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Articolo metodologico

Induzione da shock emorragico standardizzato guidato da ossimetria cerebrale e monitoraggio emodinamico esteso esteso nei suini

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DOI:

10.3791/59332

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21 maggio 2019

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1Department of Anesthesiology, University Medical Center of the Johannes Gutenberg-University

In questo articolo

Sommario

Lo shock emorragico è una grave complicazione nei pazienti gravemente feriti, che porta a una sottoalimentazione pericolosa per la vita. Vi presentiamo un metodo standardizzato per indurre shock emorragico tramite astinenza da sangue nei maiali che è guidato dall'emodinamica e dall'ossigenazione cerebrale microcircolatoria.

Abstract

Lo shock emorragico è tra i motivi principali della morte grave legata alle lesioni. La perdita di volume circolatorio e portatori di ossigeno può portare a un insufficiente apporto di ossigeno e insufficienza irreversibile dell'organo. Il cervello esercita solo limitate capacità di compensazione ed è particolarmente a rischio di gravi danni ipossici. Questo articolo dimostra l'induzione riproducibile di shock emorragico potenzialmente letale in un modello di suina per mezzo di ritiro del sangue calcolato. Etiliamo l'induzione degli urti guidata dalla spettroscopia nel vicino infrarosso e dal monitoraggio emodinamico esteso per visualizzare il guasto circolatorio sistemico, nonché dall'esaurimento dell'ossigeno microcircolatorio cerebrale. Rispetto a modelli simili che si concentrano principalmente su volumi di rimozione predefiniti per l'induzione degli urti, questo approccio evidenzia una titolazione attraverso il conseguente fallimento della macro e microcircolazione.

Introduzione

La massiccia perdita di sangue è tra le principali cause di decessi correlati a lesioni1,2,3. La perdita di liquido circolatorio e portatori di ossigeno porta a guasti emodinamici e grave sottoofferta di ossigeno e può causare insufficienza e morte irreversibile dell'organo. Il livello di gravità dello shock è influenzato da fattori aggiuntivi come l'ipotermia, la coagulopatia e l'acidosi4. In particolare il cervello, ma anche i reni mancano di capacità di compensazione a causa dell'elevata domanda di ossigeno e l'incapacità di un'adeguata generazione di energia anaerobica5,6. Per scopi terapeutici, l'azione rapida e immediata è fondamentale. Nella pratica clinica, la rianimazione dei fluidi con una soluzione di elettrolita bilanciata è la prima opzione per il trattamento, seguita dalla somministrazione di concentrati di globuli rossi e plasma fresco congelato. I concentrati di trombocite, le catecholamine e l'ottimizzazione della coagulazione e dello stato acido-base supportano la terapia per ritrovare le normali condizioni fisiologiche dopo un trauma prolungato. Questo concetto si concentra sul ripristino dell'emodinamica e della macrocircolazione. Diversi studi, tuttavia, mostrano che la perfusione microcircolatoria non recupera contemporaneamente alla macrocircolazione. In particolare, la perfusione cerebrale rimane compromessa e può verificarsi un ulteriore sottoapprovvigionamento di ossigeno7,8.

L'uso di modelli animali consente agli scienziati di stabilire strategie nuove o sperimentali. L'anatomia, l'omologia e la fisiologia comparabili dei suini e degli esseri umani consentono di trarre conclusioni su specifici fattori patologici. Entrambe le specie hanno un sistema metabolico simile e la risposta ai trattamenti farmacologici. Questo è un grande vantaggio rispetto ai piccoli modelli animali in cui le differenze nel volume del sangue, emodinamica e fisiologia generale rendono quasi impossibile imitare uno scenario clinico9. Inoltre, le apparecchiature mediche e i materiali di consumo autorizzati possono essere facilmente utilizzati nei modelli di porcina. Inoltre, è facilmente possibile ottenere suini da fornitori commerciali, che consente un'elevata diversità di genetica e fenotipi ed è riducendo i costi10. Il modello di ritiro del sangue tramite canonulazione del vaso è abbastanza comune11,12,13,14,15.

In questo studio, estendiamo il concetto di induzione da shock emorragico tramite astinenza arteriosa del sangue con una titolazione esatta di insufficienza emodinamica e compromissione dell'ossigenazione cerebrale. Lo shock emorragico si ottiene se l'indice cardiaco e la pressione arteriosa media scende al di sotto del 40% del valore di base, che ha dimostrato di causare un notevole deterioramento della saturazione dell'ossigenazione regionale cerebrale8. La misurazione dell'uscita cardiaca del contorno a impulsi (PiCCO) viene utilizzata per il monitoraggio emodinamico continuo. In primo luogo, il sistema deve essere calibrato mediante termodiozione transpolmonare, che consente il calcolo dell'indice cardiaco del contenuto di acqua polmonare extravascolare e del volume globale della diastolica finale. Successivamente, l'indice cardiaco continuo viene calcolato mediante l'analisi del contorno dell'impulso e fornisce anche parametri di precaricamento dinamico come la pressione dell'impulso e la variazione del volume della corsa.

Questa tecnica è ben consolidata in ambienti clinici e sperimentali. La spettroscopia nel vicino infrarosso (NIRS) è un metodo clinicalmente e sperimentalmente stabilito per monitorare i cambiamenti nell'apporto di ossigeno cerebrale in tempo reale. I sensori autoaderenti sono attaccati alla fronte sinistra e destra e calcolano l'ossigenazione cerebrale in modo non invasivo nella corteccia frontale cerebrale. Due lunghezze d'onda della luce infrarossa (700 e 900 nm) vengono emesse e rilevate dai sensori dopo essere state riflesse dal tessuto della corteccia. Per valutare il contenuto di ossigeno cerebrale, i contributi di sangue arterioso e venoso sono calcolati in relazioni 1:3 e aggiornati a intervalli di 5 s. La sensibilità in profondità di 1-4 cm è esponenzialmente decrescente e influenzata dal tessuto penetrato (ad esempio, pelle e ossa), anche se il cranio è traslucido alla luce infrarossa. La tecnica facilita azioni terapeutiche rapide per prevenire i pazienti da esiti avversi come delirio o lesioni cerebrali ipossiche e serve come parametro bersaglio in caso di emissione cardiaca alterata16,17. La combinazione di entrambe le tecniche durante lo shock sperimentale consente una titolazione esatta della macrocircolazione, così come la compromissione della microcircolatoria cerebrale, per studiare questo evento potenzialmente letale.

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Protocollo

Gli esperimenti in questo protocollo sono stati approvati dal Comitato statale e istituzionale per la cura degli animali (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Germania; Presidente: Dr. Silvia Eisch-Wolf; numero di riferimento: 23 177-07/G 14-1-084; 02.02.2015). Gli esperimenti sono stati condotti in conformità con le linee guida sugli esperimenti in materia di ricerca sugli animali di In Vivo (ARRIVE). Lo studio è stato pianificato e condotto tra novembre 2015 e marzo 2016. Dopo una lunga ricerca letteraria, il modello di maiale è stato scelto come un modello consolidato per lo shock emorragico. Nel protocollo sono stati inclusi sette suini maschi anestesi (Sus scrofa domestica) con un peso medio di 28 x 2 kg e un'età di 2-3 mesi. Gli animali sono stati accuditi da un allevatore locale che è stato raccomandato dal Comitato di Cura degli Animali di Stato e Istituzionale. Gli animali sono stati tenuti nel loro ambiente conosciuto il più a lungo possibile per ridurre al minimo lo stress. Il cibo, ma non l'acqua è stato negato 6 h prima dell'esperimento è stato programmato, per ridurre il rischio di aspirazione. Il corso di tempo rappresentativo viene visualizzato nella Figura 1.

1. Anestesia, intubazione e ventilazione meccanica

  1. Sedate suini con un'iniezione combinata di ketamina (4 mg-kg-1)e azaperone (8 mg-kg-1)nel collo o nel muscolo gluteo con un ago per iniezione intramuscolare (1,2 mm). Assicurarsi che gli animali rimangano stabili fino all'arrivo della sedazione.
    ATTENZIONE: I guanti sono assolutamente necessari quando si maneggiano gli animali.
  2. Trasportare gli animali sedati al laboratorio.
    NOT: Gli animali si addormentano profondamente e non si svegliano durante la manipolazione normale, come quando vengono sollevati nella gabbia di trasporto. In questo contesto, il tempo di trasporto era di circa 20 min con un furgone speciale per il trasporto degli animali.
  3. Monitorare la saturazione dell'ossigenoperiferico (SpO 2) con un sensore tagliato alla coda o all'orecchio del maiale direttamente dopo l'arrivo.
  4. Disinfettare la pelle con tintura di disinfezione incolore e attendere 3 min prima di inserire un catetere della vena periferica (1,2 mm) in una vena dell'orecchio. Quindi, indurre l'anestesia con un'iniezione endovenosa di fentanil (4 g-kg-1)e propofol (3 mg-kg-1).
  5. Quando tutti i riflessi sono assenti e la respirazione spontanea scade, mettere i maiali in posizione supina su una barella e fissarli con bende.
    NOT: Adeguati livelli di anestesia devono essere confermati da un ricercatore esperto dall'assenza di un riflesso delle palpebre e di altre reazioni agli stimoli esterni.
  6. Iniziare immediatamente la ventilazione non invasiva con una maschera di ventilazione per cani (dimensioni 2). Utilizzare i seguenti parametri di ventilazione: frazione di ossigeno inspiratorio (FiO2) - 1,0; frequenza respiratoria - 14-16 min-1; pressione inspiratrice di picco <20 cm H2O, pressione positiva end-expiratory (PEEP) - 5 cm H2O.
  7. Mantenere l'anestesia attraverso un'infusione continua di fentanil (0,1-0,2 g -kg-1-h-1) epropofol (8-12 mg -kg-1) e avviare un infuso di soluzione elettrolita bilanciata (5 mL kg-1-h-1).
  8. Facilitare l'intubazione endotracheale mediante l'applicazione di un rilassante muscolare (atracurium 0,5 mg-1).
  9. Fissare le vie aeree tramite intubazione con un tubo endotracheale comune (ID 6-7) e un intromotore. Utilizzare un lagerione comune con un pannello Macintosh (dimensioni 4). Due persone facilitano la procedura.
    1. Persona 1: Fissare la lingua all'esterno con un pezzo di tessuto e aprire il muso con l'altra mano.
    2. Persona 2: Eseguire una lassofoscopia.
    3. Persona 2: Quando l'epiglottide entra in vista, spostare il lastorgaloscopio ventralmente. Sollevare l'epiglottide e assicurarsi che le corde vocali siano visibili.
      NOT: Se l'epiglottide non si muove dorsalmente, si attacca alla palatina morbida e può essere mobilitata dalla punta del tubo. In alternativa, è possibile utilizzare una lama con un'altra dimensione (3 o 5) o tipo (lama Miller).
  10. Spostare il tubo con attenzione attraverso le corde vocali.
    NOT: Il punto più stretto della trachea non è a livello delle corde vocali, ma subglottico. Se l'inserimento del tubo non è possibile, provare a ruotare il tubo o utilizzare un tubo più piccolo.
  11. Estrarre l'intromotore dal tubo, utilizzare una siringa da 10 mL per bloccare il polsino con 10 mL di aria e controllare la pressione del bracciale con un gestore del polsino (30 cm H2O).
  12. Avviare la ventilazione meccanica dopo che il tubo è collegato a un ventilatore (PEEP - 5 cm H2O; volume di marea - 8 mL-kg-1; FiO2 - 0,4; rapporto ispirazione-scadenza - 1:2; frequenza respiratoria: variabile per ottenere una CO di mareafinale 2 di <6 kPa).
    NOT: Evitare la fluttuazione del CO2 per ridurre al minimo gli effetti respiratori sulla perfusione cerebrale.
  13. Assicurarsi che la posizione del tubo sia corretta mediante espirazione regolare e periodica di CO2 tramite capnografia e controllare la ventilazione fronte a doppio lato attraverso l'auscultazione.
    NOT: Se il tubo è posizionato in modo errato, l'inflazione dell'aria nello stomaco forma rapidamente un rigonfiamento visibile nella parete addominale, anche prima dell'installazione della capnografia. In questo caso, la sostituzione del tubo e l'inserimento di un tubo gastrico sono assolutamente necessari.
  14. Con due persone, mettere un tubo gastrico nello stomaco per evitare il reflusso e il vomito.
    1. Persona 1: Fissare la lingua all'esterno con un pezzo di tessuto e aprire il muso con l'altra mano.
    2. Persona 2: Eseguire una lassofoscopia della laricina di porcina.
    3. Persona 2: Visualizza l'esofago.
    4. Persona 2: Spingere il tubo gastrico all'interno dell'esofago con un paio di pinze Magill fino a quando il liquido gastrico non viene drenato.
      NOT: A volte, la visualizzazione non è facile. In questo caso, spostare il lagerego dorsalmente al tubo e spingerlo ventralmente per aprire l'esofago. Durante la procedura, il corpo animale è coperto di coperte per evitare l'ipotermia. Se la temperatura corporea dell'animale diminuisce, utilizzare un sistema di riscaldamento per stabilizzare la temperatura a livello fisiologico (vedere la Tabella dei Materiali). La temperatura corporea viene visualizzata sullo schermo del PiCCO.

2. Strumentazione

  1. Utilizzare le bende per tirare indietro le zampe posteriori per levigare le pieghe nell'area femorale per cateterizzazione della nave.
  2. Preparare i seguenti materiali: una siringa da 5 mL, una siringa da 10 mL, una siringa da 50 mL, un ago Seldinger, un'introfilatura (2 mm, 2,7 mm, 2,7 mm), guide di filo per i guaine, un catetere venoso centrale con tre porte (2,3 mm, 30 cm) con filo guida e un PiCCO catetere (1,67 mm, 20 cm).
  3. Disinfettare l'area inguinale con disinfezione colorata, attendere 2 min e pulire la disinfezione con un tessuto sterile. Ripetere questa procedura 3x. Dopo la terza volta, non rimuovere la disinfezione.
  4. Riempire tutti i cateteri con soluzioni saline.
  5. Applicare il gel ad ultrasuoni alla sonda ad ultrasuoni. Coprire l'area inguinale con un drappo fenestrated sterile e scansionare i vasi femorali giusti con ultrasuoni. Utilizzare la tecnica Doppler per distinguere tra l'arteria e la vena18.
  6. Sangue pulsante rosso brillante conferma la posizione dell'ago aspirato. Scollegare la siringa e inserire il filo guida nell'arteria femorale destra.
  7. Visualizza l'asse longitudinale della vena femorale destra e inserisci l'ago Seldinger sotto aspirazione permanente con la siringa da 5 mL.
  8. Aspirato rosso scuro sangue venoso non pulsa.
  9. Visualizza l'arteria femorale destra assialmente e passa a una vista longitudinale dell'arteria ruotando la sonda di 90 gradi.
  10. Fora l'arteria femorale giusta sotto la visualizzazione ecografica con l'ago Seldinger sotto aspirazione permanente con la siringa da 5 mL.
    NOTA:     La tecnica Seldinger a ultrasuoni è associata a una perdita di sangue significativamente inferiore, trauma tissutale e consumo di tempo rispetto ad altri metodi di accesso vascolare19,20.
    1. Se la posizione corretta dell'ago nei diversi vasi non può essere stabilita con certezza, prendere le sonde del sangue e analizzare il contenuto di gas sanguigno con un analizzatore di gas ematico (vedere la Tabella dei Materiali). Un alto livello di ossigeno è un buon segno di sangue arterioso, e un basso livello di ossigeno è un segno di sangue venoso.
  11. Inserire il filo guida per il catetere venoso centrale nella vena femorale destra dopo aver scollegato la siringa e ritratto l'ago Seldinger.
  12. Visualizza entrambi i vasi giusti con gli ultrasuoni per controllare la corretta posizione del filo.
  13. Spingere la guaina dell'intromotore (2 mm) sopra il filo guida nell'arteria giusta e fissare la posizione con aspirazione al sangue.
  14. Utilizzare la tecnica Seldinger per posizionare la linea venosa centrale nella vena femorale destra. Aspirati tutte le porte e le sciolgono con soluzione salina.
  15. Eseguire la stessa procedura sul lato inguinale sinistro per inserire le altre guaine di introduzione nella tecnica Seldinger nell'arteria femorale sinistra (2,7 mm) e nella vena femorale (2,7 mm).
  16. Collegare la giusta tala arteriosa e il catetere venoso centrale con due sistemi di trasduttore per la misurazione dell'emodinamica invasiva e posizionare entrambi i trasduttori a livello cardiaco per ottenere valori appropriati.
  17. Accendere i tre vie-stopcock di entrambi i trasduttori aperti all'atmosfera per calibrare i sistemi a 0 come indicato nelle istruzioni di funzionamento.
    NOT: È assolutamente necessario evitare eventuali bolle d'aria e macchie di sangue nei sistemi per generare valori plausibili.
  18. Passare tutte le infusioni per mantenere l'anestesia dalla vena periferica alla linea venosa centrale.
  19. Prendere i valori di base (emodinamica, spirometria, NIRS (vedi sezione 4) e PiCCO (vedi sezione 3) dopo 15 min di recupero.
  20. Avviare lo shock emorragico (vedi sezione 5).

3. Misurazione PiCCO

NOT: Per l'apparecchiatura PiCCO, vedere la Tabella dei materiali.

  1. Inserire il catetere PiCCO nella rottura dell'introduzione arteriosa destra.
    NOT: Nella medicina clinica, i cateteri PiCCO sono posizionati direttamente con la tecnica Seldinger. Tuttavia, il posizionamento tramite una rottura dell'introduzione è fattibile anche.
  2. Collegare il catetere con il filo arterioso del sistema PiCCO e il trasduttore arterioso direttamente con la porta PiCCO. Quindi, ricalibrare come descritto nel passaggio 2.17.
  3. Collegare l'unità di misura venosa del sistema PiCCO con la rottura venosa sinistra dell'introduzione.
    NOT: È necessario collegare le sonde venose e arteriose ad una certa distanza l'una dall'altra. In caso contrario, la misurazione sarà disturbata, perché l'applicazione della soluzione salina fredda nel sistema venoso influenzerà la misurazione arteriosa. Per maggiori dettagli su PiCCO, vedere Mayer e Suttner21.
  4. Accendere il sistema PiCCO e confermare che un nuovo paziente viene misurato.
  5. Inserisci le dimensioni e il peso dell'animale e passa la categoria agli adulti.
  6. Immettere il nome e l'ID del protocollo e immettere Exit.
  7. Impostare il volume di iniezione su 10 mL.
    NOT: Il volume della soluzione di iniezione scelta può essere variato. Un volume più elevato rende i valori misurati più validi. Scegliere un piccolo volume per evitare effetti di emodioizione attraverso l'applicazione ripetitiva.
  8. Immettere la pressione venosa centrale.
  9. Aprire il tappo a tre vie nell'atmosfera, fare clic su zero per la calibrazione del sistema e fare clic su Esci.
  10. Calibrare la misurazione dell'uscita cardiaca continua come descritto di seguito e fare clic su TD (Thermodiluion). Preparare una soluzione salina fisiologica con una temperatura di 4 gradi centigradi in una siringa da 10 mL e fare clic su Start.
  11. Iniettare 10 mL della soluzione salina fredda in modo rapido e costante nell'unità di misura venosa e attendere il completamento della misurazione e il sistema richiede una ripetizione.
  12. Ripetere questa procedura fino al completamento di tre misurazioni.
  13. Lasciate che il sistema calcolare la media di tutti i parametri e fare clic su Esci.
  14. Dopo la calibrazione completa, avviare immediatamente la misurazione. Per monitorare l'induzione degli urti, concentrarsi sull'indice cardiaco del parametro greco-derivato.

4. Saturazione dell'ossigenazione regionale cerebrale

NOT: Per le attrezzature per monitorare l'ossigenazione regionale cerebrale, vedere la Tabella dei materiali.

  1. Rasare la fronte del maiale con un rasoio usa e getta e acqua e attaccare due sensori auto-aderenti (vedi la tabella dei materiali) per NIRS alla fronte del maiale.
  2. Collegare il preamplificatore al monitor e collegare i connettori dei cavi del sensore codificati a colori al preamplificatore.
  3. Chiudere il meccanismo di bloccaggio preamplificatore e collegare i sensori ai cavi del sensore.
    NOT: Per registrare i dati in tempo reale, un'unità flash USB deve essere collegata al monitor NIRS.
  4. Accendere il monitor, fare clic su Nuovopaziente, immettere il nome dello studio e fare clic su Fatto.
  5. Controllare il segnale in ingresso. Quando il segnale è stabile, fare clic su Menu linea di base e fare clic su Imposta linee di base. Se la linea di base è già stata immessa, confermare la nuova previsione facendo clic su Sì e fare clic su Contrassegno evento.
  6. Scegli l'evento con i pulsanti freccia sulla tastiera e con Evento successivo; selezionare l'evento 3 Induction e premere Select Event.
    NOT: Se sono necessarie ulteriori informazioni, consultare il manuale operativo del sistema NIRS22.

5. Induzione da shock emorragico

  1. Collegare la rottura sinistra introdotto con un tappo ad albero. Collegare una porta del pallone a tre vie con una siringa da 50 mL e una con una bottiglia di infusione vuota.
    NOT: In alternativa, il sangue prelevato può essere raccolto in sacchetti citrati per una successiva autotrasfusione. Questo è un grande vantaggio del ritiro controllato del sangue.
  2. Misurare e documentare i parametri emodinamici esatti e calcolare il 40% dell'indice cardiaco e la pressione arteriosa media come bersagli emodinamici. Impostare l'evento 93 Blood Loss nel sistema NIRS come descritto al passaggio 4.6.
    NOT: Lo shock emorragico si ottiene se l'indice cardiaco e la pressione arteriosa media scende al di sotto del 40% del valore di base. Una notevole saturazione di ossigenazione regionale cerebrale (crSO2)è preferibile per rappresentare una compromissione microcircoloaria. La perdita media di sangue per raggiungere questo obiettivo si trova all'interno di un intervallo di 25-35 mL-kg-1.
  3. Aspirate 50 mL di sangue nella siringa e passare il tappo a tre vie. Spingi il sangue nella bottiglia vuota.
  4. Si noti il volume del sangue rimosso.
  5. Monitorare la pressione arteriosa, l'indice cardiaco e il crSO2 da vicino. Ripetere il prelievo di sangue fino a raggiungere la pressione sanguigna e l'indice cardiaco target (dopo 20-30 min).
  6. Impostare l'evento 97 Hypotension nel dispositivo NIRS come descritto al passaggio 4.6.
    NOT: Non ritirare il sangue troppo rapidamente, perché questo comporta il rischio di insufficienza cardio-circolatoria immediata. Dopo aver terminato la procedura di induzione shock, gli animali possono essere utilizzati per vari interventi terapeutici.

6. Fine dell'esperimento e dell'eutanasia

  1. Iniettare 0,5 mg di fentanil nella linea venosa centrale e attendere 5 min.
  2. Iniettare 200 mg di propofol nella linea venosa centrale ed eutanasia l'animale con 40 mmol di cloruro di potassio.

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Risultati

Dopo aver avviato l'induzione dello shock, è possibile registrare un breve periodo di compensazione. Con la rimozione del sangue in corso, il suddetto decompenso cardio-circolatorio, monitorato da una significativa diminuzione di crSO2, l'indice cardiaco, l'indice intratocico del volume del sangue e l'indice di volume globale di fine-diastolico (Figura2 , si verifica la figura 3e la figura 4

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Discussione

Il protocollo descrive un metodo per indurre lo shock emorragico attraverso sanguinamento arterioso controllato nei suini che è guidato dall'emodinamica sistemica, nonché da deficit cerebrale di microcircolo. Le condizioni d'urto sono state raggiunte da un prelievo di sangue calcolato di 25-35 kgL -1 e confermate dal citato composto di parametri surrogati che indicano un notevole insufficienza cardio-circolatorio. Se non trattata, questa procedura è stata letale entro 2 h nel 66% degli animali, il che sottolin...

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Dichiarazioni

Il dispositivo NIRS è stato fornito incondizionatamente da Medtronic PLC, USA, per scopi di ricerca sperimentale. Andreas Garcia-Bardon ed Erik K. Hartmann hanno ricevuto l'istruttore honoraria per corsi di formazione medica presso Medtronic PLC. Nessuno degli autori denuncia conflitti di interesse finanziari o di altro tipo.

Ringraziamenti

Gli autori vogliono ringraziare Dagmar Dirvonskis per il suo eccellente supporto tecnico.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Rubinetto a 3 vie bluBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Svezia394602Somministrazione di farmaci
Rubinetto a 3 vie rossoBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Svezia394605Somministrazione di farmaci/Induzione d'urto
AtracuriumHikma Pharma GmbH , MartinsriedAM03AC04*Anesthesia
Canula 20 GBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spagna301300Accesso vascolare
Datex Ohmeda S5GE Healthcare Finland Oy, Helsinki,Finlandia-Monitoremodinamico
Disinfezione Schü lke & Mayr GmbH, Germania104802Disinfezione 
Heidelberger Verlä 75CMFresenius Kabi Deutschland GmbH2873112  Somministrazione di farmaci/induzione di shock
INVOS 5100C CerebralMedtronic PLC,USA-Monitoreper l'ossigenazione regionale cerebrale 
INVOS Sensori per ossimetria cerebrale/somatica per adultiMedtronic PLC, USA20884521211152Monitoraggio dell'ossigenazione regionale cerebrale 
Tubo endotrachealeTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malesia112482Intubazione
Introduttore del tubo endotracheale  Wirutec GmbH, Sulzbach, Germania5033062Intubation
Engströ m CarestationGE Heathcare, MadisonUSA-Ventilatore
FentanylJanssen-Cilag GmbH, NeussAA0014*anestesia
Paul Hartmann, Heidenheim, Germania9422131
Incetomat di autoprotezione 150 cmFresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germania9004112Somministrazione di farmaci
KetaminaHameln Pharmaceuticals GmbH, Zofingen, SchweizAN01AX03*
LaringoscopioTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malesia671067-000020per intubazione
Smith- Medical GmbH,  Minneapolis, USAMX9606Monitor emodinamico
Logicath 7 Fr 3 lumen 30 cmSmith- Medical GmbH,  Minneapolis, USAMXA233x30x70-EAccesso vascolare/Somministrazione di farmaci
Masimo Radical 7Masimo Corporation, Irvine, USA-Monitoremodinamico
Maschera per cani ventilatiHenry Schein, Melville, USA730-246Ventilazione
Siringa perfusore originale 50 ml Luer LockB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germania8728810FSomministrazione di farmaci
Termodiluizione PICO. F5/20CM EW MAQUET Cardiovascular GmbH, Rastatt, GermaniaPV2015L20-A  Monitor emodinamico
Set di introduttori per guaina percutanea 8,5 e 9 Fr, 10 cm con valvola per emostasi integrata/porta lateraleArrow international inc., Reading, USAAK-07903Accesso vascolare/Induzione d'urto
Perfusore FM BraunB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germania8713820Somministrazione di farmaci
Cloruro di potassioFresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germania6178549Eutanasia
Propofol 2%Fresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germania AN01AX10*Anestesia
  Gittata cardiaca del contorno del polso (PiCCO2) Pulsion Medical Systems, Feldkirchen,Germania-Monitoremodinamico
Sonosite Micromaxx UltrasoundsystemFujifilm, Sonosite Bothell, Bothell, USA -Accesso vascolare
Stainless Macintosh Size 4Teleflex Medical Sdn. Bhd, Perak,  Malesia670000Sterofundin per intubazione
B.Braun Melsungen AG, Melsungen, GermaniaAB05BB01*infusione elettrolitica bilanciata
Stresnil 40 mg/mL   Lilly Germany GmbH, Wiesbaden, GermaniaQN05AD90Siringa per sedazione
10 mlBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spagna309110somministrazione di farmaci
2 mL BectonDickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spagna300928somministrazione di farmaci
20 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spagna300296Drug
somministrazione Siringa 5 mlBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spagna309050Somministrazione del farmaco
Catetere venoso 22 GB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germania4269110S-01Accesso vascolare
*ATC:  Anatomico Terapeutico Chimico / Classificazione della dose giornaliera definita 
Guanti per Linea per sedazione Sistema di monitoraggio della pressione logica Siringa per Siringa per

Riferimenti

  1. Kutcher, M. E., et al. A paradigm shift in trauma resuscitation: evaluation of evolving massive transfusion practices. JAMA Surgery. 148 (9), 834-840 (2013).
  2. Allen, B. S., Ko, Y., Buckberg, G. D., Sakhai, S., Tan, Z. Studies of isolated global brain ischaemia: I. A new large animal model of global brain ischaemia and its baseline perfusion studies. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 41 (5), 1138-1146 (2012).
  3. Noll, E., et al. Comparative analysis of resuscitation using human serum albumin and crystalloids or 130/0.4 hydroxyethyl starch and crystalloids on skeletal muscle metabolic profile during experimental haemorrhagic shock in swine: A randomised experimental study. European Journal of Anaesthesiology. 34 (2), 89-97 (2017).
  4. Tisherman, S. A., Stein, D. M. ICU Management of Trauma Patients. Critical Care Medicine. , (2018).
  5. Nielsen, T. K., Hvas, C. L., Dobson, G. P., Tonnesen, E., Granfeldt, A. Pulmonary function after hemorrhagic shock and resuscitation in a porcine model. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 58 (8), 1015-1024 (2014).
  6. Bogert, J. N., Harvin, J. A., Cotton, B. A. Damage Control Resuscitation. Journal of Intensive Care Medicine. 31 (3), 177-186 (2016).
  7. Gruartmoner, G., Mesquida, J., Ince, C. Fluid therapy and the hypovolemic microcirculation. Current Opinion in Critical Care. 21 (4), 276-284 (2015).
  8. Ziebart, A., et al. Effect of gelatin-polysuccinat on cerebral oxygenation and microcirculation in a porcine haemorrhagic shock model. Scandinavian Journal Trauma Resuscitation Emergency Medicin. 26 (1), 15(2018).
  9. Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clinical Applications. 8 (9-10), 715-731 (2014).
  10. Alosh, H., Ramirez, A., Mink, R. The correlation between brain near-infrared spectroscopy and cerebral blood flow in piglets with intracranial hypertension. Journal of Applied Physiology. 121 (1985), 255-260 (2016).
  11. Hartmann, E. K., et al. Ventilation/perfusion ratios measured by multiple inert gas elimination during experimental cardiopulmonary resuscitation. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 58 (8), 1032-1039 (2014).
  12. Hartmann, E. K., Duenges, B., Baumgardner, J. E., Markstaller, K., David, M. Correlation of thermodilution-derived extravascular lung water and ventilation/perfusion-compartments in a porcine model. Intensive Care Medicine. 39 (7), 1313-1317 (2013).
  13. Hartmann, E. K., et al. An inhaled tumor necrosis factor-alpha-derived TIP peptide improves the pulmonary function in experimental lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 57 (3), 334-341 (2013).
  14. Ortiz, A. L., et al. The influence of Ringer's lactate or HES 130/0.4 administration on the integrity of the small intestinal mucosa in a pig hemorrhagic shock model under general anesthesia. Journal of the Veterinary Emergency and Critical. 27 (1), 96-107 (2017).
  15. Ziebart, A., et al. Low tidal volume pressure support versus controlled ventilation in early experimental sepsis in pigs. Respiratory Research. 15, 101(2014).
  16. Hoffman, G. M., et al. Postoperative Cerebral and Somatic Near-Infrared Spectroscopy Saturations and Outcome in Hypoplastic Left Heart Syndrome. The Annals of Thoracic Surgery. 103 (5), 1527-1535 (2017).
  17. Hickok, R. L., Spaeder, M. C., Berger, J. T., Schuette, J. J., Klugman, D. Postoperative Abdominal NIRS Values Predict Low Cardiac Output Syndrome in Neonates. World Journal for Pediatric and Congenital Heart Surgery. 7 (2), 180-184 (2016).
  18. Weiner, M. M., Geldard, P., Mittnacht, A. J. Ultrasound-guided vascular access: a comprehensive review. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 27 (2), 345-360 (2013).
  19. Kumar, A., Chuan, A. Ultrasound guided vascular access: efficacy and safety. Best Practice & Research: Clinical Anaesthesiology. 23 (3), 299-311 (2009).
  20. Lamperti, M., et al. International evidence-based recommendations on ultrasound-guided vascular access. Intensive Care Medicine. 38 (7), 1105-1117 (2012).
  21. Mayer, J., Suttner, S. Cardiac output derived from arterial pressure waveform. Current Opinion in Anesthesiology. 22 (6), 804-808 (2009).
  22. Medtronic. Operations Manual INVOS ® System, Model 5100C. , http://www.wemed1.com/downloads/dl/file/id/7947/product/10495/manual_for_mo_s_5100c.pdf (2013).
  23. Wani, T. M., Rafiq, M., Akhter, N., AlGhamdi, F. S., Tobias, J. D. Upper airway in infants-a computed tomography-based analysis. Paediatric Anaesthesia. 27 (5), 501-505 (2017).
  24. Tuna Katircibasi, M., Gunes, H., Cagri Aykan, A., Aksu, E., Ozgul, S. Comparison of Ultrasound Guidance and Conventional Method for Common Femoral Artery Cannulation: A Prospective Study of 939 Patients. Acta Cardiologica Sinica. 34 (5), 394-398 (2018).
  25. Teeter, W. A., et al. Feasibility of basic transesophageal echocardiography in hemorrhagic shock: potential applications during resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). Cardiovascular Ultrasound. 16 (1), 12(2018).
  26. Kontouli, Z., et al. Resuscitation with centhaquin and 6% hydroxyethyl starch 130/0.4 improves survival in a swine model of hemorrhagic shock: a randomized experimental study. European Journal of Trauma and Emergency Surgery. , (2018).
  27. Nikolian, V. C., et al. Improvement of Blood-Brain Barrier Integrity in Traumatic Brain Injury and Hemorrhagic Shock Following Treatment With Valproic Acid and Fresh Frozen Plasma. Critical Care Medicine. 46 (1), e59-e66 (2018).
  28. Williams, T. K., et al. Endovascular variable aortic control (EVAC) versus resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) in a swine model of hemorrhage and ischemia reperfusion injury. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 85 (3), 519-526 (2018).
  29. Aly, S. A., et al. Cerebral tissue oxygenation index and lactate at 24 hours postoperative predict survival and neurodevelopmental outcome after neonatal cardiac surgery. Congenital Heart Disease. 12 (2), 188-195 (2017).
  30. Sorensen, H. Near infrared spectroscopy evaluated cerebral oxygenation during anesthesia. The Danish Medical Journal. 63 (12), (2016).
  31. Cem, A., et al. Efficacy of near-infrared spectrometry for monitoring the cerebral effects of severe dilutional anemia. Heart Surgery Forum. 17 (3), E154-E159 (2014).
  32. Edmonds, H. L. Jr, Ganzel, B. L., Austin, E. H. 3rd Cerebral oximetry for cardiac and vascular surgery. Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 8 (2), 147-166 (2004).
  33. Murkin, J. M., et al. Monitoring brain oxygen saturation during coronary bypass surgery: a randomized, prospective study. Anesthesia & Analgesia. 104 (1), 51-58 (2007).
  34. Hong, S. W., et al. Prediction of cognitive dysfunction and patients' outcome following valvular heart surgery and the role of cerebral oximetry. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (4), 560-565 (2008).
  35. Al Tayar, A., Abouelela, A., Mohiuddeen, K. Can the cerebral regional oxygen saturation be a perfusion parameter in shock? Journal of Critical Care. 38, 164-167 (2017).
  36. Torella, F., Cowley, R. D., Thorniley, M. S., McCollum, C. N. Regional tissue oxygenation during hemorrhage: can near infrared spectroscopy be used to monitor blood loss? Shock. 18 (5), 440-444 (2002).
  37. Yao, F. S., Tseng, C. C., Ho, C. Y., Levin, S. K., Illner, P. Cerebral oxygen desaturation is associated with early postoperative neuropsychological dysfunction in patients undergoing cardiac surgery. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 18 (5), 552-558 (2004).
  38. Slater, J. P., et al. Cerebral oxygen desaturation predicts cognitive decline and longer hospital stay after cardiac surgery. The Annals of Thoracic Surgery. 87 (1), 36-44 (2009).
  39. Brodt, J., Vladinov, G., Castillo-Pedraza, C., Cooper, L., Maratea, E. Changes in cerebral oxygen saturation during transcatheter aortic valve replacement. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 30 (5), 649-653 (2016).
  40. Yoshimura, A., et al. Altered cortical brain activity in end stage liver disease assessed by multi-channel near-infrared spectroscopy: Associations with delirium. Scintific Reports. 7 (1), 9258(2017).
  41. Douds, M. T., Straub, E. J., Kent, A. C., Bistrick, C. H., Sistino, J. J. A systematic review of cerebral oxygenation-monitoring devices in cardiac surgery. Perfusion. 29 (6), 545-552 (2014).
  42. Forman, E., et al. Noninvasive continuous cardiac output and cerebral perfusion monitoring in term infants with neonatal encephalopathy: assessment of feasibility and reliability. Pediatric Research. 82 (5), 789-795 (2017).
  43. Tweddell, J. S., Ghanayem, N. S., Hoffman, G. M. Pro: NIRS is " standard of care " for postoperative management. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 13 (1), 44-50 (2010).
  44. Lewis, C., Parulkar, S. D., Bebawy, J., Sherwani, S., Hogue, C. W. Cerebral Neuromonitoring During Cardiac Surgery: A Critical Appraisal With an Emphasis on Near-Infrared Spectroscopy. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 32 (5), 2313-2322 (2018).
  45. Thudium, M., Heinze, I., Ellerkmann, R. K., Hilbert, T. Cerebral Function and Perfusion during Cardiopulmonary Bypass: A Plea for a Multimodal Monitoring Approach. Heart Surgery Forum. 2 (1), E028-E035 (2018).
  46. Putzer, G., et al. Monitoring of brain oxygenation during hypothermic CPR - A prospective porcine study. Resuscitation. 104, 1-5 (2016).
  47. Weenink, R. P., et al. Detection of cerebral arterial gas embolism using regional cerebral oxygen saturation, quantitative electroencephalography, and brain oxygen tension in the swine. Journal of Neuroscience Methods. 228, 79-85 (2014).
  48. Mader, M. M., et al. Evaluation of a New Multiparameter Brain Probe for Simultaneous Measurement of Brain Tissue Oxygenation, Cerebral Blood Flow, Intracranial Pressure, and Brain Temperature in a Porcine Model. Neurocritical Care. , (2018).
  49. Mikkelsen, M. L. G., et al. The influence of norepinephrine and phenylephrine on cerebral perfusion and oxygenation during propofol-remifentanil and propofol-remifentanil-dexmedetomidine anaesthesia in piglets. Acta Veterinaria Scandinavica. 60 (1), 8(2018).
  50. Nelskyla, A., et al. The effect of 50% compared to 100% inspired oxygen fraction on brain oxygenation and post cardiac arrest mitochondrial function in experimental cardiac arrest. Resuscitation. 116, 1-7 (2017).
  51. Klein, K. U., et al. Intraoperative monitoring of cerebral microcirculation and oxygenation--a feasibility study using a novel photo-spectrometric laser-Doppler flowmetry. European Journal of Trauma and Emergency Surgery. 22 (1), 38-45 (2010).
  52. Ziebart, A., et al. Pulmonary effects of expiratory-assisted small-lumen ventilation during upper airway obstruction in pigs. Anaesthesia. 70 (10), 1171-1179 (2015).
  53. Reisz, J. A., et al. All animals are equal but some animals are more equal than others: Plasma lactate and succinate in hemorrhagic shock-A comparison in rodents, swine, nonhuman primates, and injured patients. The Journal of Trauma and Acute. 84 (3), 537-541 (2018).
  54. Smith, D. M., Newhouse, M., Naziruddin, B., Kresie, L. Blood groups and transfusions in pigs. Xenotransplantation. 13 (3), 186-194 (2006).
  55. Boysen, S. R., Caulkett, N. A., Brookfield, C. E., Warren, A., Pang, J. M. Splenectomy Versus Sham Splenectomy in a Swine Model of Controlled Hemorrhagic. Shock. 46 (4), 439-446 (2016).
  56. Wade, C. E., Hannon, J. P. Confounding factors in the hemorrhage of conscious swine: a retrospective study of physical restraint, splenectomy, and hyperthermia. Circulatory Shock. 24 (3), 175-182 (1988).

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