Articolo metodologico

Fabbricazione di dispositivi rifrangenti-Indice-abbinati per biomedica microfluidica

DOI:

10.3791/58296

⸱

10 settembre 2018

 ,  , 
1Department of Chemical Engineering, University of Utah, 2Huntsman Cancer Institute, University of Utah

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo protocollo descrive la fabbricazione di dispositivi microfluidici da MY133-V2000 per eliminare gli artefatti che spesso sorgono a microcanali dovuto gli indici di rifrazione disadattamento tra microchannel strutture e una soluzione acquosa. Questo protocollo utilizza un supporto acrilico per comprimere il dispositivo incapsulato, migliorare l'adesione sia chimicamente e meccanicamente.

Abstract

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L'uso di dispositivi microfluidici è emerso come uno strumento decisivo per applicazioni biomediche. Quando combinato con tecniche di microscopia moderne, questi dispositivi possono essere implementati come parte di una robusta piattaforma in grado di effettuare misure simultanee complementari. La sfida principale creata dalla combinazione di queste due tecniche è la mancata corrispondenza in indice di rifrazione tra i materiali tradizionalmente utilizzati per realizzare dispositivi microfluidici e le soluzioni acquose in genere utilizzate nel campo della biomedicina. Questa mancata corrispondenza può creare artefatti ottici vicino ai bordi del canale o un apparecchio. Una soluzione consiste nel ridurre l'indice di rifrazione del materiale utilizzato per fabbricare il dispositivo utilizzando un polimero fluorurato ad esempio MY133-V2000 cui indice di rifrazione è simile a quella dell'acqua (n = 1.33). Qui, la costruzione di un dispositivo microfluidico fatta di MY133-V2000 utilizzando tecniche di litografia soft è dimostrata, mediante O2 plasma in combinazione con un supporto acrilico per aumentare l'adesione tra il dispositivo di MY133-V2000 fabbricato e la substrato di polidimetilsilossano (PDMS). Il dispositivo è quindi testato incubando riempito con terreni di coltura delle cellule per 24 h dimostrare la capacità del dispositivo di mantenere condizioni di coltura delle cellule nel corso di un tipico esperimento di formazione immagine. Infine, microscopia quantitativa (QPM) viene utilizzata per misurare la distribuzione della massa all'interno delle cellule aderenti dal vivo nel microchannel. In questo modo, la maggiore precisione, attivata per fabbricare il dispositivo da un polimero di basso indice di rifrazione come MY133-V2000 sostituiscono materiali tradizionali litografia soft come PDMS, è dimostrata. Nel complesso, questo approccio per la realizzazione di dispositivi microfluidici può essere facilmente integrato in flussi di lavoro esistenti di litografia soft al fine di ridurre gli artefatti ottici e aumentare la precisione di misurazione.

Introduzione

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Lo sviluppo della tecnologia microfluidica ha permesso una vasta gamma di nuove tecniche biomediche che sfruttano la fisica unici di scala microscopica flussi1,2. Questo include le tecniche diagnostiche costruite su piattaforme di microfluidica che quantificare biomarcatori clinicamente rilevanti, tra cui cella rigidità3, marcatori di superficie4e crescita5. Attraverso la manipolazione di singole cellule, dispositivi microfluidici utilizzabile anche per misurare la eterogeneità di biomarcatore, ad esempio come un indicatore di malignità6. La capacità di combinare applicazioni di microfluidica con microscopia ha aumentato ulteriormente l'utilità di queste piattaforme, consentendo per i dispositivi che misurano i biomarcatori multipli simultaneamente7.

QPM è una tecnica di microscopia che misura lo sfasamento come luce passa attraverso e interagisce con la materia all'interno di campioni trasparenti. La massa delle singole celle può essere calcolata da misurazioni QPM, utilizzando la nota relazione tra l'indice di rifrazione e la densità di biomassa8,9. Il lavoro precedente ha indicato che QPM è in grado di misurare parametri clinicamente rilevanti come cella crescita10,11 e cella proprietà meccaniche tramite disordine forza12. Quando combinato con microfluidica, QPM potenzialmente può essere utilizzato per misurare il comportamento delle cellule in un ambiente altamente controllato in vitro. Una delle sfide principali per combinando QPM con microfluidica è l'alto indice di rifrazione della maggior parte dei polimeri utilizzati per costruire canali microfluidici via litografia soft13.

Una sfida importante la combinazione di microfluidica con varie tecniche di microscopia è la mancata corrispondenza tra l'indice di rifrazione del materiale dispositivo rispetto l'indice di rifrazione dell'acqua14,15. Un metodo per risolvere questo problema è attraverso l'uso di un polimero di basso indice di rifrazione come CYTOP16 o MY133-V200013. Quest'ultimo è un fluorurati ultravioletto (UV)-polimero di acrilato curabile che ha un indice di rifrazione simile all'acqua (n = 1.33) e che è compatibile con le tecniche di litografia soft, consentendo una facile integrazione nel molti affermati microfluidica Workflow di fabbricazione del dispositivo. Questo rende MY133-V2000 adatto non solo per la fabbricazione di dispositivi microfluidici, ma permette anche di essere facilmente combinato con QPM e altri approcci di microscopia, per misurare il comportamento delle cellule sia a Colonia che a livello di singola cellula. MY133-V2000 Elimina artefatti a causa di fase scartare producendo poco, se del caso, spostamento di fase come luce passa attraverso l'interfaccia acqua-MY133.

Anche se eliminando la mancata corrispondenza in indice di rifrazione, una sfida importante connessa con i dispositivi fabbricati da polimeri fluorurati, ad esempio MY133-V2000, è il basso rispetto ad altri materiali come vetro o PDMS. Il lavoro attuale dimostra la realizzazione di un dispositivo di MY133-V2000 microfluidici mediante litografia soft. Usando O2 plasma per trattare la superficie di entrambi il canale e il PDMS substrato combinato con un supporto acrilico personalizzato-fabbricato assicura che il dispositivo aderisce al substrato, creando un canale sigillato. Questo dispositivo è adatto per colture cellulari e QPM per misurare la massa delle cellule nel canale, che ha importanti applicazioni per misurare la crescita di cellule vive e il trasporto intracellulare di biomassa cellulare, entrambi i quali hanno rilevanza clinica nella diagnostica medicina e droga scoperta.

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Protocollo

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1. fabbricazione del negativo polidimetilsilossano

  1. Preparazione di polidimetilsilossano
    1. Misura 18 g di elastomero di silicone PDMS e 1,8 g del reagente polimerizzazione. Versare il reagente di polimerizzazione in una barca di misurazione contenenti elastomero.
    2. Mescolare l'elastomero e il reagente di polimerizzazione vigorosamente per 1 min e mettere il composto in una camera a vuoto per 30 min.
    3. Rimuovere il PDMS dal vuoto, pour 15 g sul negativo utilizzando una taglierina del biscotto (raggio = 3,8 cm) per mantenere il PDMS da in esecuzione da un lato e coprire il restante composto PDMS.
    4. Mettere lo stampo contenente il PDMS nella camera del vuoto per 10 min.
    5. Rimuovere lo stampo contenente il PDMS da camera del vuoto, posto su una piastra calda impostata su 150 ° C per 60 min a curare e coprirlo con un foglio di alluminio.
    6. Versare il restante PDMS su un vetro invertito di Petri (10 cm di diametro), utilizzando un'altra formina come uno stampo, per creare un cuscinetto di PDMS. Mettere questo nella camera del vuoto fino a quando il negativo PDMS è completamente guarito.
    7. Trasferimento di Petri con il PDMS dal vuoto alla piastra calda preriscaldata per curare a 150 ° C per 60 min.
  2. Trattamento superficiale al plasma di polidimetilsilossano
    1. Inserire una lama di rasoio affilata sotto il PDMS e cookie cutter per rimuovere con cautela il PDMS dal negativo.
    2. Usare un taglierino affilato per tagliare fuori il negativo dal pezzo più grande di PDMS; esso deve essere tagliato con un'area sufficiente buffer per allegare un altro pezzo di PDMS su di esso senza ostruire il negativo.
    3. Inserire una lama di rasoio affilata sotto il PDMS curata con il negativo a rimuovere con attenzione il PDMS da di Petri.
    4. Utilizzare un taglierino per tagliare un pezzo di PDMS dal tampone che è la stessa dimensione come il pezzo di taglio per il negativo. Quindi, tagliare un rettangolo fuori il nuovo pezzo di PDMS con spazio a sufficienza per circoscrivere il microchannel quando viene posizionato in cima il negativo.
    5. Mettere due pezzi di PDMS (il negativo e il rettangolo) su un substrato piatto (ad esempio una diapositiva fatta da vetro, quarzo, polistirolo o altro materiale) e inserirli in un plasma di radiofrequenza (RF) pulitore. Chiudere lo sportello e sigillare la camera di evacuare l'aria utilizzando una pompa a vuoto. Iniettare aria fino ad una pressione di 400 mTorr utilizzando un regolatore di pressione di vuoto digitale.
      Nota: Se il substrato utilizzato per la pulizia al plasma non è stato utilizzato nel plasma pulitore, metterlo nel plasma cleaner da sè per 60 prima della s a trattare il negativo, al fine di impedire che lo strato di base acrilico aderiscano al substrato.
    6. Attivare l'impostazione di RF ad alta e un plasma ad aria rosa dovrebbe apparire nella finestra di visualizzazione. Plasma-trattare i due pezzi di PDMS per 30 s, quindi disattivare l'impostazione di RF. Permettere all'aria di rientrare lentamente la camera al fine di impedire un flusso d'aria turbolento di disturbare il contenuto della camera.
    7. Rimuovere il PDMS dal plasma cleaner e posizionarlo su un benchtop. Quindi, accuratamente Invertire rettangolo PDMS sul negativo e premerlo verso il basso con un paio di pinze. Lasciate riposare per 10 minuti consentire i due pezzi di PDMS ad aderire a vicenda.
  3. Trattamento di superficie di Fluorosilane del polidimetilsilossano negativo
    1. Utilizzare un contagocce per mettere 2 gocce di tricloro (1h, 1h, 2H, 2h-perfluoro-ottilico) Silano (PFOTS) in un piccolo pesare barca e inserirlo in una camera a vuoto vetro.
    2. Invertire il PDMS su un pezzo di carta stagnola (in modo che il negativo di microchannel sia rivolta verso l'alto) e metterlo nella camera del vuoto di vetro. Quindi, evacuare la camera continuamente per 24 h.

2. fabbricazione di Microchannel il MY133

  1. Che formano la struttura di microchannel MY133-V2000
    1. Riempire il PDMS negativo con 400 µ l di MY133-V2000.
      Nota: Il negativo deve essere leggermente riempito troppo.
    2. Posizionare il PDMS MY133-V2000-riempita negativo nella camera del vuoto per 2 h rimuovere eventuali bolle.
    3. Rimuovere MY133-V2000 dal vuoto e premere lentamente un vetrino contro la parte superiore del negativo leggermente troppo piena per creare una superficie piana di MY133-V2000 e impediscono all'ossigeno inibendo la polimerizzazione.
      Nota: PDMS, sulla superficie di canale, parzialmente inibisce la polimerizzazione, abilitazione incollaggio in fasi successive. La diapositiva di vetro ha una trasparenza UV leggermente ridotta (35%) rispetto al quarzo, che aiuta a prevenire qualsiasi ingiallimento del dispositivo curato.
    4. Inserire un forno UV W 400 MY133-V2000 e impostare la radiazione UV al 50% dell'intensità massima per 300 s per curare la MY133-V2000 microchannel.
      Nota: La lunghezza d'onda di picco usata per curare il dispositivo è di circa 375 nm con una larghezza di banda di circa 25 nm. Circa 4.500 mJ/cm2 di potenza veniva utilizzata per curare il microchannel, che è leggermente più doppio minimo indurimento alimentazione consigliato dal produttore.
  2. Costruire il titolare acrilico
    1. Disegnare lo strato acrilico di base utilizzando un software di disegno vettoriale. Assicurarsi che lo strato di base è un rettangolo che è di 1,5 mm di spessore, 75 mm lungo e 25 mm di larghezza, con un rettangolo centrato che misura 25 x 11 mm.
    2. Disegnare l'acrilico strato intermedio utilizzando un software di disegno vettoriale. Assicurarsi che lo strato intermedio è un rettangolo (spessore 1,5 mm, 75 mm di lunghezza e 25 mm di larghezza) con un quadrato centrato (5 x 5 mm) e due cerchi (entrambi con un diametro di 3 mm) separati da 15 mm.
    3. Disegnare lo strato acrilico superiore utilizzando un software di disegno vettoriale. Assicurarsi che lo strato superiore è un rettangolo (spessore 3 mm, 30 mm di lunghezza e 25 mm di larghezza) con un quadrato centrato (5 x 5 mm) e due cerchi (entrambi con un diametro di 3 mm) separati da 15 mm.
    4. Tagliare i disegni di dispositivo creati nel software di disegno vettoriale con una taglierina laser. Utilizzare le impostazioni di esempio del 100% di potenza e 30% di velocità. Eseguire il programma due volte a garantire che l'acrilico è tagliato fuori.
    5. Toccare i fori nello strato superiore acrilico utilizzando uno strumento di 0.80 mm maschiatura M5 dimensioni.
    6. Pulire i pezzi di acrilico con acetone per rimuovere qualsiasi residui marchi o ustioni.
  3. Incollaggio di MY133-V2000 in supporto acrilico
    1. Fissare lo strato di base di acrilico al substrato di vetro usando un adesivo, ad esempio super colla cianoacrilato. Inserire due piccole gocce sui bordi dell'acrilico e quindi utilizzare uno strumento monouso per distribuire uniformemente la colla. Collocare il substrato di vetro sull'acrilico e consentire che la colla si asciughi utilizzando il peso del vetro per tenerlo in posizione.
    2. Cappotto il vetro esposto con 100 µ l di PDMS utilizzando una pipetta volumetrica; poi, inserire lo strato di base in una macchina a vuoto spin e impostare a 1.500 giri/min per 2 min ricoprire uniformemente il vetro con un film PDMS circa 10 µm spessore.
    3. Rimuovere lo strato di base dalla SPALMATRICE di spin e accuratamente spazzare via qualsiasi PDMS in eccesso che ha ricoperto l'acrilico con acetone e carta asciugamani. Fare attenzione a non disturbare il PDMS non polimerizzato.
    4. Cuocere lo strato di base con il PDMS in un forno a 65 ° C per 2 h per curare il PDMS.
    5. Pipettare 1 mL di PDMS su una lastra di vetro e, quindi, utilizzare un altro vetrino per distribuire uniformemente il PDMS finché inizia a stillare fuori i lati. Curare questo su un piatto caldo a 150 ° C per 10 min.
    6. Tagliare il PDMS curata in un rettangolo con le stesse dimensioni come il dispositivo di MY133-V2000 e, quindi, utilizzando il mid-strato dell'acrilico come uno stampo, perforare i fori per il serbatoio e ritagliare un quadrato di finestra di visualizzazione nel PDMS per rendere la guarnizione PDMS.
    7. Posizionare il MY133-V2000, lato canale up, sullo stesso o su un substrato piatto simile come quello usato per il trattamento a plasma, il PDMS nel passaggio 1.2.5. Posizionare lo strato acrilico di base contenente il substrato PDMS polimerizzato lungo il canale di MY133-V2000 nel plasma di2 O più pulito. Impostare la pressione di vuoto mTorr 200 e RF al più alto livello e superficie-trattamento del substrato di vetro e canale per 30 s.
    8. Usando il forcipe, posizionare immediatamente il canale MY133-V2000 appoggiato nel ritaglio rettangolare dell'acrilico strato di base tale che il MY133-V2000 contatti il PDMS.
    9. Posizionare la guarnizione PDMS sopra il dispositivo di MY133-V2000, allineando i fori della guarnizione con i serbatoi nel dispositivo.
    10. Posizionare il dispositivo incompiuto su una piattaforma rialzata sopra la panca per fornire una superficie di bloccaggio per montaggio del dispositivo.
    11. Estrarre 3 mL di cemento acrilico usando una siringa. Distribuire abbastanza cemento acrilico sopra lo strato di base per fornire un rivestimento sottile. Rendono il pelo come anche come possibile e non lasciare che il materiale si filtrano nel canale.
    12. Posizionare il pezzo di acrilico di strato intermedio in cima l'acrilico di strato di base. Assicurarsi che i fori siano allineati con i serbatoi del canale MY133-V2000.
    13. Utilizzare 3 piccoli morsetti per tenere lo strato di base e metà strato insieme come strettamente possibile per 2 min mentre il cemento acrilico si indurisce, per legare i pezzi di acrilico insieme. Garantire che i serbatoi non siano ostruiti durante questo passaggio per impedire all'aria intrappolata sotto il dispositivo di MY133-V2000.
    14. Togliere la pressione dal dispositivo e inserire il cemento acrilico su strato intermedio nei luoghi di contatto previsto con lo strato superiore dell'acrilico.
    15. Posizionare lo strato superiore dell'acrilico sul pezzo strato intermedio dell'acrilico, assicurandosi che i fori siano allineati con le riserve e lasciarlo resto in panchina per 2 min, mentre si asciuga il cemento acrilico.

3. sperimentazione e l'uso del dispositivo MY133-V2000

  1. Prova di tenuta
    1. Testare il dispositivo di MY133-V2000 aggiungendo 10 µ l di colorante alimentare o acqua deionizzata in uno dei fori serbatoio per verificare l'adesione e il flusso.
    2. Inserire un filmato (con un diametro esterno di 1/8-a) nel serbatoio e collegare l'altra estremità a una trappola vuoto. Attivare il vuoto a tirare la tintura o acqua attraverso il canale per assicurarsi che venga creato un dispositivo di successo.
    3. Controllare al microscopio per verificare che non ci siano perdite nel canale o serbatoio, riempire il serbatoio con etanolo e consentire l'etanolo riposare a temperatura ambiente per 10 min. Quindi, tirare l'etanolo attraverso il vuoto, per pulire la tintura o acqua fuori del canale.
    4. Spruzzare il canale con etanolo e metterlo in un piatto di polistirolo sterile. Avvolgere con parafilm e conservarlo in un ambiente sterile fino a quando necessario.
      Nota: A questo punto, il dispositivo deve essere maneggiato in modo asettico al fine di prevenire la contaminazione. Quando si è pronti per utilizzare il dispositivo, all'esterno del contenitore deve essere sterilizzato usando etanolo e portato in una cappa di biosicurezza prima dell'apertura del contenitore.
  2. Placcatura cellule MCF7 nel dispositivo MY133-V2000
    1. Crescere le cellule MCF7 su 10 cm di Petri in un completo media costituito da medium essenziale minimo di Dulbecco (DMEM), supplementato con 10% siero bovino fetale, penicillina-streptomicina, glutammina e aminoacidi non essenziali, in un'incubatrice di coltura cellulare che mantiene un'atmosfera umida contenente 5% CO2 e 20% O2 ad una temperatura di 37 ° C. Crescere le cellule per circa 80% confluenza prima li semina nel microchannel.
    2. In primo luogo, spruzzare il polistirolo piatto contenente il microchannel con etanolo al 70%. Quindi, portarlo nella cappa di biosicurezza prima di rimuovere il parafilm proteggere il canale dall'ambiente di laboratorio ambientale.
    3. Immobilizzare umani-plasma-derivato di fibronectina sulla superficie microchannel diluendo in soluzione tampone fosfato di Dulbecco (DPBS) a 10 µ g/mL. Iniettare 20 µ l di questa soluzione per il canale, quindi incubare a 20 ° C per 45 min.
    4. Lavare la soluzione di fibronectina fuori del canale di iniezione 20 µ l di terreno di coltura delle cellule nel canale e consentirle di incubare a 20 ° C per 10 min.
    5. Lavare le cellule con 10 mL di DPBS e tripsinizzano le cellule aggiungendo 1 mL di tripsina 1x. Incubare le cellule a 37 ° C per 7 min neutralizzare la tripsina con 9 mL di multimediale completo.
    6. Iniettare 20 µ l di cellule nel canale e li Incubare a 37 ° C per 45-120 min consentire l'allegato per il substrato prima di formazione immagine.

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Risultati

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Questo protocollo descrive la fabbricazione di MY133-V2000, un polimero fluorurato con un basso indice di rifrazione corrispondente a quello dell'acqua. Una caratteristica fondamentale di questo protocollo è come superare la mancanza di aderenza che è caratteristica di polimeri fluorurati utilizzando il plasma ad ossigeno e fabbricando il dispositivo all'interno di un supporto acrilico per fornire la forza extra meccanica necessaria per sigillare il canale contro il substrato PDMS (

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Discussione

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MY133-V2000 può essere utilizzato come alternativa ai materiali di fabbricazione tradizionali litografia soft come PDMS. Il lavoro precedente ha indicato che materiali con un alto indice di rifrazione, come ad esempio PDMS, introducano artefatti significativi nei pressi delle mura di canale a causa del disadattamento indici di rifrazione tra il materiale di fabbricazione e la soluzione acquosa all'interno del canale 13. MY133-V2000 Abilita la corrispondenza l'indice di rifrazione del dispositivo m...

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Ringraziamenti

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Questo lavoro è stato supportato dall'Università dello Utah, ufficio del Vice Presidente per la ricerca, così come dai fondi in combinazione con concedere P30 CA042014 premiato il Huntsman Cancer Institute e al programma CRR del Huntsman Cancer Institute.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
MY133-V2000MY PolymersMY133-V2000
Sylgard 184Ellsworth Adhesives184 SIL ELAST KIT 0.5KG
Fisher Premium vetrini per microscopioFisher Scientific12-544-4.118
" (3.0mm) x 12" x 12" Lastra acrilicaUnited States Plastic Corp44290.060
"(1.5mm) x 12" x 12" Lastra acrilicaUnited States Plastic Corp44200
SCIGRIP 3 Cemento acrilico a presa molto rapidaUnited States Plastic Corp45735
Foglio di alluminio standard (spessore 6 mm)VWR89107-726
Kim WipesFisher Scientific06-666
Insta-Cure + Super collaBob Smith IndustriesBSI-109
1/8" Tubo in PVCMcMaster Carr5231K55
McCormick Colorante alimentareTarget13353207
X-Acto #1 Coltello di precisioneX-ActoX3201
X-Acto #18 Lama per scalpellatura in legno pesanteX-ActoX218
Lame di rasoioVWR VWR VWR55411-055
Piastre per colture cellulari trattate in superficie Fisher ScientificFBO12922
Fibronectina Plasma umanoSigma-AldritchF0895-1MG
Tripsina-EDTA 10xFisher Scientific15-400-054
Corning Dulbecco's Phosphate Buffered SalineFisher ScientificMT21030CM
Gibco Penicillina-StreptomicinaFisher Scientific15-140-148
HyClone Aminoacidi non essenziali 100xFisher ScientificSH3023801
Siero fetale bovinoOmega ScientificFB-12
Corning DMEM con L-glutammina e glucosioFisher ScientificMT10013CV
Tricloro(1H,1H,2H,2H-perfluoroottil)silanoSigma-Aldritch448931Reagisce violentemente con l'acqua
Etanolo, 200 proof Decon LabsFisher Scientific04-355-223
AcetoneFisher ScientificA18P-4
Bel-Art 42025 Essiccatore in plasticaCole-ParmerEW-06514-30
Epilog Fusion Laser Cutter, 120 WEpilog LaserEpilog Fusion M2 32 Laser
Isotemp Piastra riscaldanteFisher ScientificSP88850200
Ateco 14111 Taglierina in acciaio inossidabile da 1,5 polliciAteco14111
Piatto per coltura cellulare in vetro PyrexFisher Scientific08-747B
Pulitore al plasma a radiofrequenzaHarrick PlasmaPDC-32GUtilizzato con gas ossigeno
Black Hole Laboratories DigivacBlack Hole LaboratoriesModello 215
Intelli-Ray Forno a raggi ultraviolettiUvitronUVO338
Spin Coater compattoMTI CorporationVTC-100A
Fisher Brand Isotemp OvenFisher Scientific15-103-0510Convezione forzata ad aria
Gilson Pipetta a spostamento positivo P1000Fisher ScientificFD10006G
HeraCell VIOS 160iFisher Scientific13 998 212PM

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zare, R. N., Kim, S. Microfluidic platforms for single-cell analysis. Annual Review Biomedical Engineering. 12, 187-201 (2010).
  2. Neuzi, P., Giselbrecht, S., Lange, K., Huang, T. J., Manz, A. Revisiting lab-on-a-chip technology for drug discovery. Nature Reviews Drug Discovery. 11 (8), 620-632 (2012).
  3. Xu, W., et al. Cell stiffness is a biomarker of the metastatic potential of ovarian cancer cells. PLoS ONE. 7 (10), 46609(2012).
  4. Karakas, H. E., et al. A microfluidic chip for screening individual cancer cells via eavesdropping on autophagy-inducing crosstalk in the stroma niche. Scientific Reports. 7 (1), 2050(2017).
  5. DeBerardinis, R. J., Lum, J. J., Hatzivassiliou, G., Thompson, C. B. The biology of cancer: metabolic reprogramming fuels cell growth and proliferation. Cell Metabolism. 7 (1), 11-20 (2008).
  6. Yin, H., Marshall, D. Microfluidics for single cell analysis. Current Opinion in Biotechnology. 23 (1), 110-119 (2012).
  7. Kemper, B., et al. Monitoring of laser micromanipulated optically trapped cells by digital holographic microscopy. Journal of Biophotonics. 3 (7), 425-431 (2010).
  8. Barer, R. Interference micorscopy and mass determination. Nature. 169 (4296), 366-367 (1952).
  9. Zangle, T. A., Teitell, M. A. Live-cell mass profiling: an emerging approach in quantitative biophysics. Nature Methods. 11 (12), 1221-1228 (2014).
  10. Chun, J., et al. Rapidly quantifying drug sensitivity of dispersed and clumped breast cancer cells by mass profiling. Analyst. 137 (23), 5495-5498 (2012).
  11. Reed, J., et al. Live cell interferometry reveals cellular dynamism during force propagation. Acs Nano. 2 (5), 841-846 (2011).
  12. Eldridge, W. J., Steelman, Z. A., Loomis, B., Wax, A. Optical Phase Measurements of Disorder Strength Link Microstructure to Cell Stiffness. Biophysical Journal. 112 (4), 692-702 (2017).
  13. Kim, D. N. H., Kim, K. T., Kim, C., Teitell, M. A., Zangle, T. A. Soft lithography fabrication of index-matched microfluidic devices for reducing artifacts in fluorescence and quantitative phase imaging. Microfluidics and Nanofluidics. 22 (1), 11(2018).
  14. Byron, M. L., Variano, E. A. Refractive-index-matched hydrogel materials for measuring flow-structure interactions. Experiments in Fluids. 54 (2), 6(2013).
  15. Ogawa, T., Hanada, Y. Microfabrication of the UV transparent polymer CYTOP using a conventional pulsed green laser. Applied Physics a-Materials Science & Processing. 122 (3), 6(2016).
  16. Hanada, Y., Ogawa, T., Koike, K., Sugioka, K. Making the invisible visible: a microfluidic chip using a low refractive index polymer. Lab on a Chip. 16 (13), 2481-2486 (2016).
  17. Zangle, T. A., Burnes, D., Mathis, C., Witte, O. N., Teitell, M. A. Quantifying biomass changes of single CD8+ T cells during antigen specific cytotoxicity. PLoS One. 8 (7), 68916(2013).
  18. Huang, D., et al. High Speed Live Cell Interferometry: A New Method for Rapidly Quantifying Tumor Drug Resistance and Heterogeneity. Analytical Chemistry. 90 (5), 3299-3306 (2018).
  19. Mir, M., Bergamaschi, A., Katzenellenbogen, B. S., Popescu, G. Highly sensitive quantitative imaging for monitoring single cancer cell growth kinetics and drug response. PLoS ONE. 9 (2), 89000(2014).

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