-2595Incisione
Nastro chirurgico in seta3M, Minneapolis, MN1538-0Stecche chirurgiche sicure
Aghi, 20 GSigma-Aldrich; St. Louis, MOZ192554-100EAIncannulamento dei vasi
Dumont #7 pinza curva Strumentile scienze fini; Foster City, CA11274-20Incannulamento dei vasi
5-0 lacci di sutura in setaBraintree Scientific; Braintree, MASUT-S 106Incannulamento dei vasi
Pinza emostatica delicataRoboz Surgical Instrument Co.; Gaithersburg, MDRS-7117Incannulamento dei vasi e chirurgia RSNA
Pinze emostatiche criliStrumenti per la scienza fine; Foster City, CA13004-14per piegatura dell'ago
Data Sciences International; Minneapolis, MNPA-10Monitoraggio della pressione arteriosa media (telemetria)
Siringa Re-gelData Sciences International; Minneapolis, MN276-0038-001Riutilizzo del trasmettitore (telemetria)
Trasduttore di pressione monousoTranspac; San Clemente, CAMI-1224Monitoraggio della pressione arteriosa media
Infusore di pressione Clear-CuffMILA International Inc.; Florence, KY2281339Monitoraggio della pressione arteriosa media
Pinze per incannulamento dei vasiStrumenti di scienze fini; Foster City, CA00574-11Inserimento del catetere
Sutura in nylon 4-0 monofilamento nero su ago da taglio inversoMcKesson Medical-Surgical; San Francisco, CAS661GXTrasmettitore di telemetria sicuro
Ricevitore di telemetriaData Sciences International; Minneapolis, MNRPC-1Monitoraggio della pressione arteriosa media (telemetria
)LabChart Pro (software), PowerLab (hardware di acquisizione)AD Instruments; Colorado Springs, COML846, matrice MX2 2.0 (compatibile con la telemetria Data Science International)3 opzioni per software/hardware
di acquisizione SciWorks (software), DataWave (hardware di acquisizione)DataWave Technologies, Loveland, CON/A
Spike 2 (software), Micro1401-3Cambridge Electronic Design Ltd., Londra UK1401-3
Micro-drillRoboz Surgical Instrument Co.; Gaithersburg, MDRS-6300Chirurgia del SNC
Telaio per chirurgia stereotassicaStoelting; Wood Dale, IL51600per chirurgia CNS
con preamplificatore 10XA-M Systems; Sequim, WA1800-2Divaricatori di registrazione RSNA
Strumenti di scienza fine; Foster City, CA17009-07Chirurgia RSNA
Pinzette per micro-dissezioneStrumenti per la scienza fine; Foster City, CA11251-10Chirurgia RSNA
microgancio; Foster City, CA10064-14Chirurgia RSNA
Olio mineraleFisher Scientific; Waltham, MA8042-47-5RSNA monitor audio per chirurgia
A-M Systems; Sequim, WA3300Chirurgia RSNA
Gel di siliceWacker, Monaco di Baviera; GermaniaRT601A-BRSNA per chirurgia
Clip elettricheTyco Electronics; Schaffhausen, SvizzeraEB0283-000Ago per perfusione di messa a terra o di sicurezza
Forbici Bonn, punte diritte/affilateRoboz Surgical Instrument Co; Gaithersburg, MDRS-5840Ago per perfusione
HarvardNeedle; Holliston, MA75-0286Pompa
perfusione MasterflexCole-Parmer; Vernon Hills, IL7524-10Perfusion
Masterflex tubo in silicone polimerizzato al platinoCole-Parmer; Vernon Hills, IL96410-15Formalina di perfusione
(soluzione tamponata al 10%; 4 L)Sigma-Aldrich; St. Louis, MOHT501128
Perfusione SaccarosioSigma-Aldrich; St. Louis, MOS0389Crioprotezione
per Trasmettitore di telemetria Amplificatore per microelettrodi Strumenti per la scienza fine con per

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