Articolo metodologico

Utilizzando Flight Mills per misurare la propensione di volo e le prestazioni di Western Corn Rootworm, Diabrotica virgifera virgifera (LeConte)

DOI:

10.3791/59196

⸱

29 ottobre 2019

 ,  , 
1Department of Entomology, Iowa State University, 2Corn Insects & Crop Genetics Research Unit, USDA-ARS

In questo articolo

Sommario

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I mulini a volo sono strumenti importanti per confrontare il modo in cui l'età, il sesso, lo stato di accoppiamento, la temperatura o vari altri fattori possono influenzare il comportamento di volodiun insetto. Qui descriviamo i protocolli per legare e misurare la propensione al volo e le prestazioni del verme di mais occidentale in diversi trattamenti.

Abstract

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Il verme di mais occidentale, Diabrotica virgifera virgifera (LeConte) (Coleoptera: Chrysomelidae), è un parassita economicamente importante del mais negli Stati Uniti settentrionali. Alcune popolazioni hanno sviluppato resistenza alle strategie di gestione tra cui il mais transgenico che produce tossine insetticide derivate dal batterio Bacillus thuringiensis (Bt). La conoscenza della dispersione del tiofilo del mais occidentale è di fondamentale importanza per i modelli di evoluzione, diffusione e mitigazione della resistenza. Il comportamento di volo di un insetto, soprattutto su una lunga distanza, è intrinsecamente difficile da osservare e caratterizzare. I mulini a volo forniscono un mezzo per testare direttamente gli impatti dello sviluppo e fisiologici e le conseguenze del volo in laboratorio che non possono essere ottenuti negli studi sul campo. In questo studio, i mulini di volo sono stati utilizzati per misurare la tempistica dell'attività di volo, il numero totale di voli e la distanza, la durata e la velocità dei voli effettuati da vermi della radice femminili durante un periodo di prova di 22 ore. Sedici mulini di volo sono stati alloggiati in una camera ambientale con illuminazione programmabile, temperatura e controllo dell'umidità. Il mulino di volo descritto è di un disegno tipico, dove un braccio di volo è libero di ruotare circa un perno centrale. La rotazione è causata dal volo di un insetto legato a un'estremità del braccio di volo e ogni rotazione viene registrata da un sensore con un timestamp. I dati grezzi vengono compilati da software, che vengono successivamente elaborati per fornire statistiche riepilogative per i parametri di volo di interesse. Il compito più difficile per qualsiasi studio del mulino di volo è l'attaccamento del collegatore all'insetto con un adesivo, e il metodo utilizzato deve essere adattato a ciascuna specie. L'attacco deve essere abbastanza forte da tenere l'insetto in un orientamento rigido e per prevenire il distacco durante il movimento, senza interferire con il movimento naturale dell'ala durante il volo. Il processo di attacco richiede destrezza, finezza e velocità, rendendo le riprese video del processo per rootworms di valore.

Introduzione

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Il verme di mais occidentale, Diabrotica virgifera virgifera LeConte (Coleoptera: Chrysomelidae), è stato identificato come un parassita di mais coltivato nel 19091. Oggi, è il più importante parassita del mais(zea mays L.) nella cintura di mais degli Stati Uniti, con la farina che si nutre di radici di mais causando la maggior parte della perdita di resa associata a questo parassita. Si stima che i costi annuali per la gestione e le perdite di produzione di mais dovuti a rootworm di mais superino i 1 miliardo di dollarie 2. Il verme di radice del mais occidentale è altamente adattabile, e le popolazioni hanno sviluppato resistenza a molteplici strategie di gestione tra cui insetticidi, rotazione delle colture e mais Bttransgenico 3 . La determinazione delle dimensioni spaziali su quali tattiche devono essere applicate per mitigare lo sviluppo locale della resistenza, o un hotspot di resistenza, dipende da una migliore comprensione della dispersione4. Le misure di mitigazione non avranno successo se sono limitate a una scala spaziale troppo piccola intorno a un hotspot di resistenza, perché gli adulti resistenti si disperderanno oltre l'area di mitigazione5. Comprendere il comportamento di volo del tiofilo occidentale è importante per creare piani di gestione della resistenza efficaci per questo parassita.

Dispersione in volo svolge un ruolo importante nella storia della vita del verme di mais occidentale adulto e l'ecologia6, e il comportamento di volo di questo parassita può essere studiato in laboratorio. Diversi metodi possono essere utilizzati per misurare il comportamento di volo in laboratorio. Un actografo, che limita il volo in un piano verticale, può misurare la quantità di tempo in cui un insetto è impegnato in volo. Gli atografi sono stati utilizzati per confrontare la durata del volo e i modelli di periodicità dei maschi e delle femmine della radice del mais occidentale a diverse età, dimensioni del corpo, temperature, suscettibilità agli insetticidi e esposizione agli insetticidi7,8, 9. Le gallerie di volo, che consistono in una camera di monitoraggio e da un flusso d'aria diretto, sono particolarmente utili per esaminare il comportamento di volo degli insetti quando si segue un pennacchio di odore, come i componenti del feromone candidato10 o le sostanze volatili delle piante11. I mulini a volo sono forse il metodo più comune per gli studi di laboratorio sul comportamento di volo degli insetti e possono caratterizzare diversi aspetti della propensione e delle prestazioni di volo. Mulini di volo di laboratorio sono stati impiegati negli studi di radice di mais occidentale per caratterizzare la propensione a fare voli brevi e sostenuti, nonché il controllo ormonale del volo sostenuto12,13.

I mulini a volo forniscono un modo relativamente semplice per studiare il comportamento del volo degli insetti in condizioni di laboratorio, consentendo ai ricercatori di misurare vari parametri di volo, tra cui la periodicità, la velocità, la distanza e la durata. Molti dei mulini di volo utilizzati oggi sono derivati dalle rotatorie di Kennedy et al.14 e Krogh e Weis-Fogh15. I mulini di volo possono essere diversi per forma e dimensioni, ma il principio di base rimane lo stesso. Un insetto è legato e montato su un braccio orizzontale radiale che è libero di ruotare, con attrito minimo, circa un albero verticale. Mentre l'insetto vola in avanti, il suo percorso è limitato al giro in un piano orizzontale, con la distanza percorsa per rotazione dettata dalla lunghezza del braccio. Un sensore viene in genere utilizzato per rilevare ogni rotazione del braccio causata dall'attività di volo dell'insetto. I dati grezzi includono rotazioni per unità di tempo e ora del volo del giorno. I dati vengono inseriti in un computer per la registrazione. I dati provenienti da più mulini di volo sono spesso registrati in parallelo, essenzialmente simultaneamente, con banche di 16 e 32 mulini di volo comuni. I dati grezzi vengono ulteriormente elaborati da un software personalizzato per fornire valori per variabili quali la velocità di volo, il numero totale di voli separati, la distanza e la durata volati e così via.

Ogni specie di insetto è diversa quando si tratta del metodo migliore per il tethering a causa di variabili morfologiche come le dimensioni complessive, le dimensioni e la forma dell'area bersaglio per attaccare il legatore, la morbidezza e la flessibilità dell'insetto, il bisogno e il metodo per anestesizzazione, potenziale per incrostazioni delle ali e / o testa con adesivo fuori luogo o overflow, e molti, molti più dettagli. Nei casi di tethering visualizzato di un insetto plataspitico16 e di un coleottero ambrosia17, le rispettive aree bersaglio per l'attaccamento del tethering sono relativamente grandi e perdonando il posizionamento adesivo impreciso perché la testa e le ali sono un po 'in qualche modo separati dal sito dell'allegato. Questo non è quello di minimizzare la difficoltà di antetempo questi insetti, che è impegnativo per qualsiasi specie. Ma il verme di mais occidentale è un insetto particolarmente impegnativo da legarsi: il pronotum è stretto e corto, rendendo l'attaccamento molto preciso con una minima quantità di adesivo (cera dentale in questo caso) necessario per prevenire interferenze con l'apertura dell'elytra per il volo e con la testa, dove il contatto con gli occhi o le antenne può influenzare il comportamento. Allo stesso tempo, il legame deve essere saldamente attaccato per evitare lo sloggiamento da questo forte volantino. La dimostrazione del tethering degli adulti rootworm è l'offerta più importante in questo documento. Dovrebbe essere di aiuto per gli altri che lavorano con questo o insetti simili dove il metodo visualizzato qui potrebbe essere un'opzione utile.

Questo documento descrive i metodi utilizzati per legare e caratterizzare efficacemente l'attività di volo degli adulti dello rootworm di mais occidentale che sono stati allevati a diverse densità larve. I mulini di volo e i software utilizzati in questo studio (Figura 1) sono stati ricavati da disegni pubblicati su Internet da Jones et al.18 Le tecniche di tethering sono state modificate dalla descrizione in Stebbing et al. 9 Una serie di 16 mulini a volo è stata modificata dalla descrizione in Stebbing et al.9 Una serie di 16 mulini di volo è stata in una camera ambientale, progettata per controllare l'illuminazione, l'umidità e la temperatura (Figura 2). Utilizzando questa o simile configurazione insieme con le seguenti tecniche consente di testare i fattori che possono influenzare la propensione al volo e le prestazioni del verme della radice di mais occidentale, tra cui età, sesso, temperatura, fotoperiodo, e molti altri.

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Protocollo

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1. Radice di mais posteriore occidentale per i test di volo

NOTA: Se l'età dell'adulto deve essere controllata o conosciuta, gli adulti devono prima essere raccolti sul campo seguiti dall'allevamento della loro prole all'età adulta per i test. Se l'età dello scarabeo o un ambiente di allevamento standardizzato non è preoccupante, allora testare direttamente gli adulti raccolti sul campo può essere possibile, e il protocollo può iniziare con il passo 2.

  1. Raccogliere almeno 500 adulti radice di mais occidentale da un campo di grano di interesse per garantire abbastanza uova sono ottenuti per l'allevamento di un numero adeguato di adulti. Utilizzare un aspiratore manuale per raccogliere adulti dal campo.
    NOTA: Si consiglia di raccogliere gli adulti durante l'abbondanza di picco, intorno alla fine di luglio nella cintura di mais degli Stati Uniti, per garantire la raccolta di entrambi i sessi. La maggior parte degli adulti saranno maschi se raccolti in precedenza, mentre la maggior parte sarà femmine se raccolti in seguito.
  2. Collocare gli adulti maschi e femmine raccolti in una gabbia a rete contenente l'orecchio di mais tritato, il tessuto foglia di mais, l'1,5% di solido agar e un substrato di oviposizione. Una gabbia 18 x 18 x 18 cm (dimensione della maglia 44 x 32, apertura di 650 m) può contenere fino a 500 adulti contemporaneamente.
    1. Utilizzare il mais coltivato nel campo come fonte di orecchio di mais, che sarà prelevato presso la R3, o stadio di latte di sviluppo kernel19. Il kernel R3 è giallo all'esterno, mentre il fluido interno è bianco lattea a causa dell'amido accumulato. Le orecchie di mais possono essere congelate e conservate fino a un anno fino a quando non sono necessarie. Per alimentare il verme, rimuovere la buccia e tritare il mais in sezioni trasversali orizzontali di circa 3 cm di spessore. Il mais tritato è la dieta primaria per gli adulti e dovrebbe essere cambiato due volte a settimana.
    2. Ottenere foglie da piante di mais coltivate a effetto serra di qualsiasi età. La quantità di tessuto fogliare varierà con il numero di adulti nella gabbia. Evitare di utilizzare piante da campo, in quanto possono introdurre malattie.
    3. Per fare l'agar solido, mescolare 15 g di polvere di agar con 1 L di acqua DI. Riscaldare il composto fino a ebollizione. Versare il liquido nei piatti Petri (100 mm x 15 mm) mentre è caldo. Mettere un coperchio sul piatto Petri una volta raffreddato e metterli in celle frigorifere (6gradi centigradi). Agar fornisce agli adulti una fonte di umidità e dovrebbe essere cambiato due volte a settimana.
    4. Per preparare un substrato di oviposizione, mettete 40 g di terreno setacciato (<180 m) in un piatto Petri. Inumidire il terreno con acqua deionizzata. Assicurarsi che il terreno sul fondo della piastra Petri sia bagnato. Segnare la parte superiore del terreno inumidito con uno strumento ago. Rimuovere il substrato di oviposizione settimanalmente e metterlo in un'incubatrice a 25o C e il 60% RH per almeno un mese.
  3. Dopo aver incubato le uova per un mese, lavare il contenuto del substrato di oviposizione attraverso un setaccio di 250 m fino a quando tutto il terreno non è stato rimosso. Quantificare le uova mettendo le uova lavate in un cilindro graduato da 10 mL. Ci sono circa 10.000 uova per 1 mL.
  4. Collocare le uova quantificate in un contenitore da 44 mL e coprire con terreno sorseggiato (<180 m). Uova di tiofilo occidentale subiscono diapausa obbligato durante l'inverno20. Per rompere la diapausa, mettere le uova in un deposito freddo (6o C) per almeno 6 mesi.
    NOTA: Le uova possono essere conservate in celle frigorifere per più di 5 mesi, ma la vitalità delle uova diminuisce con il tempo. Dopo 12 mesi, potrebbe esserci poco o nessun portello.
  5. Dopo un minimo di 5 mesi, togliere le uova dalla conservazione a freddo e metterle in un'incubatrice a 25o C e al 60% di RH. I neonati si schiudono già 16 giorni dopo la rimozione dalla conservazione a freddo.
  6. Una volta che le uova si schiudono, mettere tre chicchi germinati sul fondo di un contenitore di plastica da 44 ml con radici esposte (cioè non coperte di terreno). Utilizzare un pennello setole morbide per trasferire 12 neonati sulla superficie delle radici.
  7. Aggiungere 4,5 mL di acqua DI a 40 mL di terreno setacciato (<600 m). Posizionare il terreno inumidito sui chicchi germinati che sono stati infestati da neonati e coprire il contenitore con tessuto mesh per evitare che le larve fuggano.
  8. Lo stesso giorno in cui il contenitore di plastica da 44 mL è impostato con neonati, preparare un contenitore da 473 mL con chicchi di mais che non hanno germogliato. Le larve di rootworm saranno trasferite in questo contenitore più grande più tardi. Il numero di chicchi determina la densità larvale desiderata per pianta. Aggiungere 120 g di miscela di terreno composta da un terreno di terreno setacciato del 50% (<600 m) e il 50% di terreno in vaso inumidito con 20 ml di acqua deionizzata.
  9. Dopo 7 giorni, trasferire tutti i contenuti del contenitore da 44 mL al contenitore da 473 mL. Le larve saranno seconde instars al momento del trasferimento.
    NOTA: Questo trasferimento in un contenitore più grande è necessario per fornire alle larve abbastanza massa radicale per l'alimentazione attraverso l'upupazione.
  10. Osservare l'emergere di adulti in genere circa 26 giorni dopo la schiusa dell'uovo. Gli adulti sono volantini attivi all'emergere e possono sfuggire al contenitore da 473 mL quando tentano di raccoglierli a mano. Invece, utilizzare un vuoto con un aspiratore per raccogliere gli adulti.
  11. Segregare gli adulti per sesso e/o data se necessario per i test comparativi. Sesso di radice di mais occidentale può essere determinato osservando la morfologia dei basitarsi protoracico21. I maschi hanno un'ampia basitarsi protoracica a forma quadrata, mentre quelli delle femmine sono stretti e a forma conica.
    1. Mettere il coleottero in una fiala di plastica in polistirolo trasparente da 45 ml e coprire con un coperchio con 6 piccoli fori (diametro di 1 mm).
    2. Anestesizza lo scarabeo. Posizionare l'estremità di un tubo collegato a un regolatore di serbatoio CO2 sopra i fori nel coperchio e consentire un flusso delicato di CO2 per entrare nel tubo per circa 10 a 15 s fino a quando l'adulto perde la presa sulla parete della fiala.
      NOTA: L'insetto anetizzato rimarrà immobilizzato per circa 1 min.
    3. Posizionare il coleottero anestesizzato, lato ventrale verso l'alto, sul fondo di un piatto di petri di plastica invertito. Posizionare con cura il coperchio non invertito del piatto di Petri sopra lo scarabeo. Assicurarsi che i tarsi del coleottero prechino contro il coperchio, consentendo una facile osservazione dei basitarsi protoracici sotto un microscopio sezionato.
  12. Se l'esperimento richiede che i coleotteri siano accoppiati prima del volo, usa i maschi di almeno 5 giorni per accoppiarsi con le femmine appena emerse.
    NOTA: L'uso di maschi più anziani assicura che siano sessualmente maturi dopo la loro introduzione alle femmine vergini. Le femmine sono sessualmente mature all'emersione adulta, mentre i maschi richiedono da 5 a 7 giorni di sviluppo post-emergenza per raggiungere la maturità sessuale22,23.

2. Avviare il programma software del mulino di volo prima del test di volo

NOTA: I file di programma del mulino di volo (.vi estensioni di file che girano in una piattaforma software commerciale, vedere Table of Materials) e i dettagli per il loro utilizzo sono forniti per il download tramite link ("routine di analisi dei dati" e "Istruzioni per il mulino a volo circolare", nella sezione "Cablaggio e software del mulino di volo" sulsito web di Jones et al. Se i programmi non funzionano più nelle versioni più recenti o future della piattaforma software, o se l'utente vuole aggiungere nuove funzionalità, le routine fornite da Jones et al. 18 possono essere modificate dall'utente in base alle esigenze.

  1. Aprire il programma software flight mill (Figura 3).
  2. Immettere le informazioni nella scheda Inizializzazione.
    1. Impostare l'ora di inizio e l'ora di fine per la durata desiderata del test di volo.
      NOTA: Tutti gli adulti devono essere legato e montati su mulini di volo entro 30 minuti prima dell'ora di inizio. Può portare una persona esperta da 30 min a 45 min per il collegamento e preparare 16 coleotteri per i test di volo (vedi Sezione 3).
    2. Impostare la soglia di min (min) su 0. Ciò garantisce che qualsiasi rilevamento del passaggio del braccio di volo sarà registrato, ed è l'impostazione predefinita raccomandata da Jones et al. 18.
    3. Impostare soglia massima (min) su 1. Qui, è stato utilizzato 1 min. Questo valore significa che deve trascorrere 1 min tra il rilevamento del sensore del braccio di volo per "chiamare" la fine di un volo.
    4. Immettere un nome per il file.
    5. Impostare Intervallo registro dati non elaborati (min) su 1. Questo valore controlla l'intervallo in cui i dati non elaborati verranno compilati per i report di output. Qui, è impostato su 1 min. Così, l'output delle rivoluzioni, ad esempio, verrà registrato al minuto.
      NOTA: l'intervallo di tempo effettivo tra la scansione elettronica dell'attività del sensore è molto breve, ma un intervallo di 1 min consente di registrare su una scala sufficientemente fine per la maggior parte degli scopi di ricerca, limitando il numero di righe nell'output del foglio di calcolo a un numero ragionevole per esaminare a occhio.
  3. Nella scheda Informazioni sull'oggetto, compilare le colonne etichettate ID, dieta, sesso, specie e commenti come desiderato.
  4. Fare clic sul pulsante START situato sul lato sinistro del display dello schermo. Il programma inizierà a raccogliere dati non elaborati una volta che l'ora corrente corrisponderà all'ora di inizio.

3. Tether western corn rootworm to flight mill

  1. Piegare un filo d'acciaio di 28 metri di lunghezza di 40 mm di 90 gradi al centro.
    NOTA: Il filo può anche essere di un altro metallo come rame o ottone.
  2. Prendi una piccola quantità di cera dentale, leggermente più grande di una testa di spillo, e rotolala tra la punta delle dita fino a formare una palla. Assicurarsi che le dita siano pulite per evitare che detriti, sporcizia e olio si incorporino nella cera, perché potrebbe impedire alla cera di aderire all'insetto.
  3. Spingere un'estremità dei 40 mm il filo piegato al centro della palla di cera.
  4. Anestesizzare l'adulto di prova con CO2 come descritto sopra (vedere 1.11.1 e 1.11.2).
  5. Posizionare l'adulto anestesizzato su una superficie piana e posizionare il suo lato dorsale verso l'alto. Se lo scarabeo non giace completamente piatto sulla superficie, riposizionare le gambe in modo che lo faccia. È importante che lo scarabeo si trovi il più piatto possibile sulla superficie per garantire il corretto posizionamento del filo.
  6. Brevemente (< 1 s) riscaldare la cera dentale sul filo con un accendino butano. Se la cera viene riscaldata troppo a lungo, la cera fusa scenderà dal filo. Non riutilizzare la cera se è caduta dal filo, in quanto non aderisce efficacemente alla cuticola dell'insetto.
  7. Posizionare con attenzione l'estremità del filo d'acciaio con la cera dentale fusa sulla superficie dorsale del pronotum, indicando l'altra estremità del filo (cioè l'estremità senza cera dentale), lungo la linea mediana dell'addome. In alternativa, puntare l'estremità del filo senza la cera dentale verso la testa, se lo si desidera. In tal caso, uno scarabeo volante spingerà il braccio di volo invece di tirarlo. Assicurarsi che la cera fusa non entri nell'eliseo o nelle sue suture, in quanto può prevenire o ostacolare il volo.
  8. Posizionare l'estremità libera del filo nell'apertura del tubo metallico cavo del braccio del mulino di volo. Assicurarsi che il filo si adatti abbastanza stretta da resistere in posizione per attrito. Lo scarabeo legato può essere posizionato per volare in senso orario o antiorario.
  9. Subito dopo aver montato uno scarabeo, strappa un piccolo pezzo di carta velina da un tessuto più grande. Offrire il pezzo di tessuto allo scarabeo legato appeso al mulino di volo per il contatto tarsale; la maggior parte dei coleotteri afferrerà il tessuto e lo terrà contro la gravità fino a quando non lo rilasciano all'inizio della loro prima attività di volo. Questo ridurrà notevolmente il comportamento iniziale di fuga o di atterraggio di volo.
    NOTA: La presenza umana nella sala prove di volo dovrebbe essere limitata al fissaggio e alla rimozione degli adulti dai mulini di volo. Il periodo di prova di solito non inizia fino a quando non sono trascorsi almeno 30 minuti dal momento dell'attaccamento (vedere Nota in meno di 2.2.1), e gli esseri umani non dovrebbero essere presenti nella sala di volo durante questo periodo o durante il periodo di prova stesso.
  10. Rimuovere tutti gli adulti sottoposti a test di volo dopo il completamento di un test del mulino di volo. Rimuovere il tallone di cera che collega il cavo al pronotum sbucciando delicatamente il filo lontano dal pronotum. La cera si separerà facilmente senza danneggiare la cuticola, rendendo l'insetto disponibile per ulteriori esperimenti, se lo si desidera.

4. Salvare i dati raccolti dal programma di mulino di volo.

  1. Il programma può essere impostato su MANUAL o AUTO. Se il programma è impostato su manuale, l'utente deve terminare il programma facendo clic sul pulsante STOP. Se il programma è impostato su AUTO, la raccolta di dati non elaborati verrà interrotta una volta che l'ora corrente corrisponde all'ora di fine.
  2. Fare clic su EXIT al termine del periodo di test di volo.
  3. Assicurarsi che un file TDMS venga salvato con il nome del file immesso durante l'inizializzazione del programma (passaggio 2.2).
  4. Fare clic sul file TDMS e salvare il documento come foglio di calcolo (xlsx).

5. Recuperare i parametri di volo dal foglio di calcolo salvato (.xlsx)

NOTA: Un foglio di calcolo può essere progettato su misura per manipolare l'output di dati grezzi dal software del mulino di volo. Qui, il programma software era lo stesso descritto da Jones et al. 18, ma è stata aggiunta una routine aggiuntiva per riconoscere e riassumere il più lungo volo ininterrotto da parte di un singolo insetto durante il periodo di prova.

  1. Per ogni persona che ha partecipato all'attività di volo, il foglio di calcolo includerà le seguenti informazioni: numero di volo, rivoluzioni totali, ora di inizio, ora di fine e durata del volo in minuti.
    1. Per calcolare la distanza totale percorsa durante il periodo di prova, sommare la colonna denominata 'Total Revs' e moltiplicarla per la distanza percorsa per rivoluzione. La distanza per rivoluzione dipende dalla lunghezza del braccio di volo dal perno centrale all'insetto attaccato. Ad esempio, se questa distanza è di 15,9 cm, ogni rivoluzione equivale a un metro volato. Il numero totale di rivoluzioni può essere trovato anche nella scheda 'Statistiche test'.
    2. Per calcolare la durata totale volate durante il periodo di prova, sommare la colonna denominata 'Durata volo (min)'.
    3. Per determinare la distanza e la durata del volo ininterrotto più lungo, vai alla scheda "Statistiche di prova" e cerca sotto la colonna "Volo più lungo".
    4. La velocità di volo può essere calcolata dividendo la distanza percorsa per durata del volo. Per gli insetti, la velocità è comunemente espressa in m/s o km/h.

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Risultati

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La figura 4 mostra esempi rappresentativi di output previsti dopo i test di volo. I dati di volo sono stati ottenuti da un lavoro sperimentale condotto presso il Dipartimento di Entomologia dell'Iowa State University. Gli adulti della radice di mais occidentale, vecchia di sei giorni, accoppiata, è stata legato a mulini di volo e collocata in una camera ambientale controllata impostata a 14:10 L:D, 60 % RH e 25o C. I coleotteri sono stati lasciati sui mulini di volo per 22 ore consecutive a ...

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Discussione

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Caratterizzare il comportamento di volo del rootworm di mais occidentale è importante per elaborare piani efficaci di gestione della resistenza. Il comportamento di volo di questo parassita è stato studiato in laboratorio utilizzando vari metodi tra cui actografi, gallerie di volo e mulini di volo. I mulini a volo, come descritto e illustrato in questo documento, consentono agli insetti di effettuare voli ininterrotti in modo che i ricercatori possano quantificare i parametri di volo come distanza, durata, periodicità e ...

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

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L'assistente di E.Y.Y. è stata sostenuta dalla National Science Foundation I/UCRC, il Center for Arthropod Management Technologies, sotto Grant No. IIP-1338775 e partner del settore.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Accendino multiuso a butanoBICUXMPFD2DCPer ammorbidire la cera durante il legatura
Fiala di plastica in polistirene trasparente (45 ml)Freund Contenitore e fornituraAS112Per trattenere lo scarabeo durante l'anestesia
Terreni di coltura disidratati, polvere di agarFisher ScientificS14153Per fare l'agar per trattenere l'umidità per adulti
Asta in Delrin (1" di diametro, 3,75" di lunghezza)Molti fornitori: possono utilizzare il più economico su Internet.Per la posta del mulino di volo
Cera dentaleDenTek47701000335Aderisce al cavo del filo al protorace
Magneti ad anello in ferrite (OD: 0,69", ID: 0,29", Spessore: 0,118"; 7oz tirare)Negozio di magneti63B06929118Opposto - per generare il galleggiante.
Sensore ad effetto HallOptikincOHN3120UGuardate sotto i sensori magnetici sul lato sinistro del sito web di Optekinc, quindi cercate il numero di parte. Viene fornito un link per i fornitori attuali.
Tubo ipodermico (calibro 22; 0,0358" OD x 0,01975" ID x 0,004" parete)Piccole parti, Inc.HTX-22T-12Utilizzato per bracci del mulino di volo e asta dell'asse principale.
Incubatore (104,1 x 85,4 x 196,1 cm)Percival ScientificI-41VL
Software LabVIEW Full Development System, piattaforma di progettazione di sistemiNational Instruments (Vedi http://www.ni.com/en-us/shop/labview/select-edition.html)LabVIEW 2018 (Full Edition) Fornisce l'ambiente necessario per eseguire i file di fresatura di volo (estensioni .vi) disponibili per il download da Jones et al.18 all'indirizzo http://entomology.tfrec.wsu.edu/VPJ_Lab/Flight-Mill.  LabVIEW 2018 Full è compatibile con i sistemi operativi Win/Mac/Linux.
Gabbia a rete (18 x 18 x 18 cm)MegaView Science Co., Ltd.BugDorm-4M1515dimensione della maglia = 44 x 32, 650 µ
Strumento ad agoBLICK34920-1063Per incidere la superficie del terreno per la deposizione delle uova in laboratorio
Magneti ad anello in nichel (3/16" OD x 1/16" ID x: 1/16" spesso)K& J MagneticsR311Utilizzato per attivare il sensore digitale ad effetto Hall.
Piastra di Petri (100 mm x 15 mm)Fisher ScientificS33580A
Contenitore di plastica (44 ml)Dart150PCPer l'allevamento iniziale di giovani larve
Contenitore di plastica (473 ml)Placon22885Per l'allevamento di larve più vecchie
Pennello rotondo (misura 2)Simply Simmons10472906Per trasferire i neonati appena nati sulla superficie delle radici
Setaccio ( 250-µ m)Fisher Scientific08-418-05Per separare le uova dal terreno
Filo d'acciaio (calibro 28)The Hillman Group38902350282
Asta in teflon (3/8" di diametro, 3/4" di lunghezza)United States Plastic Corporation47503Per accettare il braccio rotante.
Vuoto Gast Produzione, Inc.1531-107B-G288XPer aspirare gli adulti in laboratorio
bianco poly chiffonHobby Lobby194811Per prevenire la fuga delle larve dal contenitore di allevamento
Tessuto

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Gillette, C. P. Diabrotica virgifera Lec. as a corn root-worm. Journal of Economic Entomology. 5 (4), 364-366 (1912).
  2. Rice, M. E. Transgenic rootworm corn: assessing potential agronomic, economic, and environmental benefits. Plant Management Network. , (2004).
  3. Gray, M. E., Sappington, T. W., Miller, N. J., Moeser, J., Bohn, M. O. Adaptation and invasiveness of western corn rootworm: Intensifying research on a worsening pest. Annual Review of Entomology. 54 (1), 303-321 (2009).
  4. Martinez, J. C., Caprio, M. A. IPM use with the deployment of a nonhigh dose Bt pyramid and mitigation of resistance for western corn rootworm (Diabrotica virgifera virgifera). Environmental Entomology. 45 (3), 747-761 (2016).
  5. Miller, N. J., Sappington, T. W. Role of dispersal in resistance evolution and spread. Current Opinion in Insect Science. 21, 68-74 (2017).
  6. Spencer, J. L., Hibbard, B. E., Moeser, J., Onstad, D. W. Behaviour and ecology of the western corn rootworm (Diabrotica virgifera virgifera LeConte). Agricultural and Forest Entomology. 11, 9-27 (2009).
  7. VanWoerkom, G. J., Turpin, F. T., Barret, J. R. Jr Influence of constant and changing temperatures on locomotor activity of adult western corn rootworms (Diabrotica virgifera) in the laboratory. Environmental Entomology. 9 (1), 32-34 (1980).
  8. Naranjo, S. E. Comparative flight behavior of Diabrotica virgifera virgifera and Diabrotica barberi in the laboratory. Entomologia Experimentalis et Applicata. 55 (1), 79-90 (1990).
  9. Stebbing, J. A., et al. Flight behavior of methyl-parathion-resistant and -susceptible western corn rootworm (Coleoptera: Chrysomelidae) populations from Nebraska. Journal of Economic Entomology. 98 (4), 1294-1304 (2005).
  10. Dobson, I. D., Teal, P. E. A. Analysis of long-range reproductive behavior of male Diabrotica virgifera virgifera LeConte and D. barberi Smith and Lawrence to stereoisomers of 8-methyl-2decyl propanoate under laboratory conditions. Journal of Chemical Ecology. 13 (6), 1331-1341 (1987).
  11. Spencer, J. L., Isard, S. A., Levine, E. Free flight of western corn rootworm (Coleoptera: Chrysomelidae) to corn and soybean plants in a walk-in wind tunnel. Journal of Economic Entomology. 92 (1), 146-155 (1999).
  12. Coats, S. A., Tollefson, J. J., Mutchmor, J. A. Study of migratory flight in the western corn rootworm (Coleoptera: Chrysomelidae). Environmental Entomology. 15 (3), 620-625 (1986).
  13. Coats, S. A., Mutchmor, J. A., Tollefson, J. J. Regulation of migratory flight by juvenile hormone mimic and inhibitor in the western corn rootworm (Coleoptera: Chrysomelidae). Annals of the Entomological Society of America. 80 (5), 697-708 (1987).
  14. Kennedy, J. S., Ainsworth, M., Toms, B. A. Laboratory studies on the spraying of locusts at rest and in flight. Anti-Locust Bull. L. 2, 64(1948).
  15. Krogh, A., Weis-Fogh, T. A Roundabout for studying sustained flight of Locusts. Journal of Experimental Biology. 29, 211-219 (1952).
  16. Attisano, A., Murphy, J. T., Vickers, A., Moore, P. J. A simple flight mill for the study of tethered flight in insects. Journal of Visualized Experiments. (106), e53377(2015).
  17. Okada, R., Pham, D. L., Ito, Y., Yamasaki, M., Ikeno, H. Measuring the flight ability of the ambrosia beetle, Platypus quercivorus (Murayama), using a low-cost, small, and easily constructed flight mill. Journal of Visualized Experiments. (138), e57468(2018).
  18. Jones, V. P., Naranjo, S. E., Smith, T. J. Insect ecology and behavior: laboratory flight mill studies. , http://entomology.tfrec.wsu.edu/VPJ_Lab/Flight-Mill (Accessed 31 August 2018) (2010).
  19. Abendroth, L. J., Elmore, R. W., Boyer, M. J., Marlay, S. K. Corn Growth and Development. , Iowa State University. Ames, Iowa. PMR 1009 (2011).
  20. Meinke, L. J., Sappington, T. W., Onstad, D. W., Guillemaud, T., Miller, N. J., Komáromi, J., Levay, N., Furlan, L., Kiss, J., Toth, F. Western corn rootworm (Diabrotica virgifera virgifera LeConte) population dynamics. Agricultural and Forest Entomology. 11, 29-46 (2009).
  21. Hammack, L., French, B. W. Sexual dimorphism of basitarsi in pest species of Diabrotica and Cerotoma (Coleoptera: Chrysomelidae). Annals of the Entomological Society of America. 100 (1), 59-63 (2007).
  22. Guss, P. L. The sex pheromone of the western corn rootworm (Diabrotica virgifera). Environmental Entomology. 5 (2), 219-223 (1976).
  23. Hammack, L. Calling behavior in female western corn rootworm beetles (Coleoptera: Chrysomelidae). Annals of the Entomological Society of America. 88 (4), 562-569 (1995).
  24. Minter, M., Pearson, A., Lim, K. S., Wilson, K., Chapman, J. W., Jones, C. M. The tethered flight technique as a tool for studying life-history strategies associated with migration in insects. Ecological Entomology. 43, 397-411 (2018).
  25. Ribak, G., Barkan, S., Soroker, V. The aerodynamics of flight in an insect flight-mill. PLoS One. 12 (11), e0186441(2017).
  26. Riley, J. R., Downham, M. C. A., Cooter, R. J. Comparison of the performance of leafhoppers on flight mills with that to be expected in free flight. Entomologia Experimentalis et Applicata. 83, 317-322 (1997).
  27. Isard, S. A., Spencer, J. L., Mabry, T. R., Levine, E. Influence of atmospheric conditions on high-elevation flight of western corn rootworm (Coleoptera: Chrysomelidae). Environmental Entomology. 33 (3), 650-656 (2004).
  28. Chapman, J. W., Reynolds, D. R., Wilson, K. Long-range seasonal migration in insects: mechanisms, evolutionary drivers and ecological consequences. Ecology Letters. 18, 287-302 (2015).
  29. Spencer, J. L., Mabry, T. R., Vaughn, T. T. Use of transgenic plants to measure insect herbivore movement. Journal of Economic Entomology. 96 (6), 1738-1749 (2003).
  30. Isard, S. A., Spencer, J. L., Nasser, M. A., Levine, E. Aerial movement of western corn rootworm, Diabrotica virgifera virgifera (Coleoptera: Chrysomelidae): diel periodicity of flight activity in soybean fields. Environmental Entomology. 29 (2), 226-234 (2000).
  31. Kim, K. S., Sappington, T. W. Genetic structuring of western corn rootworm (Coleoptera: Chrysomelidae) populations in the U.S. based on microsatellite loci analysis. Environmental Entomology. 34 (2), 494-503 (2005).

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