È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Convezione Consegna migliorata del vettore virale optogenetico adeno-associato alla Corteccia di Rhesus Macaque Sotto la guida di immagini MRI online

6.6K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/59232

⸱

23 maggio 2019

 ,  ,  , 
1Departments of Bioengineering, University of Washington, 2Washington National Primate Research Center, 3Department of Electrical and Computer Engineering, University of Washington, 4Department of Physiology and Center for Integrative Neuroscience, University of California, San Francisco

In questo articolo

Sommario

Qui, dimostriamo la risonanza magnetica (MR) guidata dalla convezione migliorata (CED) dei vettori virali nella corteccia come un approccio efficiente e semplificato per ottenere l'espressione optogenetica attraverso grandi aree corticali nel cervello macaco.

Abstract

Nell'optogenetica dei primati non umani (NHP), infettare grandi aree corticali con vettori virali è spesso un compito difficile e dispendioso in termini di tempo. Qui, dimostriamo l'uso di risonanza magnetica (MR) convezione avanzata consegna (CED) di vettori virali optogenetici in cortici somatosensoriali primari (S1) e motori (M1) di macachi per ottenere un'espressione corticale efficiente e diffusa di canali ionici sensibili alla luce. I vettori virali associati ad adeno (AAV) che codificano l'opsin C1V1 con spostamento rosso sono stati iniettati nella corteccia dei macachi rhesus sotto il CED guidato dalla RM. Tre mesi dopo l'infusione, l'imaging epifluorescente ha confermato ampie regioni di espressione optogenetica (>130 mm2) in M1 e S1 in due macachi. Inoltre, siamo stati in grado di registrare risposte elettrofisiologiche affidabili evocate dalla luce dalle aree che esprimono utilizzando array microelettrocorticografici. L'analisi istologica successiva e l'immunostaining contro il reporter hanno rivelato un'espressione optogenetica diffusa e densa in M1 e S1 corrispondente alla distribuzione indicata dall'imaging epifluorescente. Questa tecnica ci permette di ottenere l'espressione su vaste aree della corteccia entro un periodo di tempo più breve con danni minimi rispetto alle tecniche tradizionali e può essere un approccio ottimale per la consegna virale optogenetica in animali di grandi dimensioni come gli NNP. Questo approccio dimostra un grande potenziale per la manipolazione a livello di rete dei circuiti neurali con specificità di tipo cellulare nei modelli animali evolutivamente vicini agli esseri umani.

Introduzione

L'optogenetica è un potente strumento che consente la manipolazione dell'attività neurale e lo studio delle connessioni di rete nel cervello. L'implementazione di questa tecnica nei primati non umani (NHP) ha il potenziale per migliorare la nostra comprensione del calcolo neurale su larga scala, cognizione, e il comportamento nel cervello dei primati. Sebbene l'optogenetica sia stata implementata con successo negli NFP negli ultimi anni1,2,3,4,5,6,7, una sfida che ricercatori faccia sta raggiungendo alti livelli di espressione in grandi aree del cervello in questi animali. Qui, stiamo fornendo un approccio efficiente e semplificato per raggiungere alti livelli di espressione optogenetica in vaste aree della corteccia nei macachi. Questa tecnica ha un grande potenziale per migliorare gli studi optogenetici attuali in questi animali in combinazione con la registrazione all'avanguardia8,9 e stimolazione ottica10 tecnologie.

La convezione avanzata Delivery (CED) è un metodo consolidato di consegna di agenti farmacologici e altre grandi molecole, tra cui vettori virali, al sistema nervoso centrale11,12,13. Mentre i metodi di consegna convenzionali comportano infusioni multiple a basso volume distribuite tra piccole regioni del cervello, il CED può ottenere una distribuzione più ampia e uniforme degli agenti con meno infusioni. La convezione (convezione) di fluido sfuso guidato dalla pressione durante l'infusione consente una trasduzione più ampia e uniforme del tessuto bersaglio quando si forniscono vettori virali con CED. In studi recenti, abbiamo dimostrato la trasduzione e la successiva espressione optogenetica di ampie aree del motore primario (M1) e somatosensoriale (S1) cortices9 e talamo14 utilizzando la risonanza magnetica (MR) guidato CED.

Qui, illustreremo l'uso del CED per ottenere l'espressione optogenetica in grandi aree corticali con solo poche iniezioni corticali.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Tutte le procedure sono state approvate dall'Università della California, San Francisco Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) e sono conformi alla Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio. La seguente procedura è stata eseguita utilizzando due macachi rhesus maschi adulti di 8 e 7 anni di età, del peso rispettivamente di 17,5 kg e 16,5 kg (scimmia G e scimmia J).

NOTA: utilizzare tecniche asestetiche standard per tutte le procedure chirurgiche.

1. Imaging di base

  1. Sedare e intubare l'animale e mantenere l'anestesia generale sotto isoflurane (la concentrazione è cambiata tra 0 e 5% in base alle esigenze, a seconda dei segni vitali come la frequenza respiratoria e la frequenza cardiaca). Monitorare la temperatura dell'animale, la frequenza cardiaca, la saturazione di ossigeno, le risposte elettrocardiografiche e la pressione parziale finale delle maree di CO2 durante tutta la procedura.
  2. Posizionare l'animale in un telaio stereotassico compatibile con MR (vedere la Tabella dei Materiali) in cui rimarrà per tutta la procedura. Collegare l'animale a una macchina portatile di isoflurane compatibile con MR e trasportarlo allo scanner MRI (3 T).
  3. Acquisire il T1 standard (angolo di rilancio - 9o, tempo di ripetizione/eco - 668,6, dimensione della matrice: 192 x 192 x 80, spessore della fetta , 1 mm) e T2 (angolo di rilancio : 130 , tempo di ripetizione/tempo di eco , 52,5, dimensione della matrice, 256 x 256 x 45, spessore della fetta e 1 mm di immagini MR anatomiche) come linea di base riferimento e per la pianificazione chirurgica.
  4. Recuperare l'animale dall'anestesia e trasportarlo nell'area di alloggiamento degli animali.
  5. Utilizzare le immagini T1 e T2 acquisite per determinare il posizionamento della craniotomia. La posizione della craniotomia può essere determinata con precisione abbinando l'area corticale di interesse da MR con l'atlante del cervello del macaco (Paxinos, Huang, Petride, Toga 2nd Edition). Inoltre, queste immagini di base possono fornire una stima per le posizioni dell'infusione virale. Le regioni corticali di interesse qui dimostrate sono M1 e S1.

2. Impianto camera compatibile con MR

  1. Sedare e intubare l'animale e mantenere l'anestesia generale con monitoraggio anestetico standard come in 1.1.
  2. Posizionare l'animale nel telaio stereotassico compatibile con MR in cui rimarrà durante l'impianto della camera e la consegna di vettori virali. Collegare l'animale a una macchina isoflurane compatibile con MR portatile.
  3. Creare un'incisione sagittale a circa 2 cm dalla linea mediana con una lunghezza di circa 5 cm con un bisturi.
  4. Rimuovere il tessuto molle sottostante dal cranio utilizzando ascensori (vedere Tabella dei materiali).
  5. Creare una craniotomia circolare (di2,5 cm di diametro) per coprire le traiettorie pre-pianificate per le iniezioni utilizzando una trefinene (vedere Tabella dei materiali).
    1. Abbassare il punto di centratura della trefra oltre il bordo della trefrina. Creare un'indentazione al centro della craniotomia pianificata sufficientemente profonda nel cranio per ancorare la trefrautilizzando utilizzando il punto di centratura regolabile della trefra. Prestare attenzione per evitare di penetrare completamente attraverso la profondità del cranio in quanto ciò potrebbe causare danni al tessuto neurale sottostante.
    2. Lavare periodicamente l'area con la salina in base alle esigenze per mantenere l'umidità dei tessuti per tutta la craniotomia.
    3. Una volta che il centro è stato fatto, abbassare la trephine sul cranio e ruotare la trefrade in senso orario e antiorario mentre si applica la pressione verso il basso fino a quando il tappo osseo può essere rimosso con pinze. Prestare attenzione per evitare di danneggiare il tessuto sottostante con la trephine.
  6. Infilare una sutura fine (taglia 6-0) attraverso la dura al centro della craniotomia e sollevare la dura tirando delicatamente la sutura dalla superficie del cervello creando una tenda al centro della craniotomia.
  7. Successivamente, forare la dura vicino al centro della tenda utilizzando forbici oftalmiche fini per evitare di danneggiare il cervello. Quindi tagliare la dura dal centro al bordo della craniotomia e continuare lungo il bordo con forbici opfaliche fini.
  8. Montare la camera cilindrica compatibile cED MR (Figura1; vedere la sezione 4 per le istruzioni di produzione) sul cranio sulla parte superiore della craniotomia per fornire supporto cannula durante l'infusione cED in modo tale che la curvatura della flangia della camera si allinea bene con la curvatura del cranio.
  9. Fissare gli impianti al cranio utilizzando viti di plastica e acrilico dentale o alcune viti in titanio.

3. Consegna vettoriale virale

  1. Subito dopo aver impiantato la camera compatibile con MR e inserito nella camera la griglia di iniezione della cannula (Figura1A-B, Figurasupplementare 1 ) , riempire la griglia con riempire le cavità della camera con gelatina asorbente sterile bagnato per mantenere l'umidità del cervello (Figura 1F).
  2. Coprire la pelle e il cilindro con un incisione antimicrobico sterile per mantenere la sterilità dei cilindri durante il trasporto e le infusioni di MR. Posizionare una capsula di vitamina E per contrassegnare la parte superiore della griglia di iniezione per l'identificazione positiva.
  3. Mentre l'animale rimane intubato, staccare il tubo endotracheale dal circuito di anestesia e riattaccarlo a una macchina isoflurane compatibile con MR portatile e trasportarlo allo scanner MRI.
  4. Acquisire immagini T1 (angolo di rilancio - 9o, tempo di ripetizione / eco - 668,6, dimensione della matrice - 192 x 192, spessore della fetta , 1 mm, 80 fette) per calcolare la distanza dalla parte superiore della griglia di iniezione e la superficie corticale. La capsula di vitamina E è chiaramente visibile nelle immagini T1 e deve essere utilizzata come marcatore per la parte superiore della griglia di iniezione (Figura 2A). Utilizzare lo strumento righello del software di imaging MR per misurare la distanza tra la parte superiore della griglia di iniezione e la superficie corticale.
  5. Acquisire immagini T2 (angolo di capovolgimento - 130 gradi, tempo di ripetizione/eco - 52,5, dimensione della matrice : 256 x 256, spessore della fetta : 1 mm, 45 fette) per determinare le guide cannula ottimali per ogni sito in base al sito mirato di infusione (Figura2B-C). Come accennato in precedenza, la griglia cannula è piena di salina che è meglio visibile nelle immagini T2. Utilizzando il software di imaging MR, scorrere i piani coronali e sagittali per trovare la posizione di destinazione dell'infusione.
  6. Dopo aver scongelato il vettore virale per alcune ore a temperatura ambiente, mescolare il vettore virale con l'agente di contrasto RM gadoteridol (Rapporto di 250:1; 2mM Gd-DTPA, vedi Tabella dei materiali) con pipetta o vortice miscelazione.
    NOT: La tecnica presentata è stata testata per i vettori AAV con un'espressione di guida DiCKIIa di C1V1 fusa su EYFP (AAV2.5-CamKII-C1V1-EYFP, titro: 2,5 x 1012 molecole di virus/mL; vedi Tabella dei materiali).
  7. Caricare il virus misto in un tubo IV ad alta pressione da 0,2 ml (vedere Tabella dei materiali).
  8. Stabilire un campo sterile all'esterno dello scanner MR per preparare la linea di infusione virale.
  9. Utilizzando tubi IV ad alta pressione, collegare una lunga linea di estensione (circa 3-5 metri, a seconda della posizione della pompa di infusione rispetto al foro MR) ad una siringa DA 3 mL compatibile con MR e prime con salina.
  10. Collegare l'estremità distale della linea di estensione lunga all'estremità prossimale del tubo da 0,2 mL IV caricato con il virus e attaccare la cannula resistente al reflusso con una punta a gradini di 1 mm (Figura 2D; vedi sezione 5 per le istruzioni di produzione della cannula) all'estremità distale di questo assieme con un connettore catetere in stile morsetto (vedere Tabella dei materiali) ( Figura2E).
  11. Infine, impostare la siringa in una pompa compatibile con MR (vedere Tabella dei materiali). Posizionare il controller della pompa nella sala di controllo dello scanner in quanto non è compatibile con MR.
  12. Utilizzando le immagini MR anatomiche di base ottenute in precedenza, selezionare la posizione della griglia di iniezione di cannula e la profondità di inserimento necessarie per raggiungere il sito di infusione bersaglio. Contrassegnare la profondità di inserimento sulla cannula utilizzando un nastro sterile.
  13. Iniziare l'infusione ad una velocità di 1 l/min e convalidare visivamente il flusso del fluido nella linea di infusione osservando l'espulsione del fluido dalla punta della cannula.
  14. Inserire manualmente la cannula attraverso la griglia di iniezione alla profondità di destinazione mantenendo il flusso nella linea di infusione, in quanto ciò impedirà al tessuto penetrato di intasare la cannula durante l'inserimento.
  15. Acquisire immagini ponderate T1 flash veloce (angolo di capovolgimento : 30 gradi, tempo di ripetizione/eco: 3,05, dimensione della matrice: 128 x 128, spessore della fetta, 1 mm, 64 fette) per il monitoraggio online dell'infusione di vettori virali.
  16. Dopo aver infuso 10 l del vettore in modo tale da un numero sufficiente di virus da rilevare nello scanner MR, ottenere immagini MR per verificare il corretto posizionamento della cannula come evidente dalla diffusione osservata del virus. Se la profondità della cannula inserita non è corretta, regolare la profondità di conseguenza o rimuovere lentamente la cannula e ritentare l'inserimento come in 3.12.
  17. Monitorare l'infusione tramite la guida di immagini MR online (flash T1 ponderata) e aumentare il tasso di infusione a 5 l/min di 1 l/min di passi ogni pochi minuti (Figura3A).
  18. Dopo aver infuso circa 40 l del vettore virale, iniziare a ridurre la velocità di infusione di 1 gradini luna/min e fermare l'infusione dopo 50 dollari e lasciare la cannula in posizione per 10 minuti.
  19. Rimuovere lentamente la cannula dal cervello e passare alla posizione successiva. Ripetere i passaggi da 3.9 a 3.19 per ogni posizione.
  20. Coprire il cilindro con un drappo sterile alla fine delle iniezioni, prima del trasporto degli animali. Quindi trasportare l'animale di nuovo alla sala operatoria.
  21. Espiantare la camera compatibile con MR e chiudere l'incisione chirurgica sostituendo il lembo osseo e il muscolo sovrastante e suturando la pelle utilizzando tecniche asettiche standard o sostituire la camera con un cilindro di titanio e dura artificiale (vedi Yazdan-Shahmorad et al. 20169) per la registrazione neurale e la stimolazione.

4. Produzione di camere compatibili con MR

  1. Fabbricare la griglia di iniezione di cannula in nylon (Figura 1A-B) mediante lavorazione in base alle dimensioni specificate (Figura supplementare 1).
  2. Stampa 3D del cilindro compatibile con MR in acrylonitrile butadiene titino (plastica ABS0 (Figura 1C-E) (vedere File supplementare 1–3; vedere Tabella dei materiali per stampante e materiali 3D).
    NOT: Un progetto mantiene una griglia di iniezione di cannula fissa all'interno del cilindro compatibile con MR (Figura 1C), mentre un altro consente la rotazione della griglia, estendendo la regione di iniezione (Figura 1D-E).
  3. Infilare la griglia di iniezione della cannula e toccare la cavità corrispondente della camera compatibile con MR in modo che entrambi i pezzi presentino lo stesso filettatura.
    NOT: È possibile utilizzare qualsiasi tipo di filettatura, a condizione che entrambi i componenti abbiano lo stesso threading.
  4. Inserire la griglia di iniezione di cannula in nylon avvitandonel foro del cilindro compatibile con MR.

5. Produzione Cannula resistente al reflusso13

  1. Tagliare un tubo di silice lungo 30 cm con ID 0,32 mm e 0,43 mm OD per il tubo di silice interno (vedi Tabella deimateriali) utilizzando una lama di rasoio.
  2. Tagliare un tubo di silice lungo 7,5 cm e 5 cm con ID 0,45 mm e 0,76 mm OD per il tubo di silice esterno (vedere Tabella dei materiali).
  3. Aderisci al tubo esterno di 7,5 cm al tubo interno di 30 cm con il cianoacrylato in modo che la camera d'aria si estenda per 1 mm oltre il tubo esterno, rendendo il passo resistente al reflusso (Figura 2D). Per garantire che il cianoacrylato non entri all'interno del tubo interno, posizionare il cianoacrylato all'esterno del tubo interno lontano dalla punta della cannula.
  4. Incollare il tubo di silice lungo 5 cm all'altra estremità del tubo interno per l'attacco al connettore catetere in stile morsetto (vedere il passaggio 3.10).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Convezione Enhanced Delivery (CED) sotto MRI Guidance

La diffusione del vettore virale è stata monitorata durante l'infusione di CED sotto la guida delle immagini MR online (Figura 3A). In questo studio, S1 e M1 di due scimmie sono stati presi di mira (Figura 3B). I volumi di distribuzione tridimensionali sono stati stimati in un'analisi post-hoc delle ...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Qui, descriviamo una tecnica fattibile ed efficiente per ottenere espressione optogenetica su larga scala nella corteccia somatosensoriale e motoria di NHP da CED guidata da MR. L'uso del CED a guida MR presenta vantaggi significativi rispetto ai metodi tradizionali di infusione virale nel cervello NHP. Uno di questi vantaggi è la capacità di raggiungere l'espressione su grandi aree con meno infusioni richieste. Ad esempio, con i metodi convenzionali, iniezioni multiple di 1-2 L dell'espressione di rendimento vettoriale ...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

PNS ha interesse finanziario in Neuralink Corp., una società che sta sviluppando terapie cliniche utilizzando la stimolazione cerebrale.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto dalla borsa di studio post-dottorato dell'American Heart Association (AY), dalla Defense Advanced Research Projects Agency (DARPA) e dalla Plasticity to Accelerate Injury Recovery (REPAIR; N66001-10-C-2010), R01. NS073940, e dall'UCSF Neuroscience Imaging Center. Questo lavoro è stato sostenuto anche dall'Eunice Kennedy Shiver National Institute of Child Health & Human Development dei National Institutes of Health sotto il premio Numero K12HD073945, il Washington National Primate Research Center (WaNPCR, P51 OD010425), e il Center for Neurotechnology (CNT, un National Science Foundation Engineering Research Center sotto Grant EEC-1028725). Ringraziamo Camilo Diaz-Botia, Tim Hanson, Viktor Kharazia, Daniel Silversmith, Karen J. MacLeod, Juliana Milani e Blakely Andrews per il loro aiuto con gli esperimenti e Nan Tian, Jiwei He, Peter Ledochowitsch, Michel Maharbiz e Toni Haun per l'aiuto tecnico.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Tubi per flebo ad alta pressione da 0,2 mLSmiths Medical Inc., Dublino, OH, USA533640
Diametro interno di 0,32 mm, diametro esterno di 0,43 mm Tubi in silicePolymicro Technologies1068150027
diametro interno di 0,45 mm, diametro esterno di 0,76 mm Tubi in silicePolymicro Technologies1068150625
AAV2.5-CamKII-C1V1-EYFPPenn Vector Core, Università della Pennsylvania
ABS plasticaStratasys, MN, USAABSplus-P430
Telo antimicrobico per incisione3M6650EZIoban Telo
dentale acrilicoHenry Schein, Inc.1013117Agente legante acrilico
AscensoriVWR International, LLC.10196-564Elevatore Langenbeck,
sutura fineMcKesson Medical-Surgical Inc.
GadoteridolProhance, Bracco Diagnostics, Princeton, NJ0270-1111-04
Laser per la stimolazione della luceOmicron-Laserage, GermaniaPhoxX 488-60
MR compatibile 3 cc siringaHarvard apparato, Holliston, MA, USA59-8377
Software di imaging MRPixmeoOsiriX MD 10.0
MR-Compatibile PompaHarvard apparato, Holliston, MA, USAHarvard PHD 2000
Telaio stereotassico compatibile con la risonanza magneticaKOPF1430M MRI
Perifix Clamp Connettore per catetereB-Braun, Bethlehem, PA, USAN/A
Viti in plasticaPlastica 10-80 x 1/8NViti in nylon
Viti in titanioCrist Instrument Co., Inc.6-YCX-0312Viti ossee autofilettanti
TrephineGerMedUSA Inc,SKU:GV70-42
uPrinter SE Stampante 3DStratasys, MN, USAN/A
Capsula di vitamina E PureEncapsulations, LLC.DE1
Gelatina assorbibile sterile umidaPfizer Inc.AZL0009034201Gelfoam
a punta larga 1034505

Riferimenti

  1. Ruiz, O., et al. Optogenetics through windows on the brain in the nonhuman primate. Journal of Neurophysiology. 110 (6), 1455-1467 (2013).
  2. Diester, I., et al. An optogenetic toolbox designed for primates. Nature Neuroscience. 14 (3), 387-397 (2011).
  3. Ohayon, S., Grimaldi, P., Schweers, N., Tsao, D. Y. Saccade modulation by optical and electrical stimulation in the macaque frontal eye field. Journal of Neuroscience. 33 (42), 16684-16697 (2013).
  4. Gerits, A., et al. Optogenetically induced behavioral and functional network changes in primates. Current Biology. 22 (18), 1722-1726 (2012).
  5. Jazayeri, M., Lindbloom-Brown, Z., Horwitz, G. D. Saccadic eye movements evoked by optogenetic activation of primate V1. Nature Neuroscience. 15 (10), 1368-1370 (2012).
  6. Dai, J., Brooks, D. I., Sheinberg, D. L. Optogenetic and electrical microstimulation systematically bias visuospatial choice in primates. Current Biology. 24 (1), 63-69 (2014).
  7. Afraz, A., Boyden, E. S., DiCarlo, J. J. Optogenetic and pharmacological suppression of spatial clusters of face neurons reveal their causal role in face gender discrimination. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (21), 6730-6735 (2015).
  8. Ledochowitsch, P., et al. Strategies for optical control and simultaneous electrical readout of extended cortical circuits. Journal of Neuroscience Methods. 256, 220-231 (2015).
  9. Yazdan-Shahmorad, A., et al. A Large-Scale Interface for Optogenetic Stimulation and Recording in Nonhuman Primates. Neuron. 89 (5), 927-939 (2016).
  10. Ju, N., Jiang, R., Macknik, S. L., Martinez-Conde, S., Tang, S. Long-term all-optical interrogation of cortical neurons in awake-behaving nonhuman primates. PLoS Biology. 16 (8), e2005839(2018).
  11. Bankiewicz, K. S., et al. Convection-enhanced delivery of AAV vector in parkinsonian monkeys; in vivo detection of gene expression and restoration of dopaminergic function using pro-drug approach. Experimental Neurology. 164 (1), 2-14 (2000).
  12. Kells, A. P., et al. Efficient gene therapy-based method for the delivery of therapeutics to primate cortex. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (7), 2407-2411 (2009).
  13. Krauze, M. T., et al. Reflux-free cannula for convection-enhanced high-speed delivery of therapeutic agents. Journal of Neurosurgery. 103 (5), 923-929 (2005).
  14. Yazdan-Shahmorad, A., et al. Widespread optogenetic expression in macaque cortex obtained with MR-guided, convection enhanced delivery (CED) of AAV vector to the thalamus. Journal of Neuroscience Methods. 293, 347-358 (2018).
  15. Yazdan-Shahmorad, A., Silversmith, D. B., Kharazia, V., Sabes, P. N. Targeted cortical reorganization using optogenetics in non-human primates. Elife. 7, (2018).
  16. Yazdan-Shahmorad, A., et al. Demonstration of a setup for chronic optogenetic stimulation and recording across cortical areas in non-human primates. SPIE BiOS. , (2015).
  17. Lerchner, W., Corgiat, B., Der Minassian, V., Saunders, R. C., Richmond, B. J. Injection parameters and virus dependent choice of promoters to improve neuron targeting in the nonhuman primate brain. Gene Therapy. 21 (3), 233-241 (2014).
  18. Acker, L., Pino, E. N., Boyden, E. S., Desimone, R. FEF inactivation with improved optogenetic methods. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (46), E7297-E7306 (2016).
  19. Bobo, R. H., et al. Convection-enhanced delivery of macromolecules in the brain. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91 (6), 2076-2080 (1994).
  20. Lieberman, D. M., Laske, D. W., Morrison, P. F., Bankiewicz, K. S., Oldfield, E. H. Convection-enhanced distribution of large molecules in gray matter during interstitial drug infusion. Journal of Neurosurgery. 82 (6), 1021-1029 (1995).
  21. Lonser, R. R., Gogate, N., Morrison, P. F., Wood, J. D., Oldfield, E. H. Direct convective delivery of macromolecules to the spinal cord. Journal of Neurosurgery. 89 (4), 616-622 (1998).
  22. Szerlip, N. J., et al. Real-time imaging of convection-enhanced delivery of viruses and virus-sized particles. Journal of Neurosurgery. 107 (3), 560-567 (2007).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Vettori virali optogeneticiinfusione guidata da RMvirus adeno associatoopsina C1V1 EYFPcorteccia di macaco rhesusguida MRI onlinegriglia di iniezione per cannulaimaging epifluorescenteanalisi istologica
Convezione Consegna migliorata del vettore virale optogenetico adeno-associato alla Corteccia di Rhesus Macaque Sotto la guida di immagini MRI online
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.