Method Article

Metodo di impalamento dei microelettrodi per registrare il potenziale della membrana da un'arteria cerebrale media cannulata

DOI:

10.3791/59072

⸱

July 2nd, 2019

 ,  , 
1Department of Pharmacology and Toxicology, University of Mississippi Medical Center

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L'obiettivo principale di questo articolo è quello difornire dettagli su come registrare il potenziale della membrana (V m) dall'arteria cerebrale media utilizzando il metodo di impalamento dei microelettrodi. L'arteria cerebrale media cannulata è equilibrata per ottenere un tono miogenico, e la parete del vaso è impalato utilizzando microelettrodi ad alta resistenza.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il potenzialedi membrana (V m) delle cellule muscolari limpiche vascolari determina il tono del vaso e quindi il flusso sanguigno a un organo. Cambiamenti nell'espressione e nella funzione dei canali ionici e delle pompe elettrogeniche che regolano Vm in condizioni di malattia potrebbero potenzialmente alterare Vm, tono vascolare e flusso sanguigno. Pertanto, una comprensione di base dell'elettrofisiologia e dei metodi necessari per registrare con precisione Vm in stati sani e malati sono essenziali. Questo metodo permetterà la modulazione Vm utilizzando diversi agenti farmacologici per ripristinare Vm. Anche se ci sono diversi metodi, ognuno con i suoi vantaggi e svantaggi, questo articolo fornisce protocolli per registrare Vm da vasi di resistenza cannulati come l'arteria cerebrale media utilizzando il metodo di impalamento dei microelettrodi. Le arterie cerebrali medie sono autorizzate a ottenere un tono miogenico in una camera miografica, e la parete del vaso è impalato utilizzando microelettrodi ad alta resistenza. Il segnale Vm viene raccolto attraverso un elettrometro, digitalizzato e analizzato. Questo metodo fornisce una lettura accurata del Vm di una parete del vaso senza danneggiare le cellule e senza modificare la resistenza della membrana.

Introduction

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Il potenziale della membrana (Vm) di una cellula si riferisce alla differenza relativa della carica ionica attraverso la membrana plasmatica e alla relativa permeabilità della membrana a questi ioni. Il Vm è generato dalla distribuzione differenziale degli ioni ed è mantenuto da canali ionici e pompe. I canali ionicicome K,Na , e Cl, contribuiscono in modo sostanziale al Vma riposo. Le cellule muscolari limpiche (VSMC) esprimono più di quattro diversi tipi di canali K1, due tipi di canali Ca2 , gated tensione (VGCC)2, più di due tipi di CL- canali3, 4 DEL psu' , 5, canali Ca2 , gestiti in negozio6, canali di cation attivati in stretch7,8e pompe APase di sodio elettrogeni che sonito novantano9 nelle loro membrane plasmatiche, tutte coinvolti nella regolamentazione del Vm.

Il Vm di VSMC dipende dalla pressione del lume. Nei recipienti non pressurizzati, Vm varia da -50 a -65 mV, tuttavia, nei segmenti arteriosi pressurizzati, Vm varia da -37 a -47 mV10. L'elevazione della pressione intravascolare fa depolarizzare le VSMC11, diminuisce la soglia per l'apertura del VGCC e aumenta l'afflusso di calcio contribuendo allo sviluppo del tono miogenico12. Al contrario, nei vasi passivi o non pressurizzati, l'iperpolarizzazione della membrana, dovuta all'elevata attività del canale K, impedirà l'apertura del VGCC, con conseguente ingresso limitato di calcio e una diminuzione del calcio intracellulare, contribuendo a meno tono vascolare13. Così, Vm a causa di cambiamenti nella pressione del lume sembra svolgere un ruolo essenziale nello sviluppo del tono vascolare, e sia VGCC e K, canali svolgono un ruolo cruciale nella regolazione del Vm.

Vm varia tra il tipo di vaso e le specie. Vm è -54 x 1,3 mV in porcellino d'India superiore strisce arteriose mesentiche14, -451 mV nelle arterie cerebrali medie del ratto a 60 mmHg lumen pressione12, e -35 - 1 mV in ratto arterie parenchyli a 40 mmHg lumen pressione15. Il vm a riposo registrato nel muscolo linfatico del ratto non teso è -48 - 2 mV16. Vm di VSMC cerebrali è più negativo che nelle arterie periferiche. In confronto, le arterie cerebrali medie feline sono state segnalate per avere un Vm di circa -70 mV, mentre le arterie mesentiche e coronariche sono state segnalate per avere -49 e -58 mV, rispettivamente17,18. Le differenze nel Vm attraverso letti vascolari possono riflettere le differenze nell'espressione e nella funzione dei canali ionici e delle pompe elettrogeniche di sodio-potassio.

Gli aumenti e le diminuzioni in Vm sono indicati come depolarizzazione della membrana e iperpolarizzazione, rispettivamente. Queste alterazioni in Vm svolgono un ruolo centrale in molti processi fisiologici, tra cui gating ionista-canale, segnalazione cellulare, contrazione muscolare, e potenziale di propagazione dell'azione. Ad una pressione fissa, molti composti vasodilatatori endogeni e sintetici che attivano i canali K - causano l'iperpolarizzazione della membrana, con conseguente vasodilazione1,13. Al contrario, la depolarizzazione sostenuta della membrana è vitale nell'indottodagli agonisti o nell'vasoconia 19 mediata dal recettore. Vm è una variabile critica che non solo regola l'afflusso di Ca2 o attraverso VGCC13, ma influenza anche il rilascio di Ca2, dai negozi interni20,21 e Ca 2-sensibilità di l'apparato contrattile22.

Mentre ci sono diversi metodi per registrare Vm da diversi tipi di cellule, i dati raccolti dal metodo di impalamento dei microelettrodi dei vasi cannulati sembrano essere più fisiologici dei dati ottenuti da VSMC isolati. Quando viene registrato da VSMC isolato utilizzando i metodi di morsetto correnti, Vm è visto come iperpolarizzazioni transitorie spontanee in VSMC24. VsMC isolati non sono nel sinistium e le modifiche nella resistenza di serie possono contribuire al comportamento oscillatorio di Vm. D'altra parte, il comportamento oscillatorio non si osserva quando Vm è registrato da vasi intatti, probabilmente a causa del contatto cellulare-cellula tra VSMC che sono in sincronia nell'arteria e sono riassunti in tutta la nave che porta ad una stabile Vm 24.Pertanto, la misurazione di Vm da vasi pressurizzati utilizzando la tecnica standard di impalamento dei microelettrodi è relativamente vicina alle condizioni fisiologiche.

La registrazione di Vm da vasi cannulati potrebbe fornire informazioni vitali, dal momento che Vm di VSMC che sono in sinistium è uno dei principali determinanti del tono vascolare e del flusso sanguigno, e la modulazione del Vm potrebbe fornire un modo per dilatare o i vasi sanguigni. Pertanto, è essenziale comprendere la metodologia coinvolta nella registrazione di Vm. Questo articolo descrive la registrazione intracellulare di Vm da arterie cerebrali medie cannulate (MCA) utilizzando un metodo di impalamento dei microelettrodi. Questo protocollo descrive come preparare Gli ICM, i microelettrodi, impostare l'elettrometro ed eseguire il metodo di impalamento per registrare Vm. Inoltre, vengono discussi i dati rappresentativi, i problemi comuni che si sono verificati durante l'utilizzo di questo metodo e i potenziali problemi.

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Protocol

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I ratti maschi sono stati alloggiati presso l'Animal Care Facility dell'UMMC, approvato dall'Associazione per la valutazione e l'accreditamento della cura degli animali di laboratorio (AAALAC). Gli animali hanno avuto libero accesso al cibo e all'acqua durante tutto lo studio. Gli animali sono stati mantenuti in un ambiente controllato con temperatura a 24 , 2 gradi centigradi, livelli di umidità del 60-80% e cicli di luce/buio di 12 h. Tutti i protocolli sono stati approvati dall'Animal Care and Use Committee dell'UMMC.

1. Preparazione dell'attrezzatura

  1. Posizionare un amplificatore elettrometro differenziale a doppio canale (vedere il Tavolo deimateriali) vicino alla camera del vaso e nella posizione desiderata.
  2. Collegare l'uscita del canale a o B dell'amplificatore all'ingresso del canale del digitalizzatore con un cavo BNC-BNC.
  3. Montare la sonda nel micromanipolatore e posizionarla vicino al microscopio e al miografo. L'impostazione della registrazione deve essere installata su un tavolo privo di vibrazioni.
  4. Posizionare le manopole e gli interruttori sulla parte anteriore dell'amplificatore in posizioni che lo configurano per questo esperimento come descritto nel manuale.
  5. Collegare il terreno del bagno al terreno del circuito dell'amplificatore tramite un elettrodo appropriato. Allo stesso modo, assicurarsi che la gabbia sia messa a terra sul telaio dell'amplificatore.

2. Preparazione di microelettrodi e assemblaggio

  1. Utilizzare microelettrodi in vetro borosilicato (vedi Il Tavolo dei Materiali) e tirare la punta di vetro per avere un cono di 8-10 mm, un diametro di <1 m e una resistenza di 80-120 Mz quando riempito con 3 M KCl.
    1. Utilizzare un tiratore standard per ottenere un breve cono graduale utilizzando le seguenti impostazioni: calore - 650; velocità : 20; tirare 25; 250 e loop due volte per resistenze più elevate e punte più piccole. Vedere la Tabella dei materiali poiché le impostazioni sono specifiche dello strumento.
  2. Riempire il microelettrodo con 3 M KCl utilizzando una siringa in microfibra (vedi la Tabella dei Materiali).
    1. Tirare lentamente lo stantuffo della siringa in microfibra mentre si inietta il kCl 3 M nel microelettrodo per consentire il riempimento del fluido e per evitare la formazione di bolle d'aria all'interno del microelettrodo.
    2. Riempire il microelettrodo fino al massimo e assicurarsi che non vi siano bolle d'aria prima di inserirlo nel supporto del microelettrodo. Se sono presenti bolle, toccare delicatamente il microelettrodo con un dito per rimuovere le bolle.
  3. Esercitare la cura, spingere saldamente il gambo dell'elettrodo nel supporto attraverso il foro annoiato. Se è presente liquido in eccesso, rimuoverlo con un tessuto.
  4. Collegare il supporto dell'elettrodo alla sonda dell'amplificatore. Eseguire un test dell'elettrodo, regolare l'offset di ingresso, verificare l'impostazione zero e controllare la perdita di ingresso della sonda in base al manuale dell'amplificatore.
  5. Misurare la resistenza agli elettrodi utilizzando un test dell'elettrodo come mostrato nella Tabella 1.
  6. Si noti che un elettrodo funzionante visualizza uno spostamento di tensione DC positivo di 1 mV / M, all'uscita del canale. D'altra parte, se una grande tensione appare all'uscita del canale e sul misuratore, ciò indica un elettrodo bloccato o rotto.
  7. Aprire il software di registrazione, assegnare un nome al file e salvarlo per analisi future in un software di memorizzazione.

3. Isolamento e cannulazione dell'arteria cerebrale di mezzo

  1. Preparazione dei reagenti.
    1. Preparare la soluzione salina fisiologica normale e a basso calcio (PSS) come descritto nella tabella 2.
  2. Prepara il miografo.
    1. Sciacquare la camera del miografo (vedi la tabella deimateriali) con acqua distillata più volte per mantenerla libera dai detriti. Caricare la camera con 5 mL di PSS normale.
    2. Riempire entrambe le cannule di vetro con PSS normale filtrato utilizzando una siringa da 5-10 mL. Riempire con cura l'intera cannula e il tubo allegato senza introdurre bolle d'aria.
    3. Preparare due suture di nylon monofilamento (10-0, 0,02 mm) con un mezzo nodo ciascuno con pinze smussate.
    4. Posizionare i nodi di sutura parzialmente chiusi su entrambe le cannule leggermente lontano dalla punta utilizzando pinze di dissezione al microscopio di dissezione. Più tardi questi nodi saranno scivolati via e legati con cura sulle estremità arteriose cannulate per fissare il vaso.
  3. Isolare e cannulare l'arteria cerebrale media.
    1. Indurre l'anestesia profonda in un ratto Sprague Dawley utilizzando 2-4% isoflurane inalato.
    2. Decapitare il ratto usando ghigliottina in anestesia profonda.
    3. Rimuovere con attenzione il cranio con una fresa ossea e una forbice.
    4. Togliere il cervello dal cranio e metterlo in 5 mL di PSS a basso calcio sul ghiaccio.
    5. Identificare e sezionare un segmento non ramificato dell'arteria cerebrale media del ratto (MCA) con un diametro interno di 100-200 m dal cervello usando forbici e pinze a molla.
    6. Montare l'MCA sulle cannule di vetro con pinze sottili e fissarlo stringendo le suture nel miografo contenente PSS normale.
    7. Chiudere la cannula distale in modo che non ci sarà alcun flusso all'interno degli ICM.
    8. Collegare la pipetta di afflusso a un serbatoio che contiene PSS per consentire il controllo della pressione intraluminale che verrà monitorata con un trasduttore di pressione in linea.
    9. Visualizza gli MCA cannulati utilizzando una fotocamera del dispositivo accoppiata a carica (vedi la Tabella deimateriali) montata su un microscopio invertito e un software di imaging.
    10. Impostare la lunghezza assiale dell'MCA su una lunghezza approssimativa in cui non dovrebbe apparire né rigida né flaccida.
    11. La soluzione bagno con O2 (95%) e CO2 (5%) a 37 gradi centigradi per fornire un'adeguata ossigenazione, temperatura e per mantenere il pH a 7,4.
  4. Impala (penetrare la membrana plasmatica cellulare) le cellule muscolari lisce vascolari.
    1. Collegare l'elettrodo di terra e tenerlo immerso nel PSS del miografo.
    2. Illuminare la camera del vaso e guardare attraverso il microscopio per visualizzare la punta del microelettrodo nella soluzione bagno.
      NOT: In alternativa, si può visualizzare l'MCA e microelettrodo su un computer con un software di imaging.
    3. Utilizzare i comandi del micromanipolatore per spostare la punta del microelettrodo vicino alla parete esterna del vaso sanguigno. Il micromanipolatore e la punta del microelettrodo devono trovarsi in una posizione stabile rispetto al tessuto.
      NOT: Prima di iniziare gli esperimenti, verificare che la tensione della membrana si sia stabilizzata. Se la tensione misurata è instabile, la connessione tra l'elettrodo e la cella non è sigillata, indicando una perdita.
    4. Iniziare la registrazione.
    5. Spostare lentamente la punta del microelettrodo verso la nave, puntando verso il centro della nave utilizzando il percorso o il controllo fine del micromanipolatore.
      NOT: Occasionalmente, una piccola deviazione nella registrazione può essere osservata quando la punta del microelettrodo contatta una membrana della fibra muscolare.
    6. Quando la punta arriva in prossimità della nave, far avanzare l'elettrodo in avanti in un movimento rapido utilizzando il micromanipolatore per impalare la membrana del muscolo.
    7. A questo punto, si può iniziare a osservare i cambiamenti in Vm in fase di registrazione. Non toccare il micromanipolatore quando il microelettrodo impalde la membrana della cellula.
      NOT: La differenza di tensione tra l'elettrodo di registrazione e l'elettrodo di riferimento diminuisce da 0 mV a -40 mV e -75 mV a seconda del livello di pressione intravascolare o di altri stimoli eccitatori o inibitori. Queste letture caratterizzano la differenza potenziale transmembrana della cellula corrente.
    8. Eseguire più impalementi su una singola nave in diverse aree della nave senza danneggiare le VSMC al fine di ottenere misurazioni accurate.
    9. Dopo la registrazione, utilizzare il manipolatore per rimuovere il microelettrodo in un movimento rapido.
    10. Interrompere la registrazione e salvare i file di dati per un'ulteriore analisi.

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Results

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Il metodo presentato può essere utilizzato in modo affidabile per registrare Vm in vasi cannulati. Una breve procedura che descrive come isolare MCA dal cervello è presentato in Figura 1A. Dopo aver diviso il cervello dal cranio, l'MCA è stato sezionato e posto in un piatto Petri contenente PSS a basso calcio. Parte del tessuto connettivo che è stato attaccato è stato anche sezionato insieme a MCA utilizzando forbici a molla e pinze per evitare dan...

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Discussion

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Questo articolo fornisce i passaggi necessari su come utilizzare un metodo di impalamento a microelettrodo affilato per registrare Vm dalla preparazione di un vaso cannulato. Questo metodo è ampiamente utilizzato e offre registrazioni coerenti e di alta qualità di Vm che rispondono a una vasta gamma di domande sperimentali.

Alcune considerazioni critiche e procedure per la risoluzione dei problemi sono descritte di seguito per garantire l'esito positivo del metodo. La qua...

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Disclosures

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo lavoro è stato in parte sostenuto dalle sovvenzioni del programma di ricerca sul supporto intramurale (IRSP) dell'UMMC, AHA Scientist Development Grant (13SDG14000006) assegnate a Mallikarjuna R. Pabbidi.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Strumenti di dissezione
Vaporizzatore anesteticoParkland scientificV3000PK
Microscopio di dissezioneNikon Instruments Inc., NYEclipse Ti-S
Kleine Guillotine Type 7575Harvard Apparatus, MA73-198
Littauer Bone CutterStrumentiper la scienza fine16152-15
Moria MC40 Pinza ultra fineStrumenti per la scienza fine11370-40
Forbici chirurgiche Sharp-BluntStrumenti per la scienza fine14008-14
SuturaApparato Harvard72-3287
Forbici a molla VannasStrumenti per la scienza15018-10
Strumenti per elettrofisiologia
Telecamera per dispositivo ad accoppiamento di caricaQimaging, , BCRetiga 2000R
Amplificatore per elettrometro differenzialeWPIFD223A
Trasduttore di pressione in lineaHarvard Apparatus, MAMA1 72-4496
MicromanipolatoreThor labsPCS-5400
MicroelettrodiWarner Instruments LLC, CTG200-6,
Micro Fil (siringa in microfibra)WPIMF28G67-5
Supporto per microelettrodoWPIMEH1SF
MyographLiving Systems Instrumentation, VTCH-1-SH
EstrattoreSutter Instrument, San Rafael, CAP-97
Tavolo senza vibrazioniTMC3435-14
< strong>Softwares
Clampex 10Dispositivi
p Clamp 10Dispositivi
Software di imagingNikon, NYNIS-elements
Chemicals
NaClSigmaS7653
KClSigmaP4504
MgSO4SigmaM7506
CaCl2 SigmaC3881
HEPESSigmaH7006
GlucosioSigmaG7021
NaH2PO4SigmaS0751
NaHCO3SigmaS5761
molecolarimolecolari

References

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  1. Nelson, M. T., Quayle, J. M. Physiological roles and properties of potassium channels in arterial smooth muscle. American Journal of Physiology. 268, C799-C822 (1995).
  2. Hughes, A. D. Calcium channels in vascular smooth muscle cells. Journal of Vascular Research. 32 (6), 353-370 (1995).
  3. Large, W. A., Wang, Q. Characteristics and physiological role of the Ca(2+)-activated Cl- conductance in smooth muscle. American Journal of Physiology. 271 (2 Pt 1), C435-C454 (1996).
  4. Nelson, M. T., Conway, M. A., Knot, H. J., Brayden, J. E. Chloride channel blockers inhibit myogenic tone in rat cerebral arteries. Journal of Physiology. 502 (Pt 2), 259-264 (1997).
  5. Yamazaki, J., et al. Functional and molecular expression of volume-regulated chloride channels in canine vascular smooth muscle cells. Journal of Physiology. 507 (Pt 3), 729-736 (1998).
  6. Gibson, A., McFadzean, I., Wallace, P., Wayman, C. P. Capacitative Ca2+ entry and the regulation of smooth muscle tone. Trends in Pharmacol Sciences. 19 (7), 266-269 (1998).
  7. Davis, M. J., Donovitz, J. A., Hood, J. D. Stretch-activated single-channel and whole cell currents in vascular smooth muscle cells. American Journal of Physiology. 262 (4 Pt 1), C1083-C1088 (1992).
  8. Setoguchi, M., Ohya, Y., Abe, I., Fujishima, M. Stretch-activated whole-cell currents in smooth muscle cells from mesenteric resistance artery of guinea-pig. Journal of Physiology. 501 (Pt 2), 343-353 (1997).
  9. Shelly, D. A., et al. Na(+) pump alpha 2-isoform specifically couples to contractility in vascular smooth muscle: evidence from gene-targeted neonatal mice. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 286 (4), C813-C820 (2004).
  10. Coca, A., Garay, R. Ionic Transport in Hypertension New Perspectives. , Taylor & Francis. (1993).
  11. Harder, D. R. Pressure-dependent membrane depolarization in cat middle cerebral artery. Circulation Research. 55 (2), 197-202 (1984).
  12. Knot, H. J., Nelson, M. T. Regulation of arterial diameter and wall [Ca2+] in cerebral arteries of rat by membrane potential and intravascular pressure. Journal of Physiology. 508 (Pt 1), 199-209 (1998).
  13. Nelson, M. T., Patlak, J. B., Worley, J. F., Standen, N. B. Calcium channels, potassium channels, and voltage dependence of arterial smooth muscle tone. American Journal of Physiology. 259, C3-C18 (1990).
  14. Harder, D. R., Sperelakis, N. Action potentials induced in guinea pig arterial smooth muscle by tetraethylammonium. American Journal of Physiology. 237 (1), C75-C80 (1979).
  15. Nystoriak, M. A., et al. Fundamental increase in pressure-dependent constriction of brain parenchymal arterioles from subarachnoid hemorrhage model rats due to membrane depolarization. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 300 (3), H803-H812 (2011).
  16. Yvonder Weid, P., Lee, S., Imtiaz, M. S., Zawieja, D. C., Davis, M. J. Electrophysiological properties of rat mesenteric lymphatic vessels and their regulation by stretch. Lymphatic Research and Biology. 12 (2), 66-75 (2014).
  17. Harder, D. R. Comparison of electrical properties of middle cerebral and mesenteric artery in cat. American Journal of Physiology. 239 (1), C23-C26 (1980).
  18. Harder, D. R. Heterogeneity of membrane properties in vascular muscle cells from various vascular beds. Federation Proceedings. 42 (2), 253-256 (1983).
  19. Cogolludo, A., et al. Serotonin inhibits voltage-gated K+ currents in pulmonary artery smooth muscle cells: role of 5-HT2A receptors, caveolin-1, and KV1.5 channel internalization. Circulation Research. 98 (7), 931-938 (2006).
  20. Ganitkevich, V., Isenberg, G. Membrane potential modulates inositol 1,4,5-trisphosphate-mediated Ca2+ transients in guinea-pig coronary myocytes. Journal of Physiology. 470, 35-44 (1993).
  21. Yamagishi, T., Yanagisawa, T., Taira, N. K+ channel openers, cromakalim and Ki4032, inhibit agonist-induced Ca2+ release in canine coronary artery. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 346 (6), 691-700 (1992).
  22. Okada, Y., Yanagisawa, T., Taira, N. BRL 38227 (levcromakalim)-induced hyperpolarization reduces the sensitivity to Ca2+ of contractile elements in caninse coronary artery. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 347 (4), 438-444 (1993).
  23. Xia, J., Little, T. L., Duling, B. R. Cellular pathways of the conducted electrical response in arterioles of hamster cheek pouch in vitro. American Journal of Physiology. 269 (6 Pt 2), H2031-H2038 (1995).
  24. Jaggar, J. H., Porter, V. A., Lederer, W. J., Nelson, M. T. Calcium sparks in smooth muscle. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 278 (2), C235-C256 (2000).

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