Articolo metodologico

Isolamento delle particelle di lipoproteina dal tuorlo di uovo di pollo per lo studio dell'incorporazione di acido acido grasso patogeno batterico in fosfolipidi di membrana

DOI:

10.3791/59538

⸱

15 maggio 2019

 ,  , 
1Department of Microbiology and Molecular Genetics, Michigan State University, 2Department of Physiology, Michigan State University

In questo articolo

Sommario

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Questo metodo fornisce un quadro per studiare l'incorporazione di acidi grassi esogeni da sorgenti ospiti complesse in membrane batteriche, in particolare Staphylococcus aureus. Per raggiungere questo obiettivo, vengono descritti i protocolli per l'arricchimento delle particelle di lipoproteina dal tuorlo di uova di gallina e la successiva profilazione dell'acido grasso di fosfatidi batterici che utilizzano la spettrometria di massa.

Abstract

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Lo stafilococco aureus e altri patogeni positivi al Gram incorporano acidi grassi dall'ambiente nei fosfolipidi della membrana. Durante l'infezione, la maggior parte degli acidi grassi esogeni sono presenti all'interno delle particelle di lipoproteina dell'ospite. Permangono incertezze per quanto riguarda i serbatoi di acidi grassi ospiti e i meccanismi con cui i batteri estraggono gli acidi grassi dalle particelle di lipoproteina. In questo lavoro, descriviamo protocolli per l'arricchimento di particelle di lipoproteina a bassa densità (LDL) dal tuorlo d'uovo di gallina e determinando se i LDL fungono da serbatoi di acido grasso per S. aureus. Questo metodo sfrutta l'analisi lipidomica imparziale e gli LDL di pollo, un modello efficace ed economico per l'esplorazione delle interazioni tra LL e batteri. L'analisi dell'integrazione di S. aureus degli acidi grassi esogeni da LDL viene eseguita utilizzando spettrometria di massa ad alta risoluzione/accurata e spettrometria di massa tandem, consentendo la caratterizzazione della composizione dell'acido grasso del batterio identificazione imparziale e di nuove combinazioni di acidi grassi che sorgono nei lipidi della membrana batterica dopo l'esposizione a l'LDL. Queste tecniche avanzate di spettrometria di massa offrono una prospettiva senza precedenti di incorporazione di acidi grassi rivelando gli acidi grassi esogeni specifici incorporati nei fosforidi. I metodi qui descritti sono adattabili allo studio di altri patogeni batterici e fonti alternative di acidi grassi complessi.

Introduzione

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S. aureus resistente alla meticolina (MRSA) è la causa principale dell'infezione associata all'assistenza sanitaria e la resistenza agli antibiotici associata è una sfida clinica considerevole1,2,3. Pertanto, lo sviluppo di nuove strategie terapeutiche è una priorità assoluta. Una promettente strategia di trattamento per gli agenti patogeni Gram-positivi sta inibendo la sintesi degli acidi grassi, un requisito per la produzione di fosforidi di membrana che, in S. aureus, include fosfatidylglycerol (PG), lysyl-PG e cardiolipina4. Nei batteri, la produzione di acidi grassi avviene attraverso la via di sintesi degli acidi grassi II (FASII)5, che è notevolmente diversa dalla controparte eucatriste, rendendoI un obiettivo attraente per lo sviluppo antibiotico5,6 . Gli inibitori del FASII si rivolgono principalmente a FabI, un enzima necessario per l'allungamento della catena del carbonio dell'acido grasso7. L'inibitore FabI triclosan è ampiamente utilizzato nei beni di consumo e medici8,9. Ulteriori inibitori FabI sono in fase di sviluppo da diverse aziende farmaceutiche per il trattamento di S. aureus infezione10,11,12,13,14 ,15,16,17,18,19,20,21,22,23 ,24,25,26. Tuttavia, molti patogeni Gram-positivi, tra cui S. aureus, sono in grado di raccogliere acidi grassi esogeni per la sintesi fosforolipidi, bypassando l'inibizione del FASII27,28,29. Così, il potenziale clinico degli inibitori del FASII è discusso a causa di notevoli lacune nella nostra conoscenza delle fonti di acidi grassi ospiti e dei meccanismi con cui gli agenti patogeni estraggono gli acidi grassi dall'ospite27,28. Per colmare queste lacune, abbiamo sviluppato un metodo di analisi lipidomica imparziale per monitorare l'incorporazione di acido grasso esogeno dalle particelle di lipoproteina in fosfolipidi della membrana di S. aureus.

Durante la sepsi, le particelle di lipoproteina ospite rappresentano una potenziale fonte di acidi grassi derivati dall'ospite all'interno della vascolatura, poiché la maggior parte degli acidi grassi ospiti sono associati alle particelle30. Le lipoproteine sono costituite da un guscio idrofilo composto da fosfolipidi e proteine che racchiudono un nucleo idrofobico di trigliceridi e esteri di colesterolo31. Quattro classi principali di lipoproteine - chylomicron, lipoproteina a bassissima densità, lipoproteina ad alta densità e lipoproteina a bassa densità (LDL) - sono prodotte dall'ospite e funzionano come veicoli di trasporto lipidico, fornendo acidi grassi e colesterolo da e verso cellule ospiti attraverso la vascolatura. I LDL sono abbondanti in acidi grassi esterificati tra cui trigliceridi e tende di colesterolo31 . Abbiamo già dimostrato che gli LDL umani altamente purificati sono una fonte vitale di acidi grassi esogeni per la sintesi di PG, fornendo così un meccanismo per il bypass dell'inibitore di FASII32. Purificanti LDL umani può essere tecnicamente impegnativo e richiede molto tempo, mentre le fonti commerciali di LDL umani purificati sono proibitivi da utilizzare su base di routine o per eseguire schermi batterici su larga scala. Per affrontare queste limitazioni, abbiamo modificato una procedura per l'arricchimento dei LDL dal tuorlo d'uovo di gallina, una ricca fonte di particelle di lipoproteina33. Abbiamo utilizzato con successo spettrometria di massa ad alta risoluzione, ad alta risoluzione/accurata e spettrometria di massa tandem per monitorare l'incorporazione di acidi grassi derivati da LDL umani nella membrana di S. aureus32. A differenza dei metodi precedentemente riportati, questo approccio può quantificare i singoli isomeri di acidi grassi per ciascuno dei tre principali tipi di fosfolipidi stafilocchidi. L'acido oleico (18:1) è un acido grasso insaturi presente all'interno di tutte le particelle di lipoproteina ospite che è prontamente incorporato nei fosfolipidi S. aureus 29,30,32. S. aureus non è in grado di sintesi di acido oleico29; pertanto, la quantità di acido oleico incorporato al fosfolipidi desta la presenza di acidi grassi di origine lipoproteina ospite all'interno della membrana stafilocca29. Queste specie di fosfolipidi possono essere identificate con il metodo di spettrometria di massa all'avanguardia descritto qui, offrendo una risoluzione senza precedenti della composizione della membrana di S. aureus coltivata in presenza di una fonte di acido grasso che probabilmente durante l'infezione.

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Protocollo

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NOTA: Il seguente protocollo per l'arricchimento delle particelle LDL dal tuorlo d'uovo di gallina è derivato da Moussa et al. 200233.

1. Preparazione del tuorlo d'uovo di gallina per l'arricchimento delle particelle LDL

  1. Sanitizzare due grandi uova di gallina lavando le conchiglie con soluzione di etanolo del 70% e lasciare asciugare all'aria.
  2. Sanificare il separatore delle uova utilizzando una soluzione di etanolo 70% e lasciare asciugare all'aria. Fissare il separatore dell'uovo sul labbro di un becher di medie dimensioni.
  3. Crack ogni uovo singolarmente nel separatore di uova e lasciare che l'albume di fluire nel becher. Il tuorlo d'uovo intatto sarà trattenuto dal separatore.
  4. Lavare il tuorlo d'uovo due volte con 30 mL di salina sterile con buffer di fosfato (PBS) per rimuovere gli albumi residui.
  5. Mettere delicatamente il tuorlo d'uovo sulla carta da filtrare.
  6. Forare la membrana vitelline con una punta sterile pipetta e drenare il contenuto della membrana in un tubo di centrifuga conica sterile 50 mL. Scartare la membrana e filtrare la carta.

2. Frazione del plasma contenente LDL dal tuorlo d'uovo di gallina

  1. Aggiungere circa due volumi di 0,17 M NaCl a pH 7.0 al tuorlo d'uovo e mescolare vigorosamente. Quindi mescolare questa soluzione a 4 gradi centigradi per 60 min.
  2. Centrifugare la diluizione del tuorlo d'uovo a 10 gradi centigradi a 10.000 x g per 45 min. Rimuovere la frazione plasma (supernatante) dalla frazione granulare (pellet) in uno sterile tubo conico da 50 mL.
  3. Ripetere il passaggio 2.2.

3. Isolamento delle particelle LDL dal plasma

  1. Mescolare la frazione di plasma con il 40% di solfato di ammonio (w/v) a 4 gradi centigradi per 60 min.
  2. Regolare il pH della frazione di plasma con una soluzione NaOH da 420 mM a 8,7.
  3. Centrifugare la diluizione del tuorlo d'uovo a 4 gradi centigradi a 10.000 x g per una durata di 45 min. Rimuovere la frazione gialla semisolida superiore in 7 kDa polisi dimensione tubo. Fornire spazio nel tubo per consentire che si gonfi.
  4. Diallyze durante la notte a 4 gradi centigradi in 3 L di acqua ultrapura per rimuovere il solfato di ammonio. Agitare delicatamente l'acqua con una barra di agitazione.
  5. Trasferire la soluzione dialisata in un tubo di centrifuga conicale sterile da 50 ml.
  6. Centrifugare la soluzione a 4 gradi centigradi a 10.000 x g per una durata di 45 min. rimuovere con attenzione la frazione gialla semisolida superiore in un tubo sterile e conservare a 4 gradi centigradi.

4. Valutazione dei LDL di pollo come fonte di acidi grassi

  1. Sottocoltura S. cellule aureus in 5 mL di brodo di tripone privo di acidi grassi 1% e incubare durante la notte a 37 sC con agitazione (225 rpm). Per gli auxotrofi di acidi grassi, integrare le colture con una fonte di acidi grassi.
  2. Diluire le colture notturne a una densità ottica (OD) a 600 nm (OD600) di 0,1 nel brodo di tripptone dell'1%. Pipetta 50 -L della sospensione cellulare in ogni pozzo di una piastra rotonda 96 pozze.
    NOTA: Quando si lavora con auxotrofi acidi grassi, lavare le colture durante la notte in due volumi di brodo di tripptone e risospendere in 5 mL di brodo di tripone per limitare il riporto di acidi grassi prima di determinare l'OD della coltura.
  3. Per i pozzi contenenti controlli non trattati, aggiungere 50 -L di 1% brodo di tripptone per pozzo.
  4. Ai pozzetti contenenti le sospensioni cellulari sperimentali, aggiungere 50-L di 1% brodo di tripptone integrato con l'LDL derivato dal 10% del tuorlo d'uovo, 2 triclosan di m o una miscela di 10% l'LDL derivato dal tuono d'uovo e 2 triclosan di tipo .M.
    NOTA: A questo punto, ogni pozzo conterrà 100 l e la concentrazione finale di LDL e triclosan di origine uovo sarà rispettivamente del 5% e dell'1 M.
  5. Misurare oD600 nel corso del tempo, utilizzando un lettore di microplacino impostato a 37 gradi centigradi con agitazione continua e lineare per monitorare la crescita.

5. Incubazione di S. aureus con LDL per l'analisi dei lipidi della membrana.

  1. Coltura una colonia isolata in 5 mL di brodo di tripone privo di acidi grassi e incubare durante la notte a 37 gradi centigradi con agitazione (225 rpm).
  2. Diluire le colture notturne 1:100 in un fiaschetta sterile da 250 mL sconcertato contenente 50 mL di brodo di tripptone dell'1%. Incubare alla fase intermedia del log (circa 4 h) a 37 gradi centigradi con agitazione.
  3. Trasferire 25 mL di coltura in un tubo di centrifuga sterile da 50 mL e pellet aree celle. Rimuovere il supernatante e risospendere il pellet cellulare in 750 : L di 1% brodo di tripptone.
  4. Unire le cellule risospese e le sospensioni per cellule di 300 euro in un tubo di centrifuga sterile da 1,5 ml sterile.
  5. Aggiungere i LDL alla concentrazione finale desiderata e incubare a 37 gradi centigradi con agitazione (225 giri/min) per 4 h.
  6. Centrifugare le colture a 4 gradi centigradi a 16.000 x g per una durata di 2 min e lavare i pellet cellulari in due volumi di PBS sterile quindi ripetere.
  7. Registrare il peso di ogni pellet a cellule bagnate. Congelare i pellet delle cellule sul ghiaccio secco o in azoto liquido e conservarli a -80 gradi centigradi o procedere direttamente alla sezione 6.

6. Estrazione dei lipidi della membrana S. aureus

  1. Mettere pellet a cellule congelate S. aureus sul ghiaccio secco. Aggiungere perline di ossido di zirconium da 0,5 mm sopra ogni pellet cellulare, utilizzando un volume di perline approssimativamente uguale al volume del pellet cellulare.
    NOTA: In alternativa a questo metodo di estrazione dei lipidi, i ricercatori possono utilizzare i metodi Bligh e Dyer o Folch ben consolidati per esigere i lipidi dalle cellule batteriche34.
  2. Aggiungete 740 luna di 75% di metanolo (grado HPLC) raffreddati a -80 gradi centigradi direttamente ai pellet cellulari.
  3. Aggiungete 2 - LL di 50 M dimiristoyl fosfatidicoloina (preparata in metanolo) per 1 mg di cellule come standard interno. Chiudere la provetta e posizionare le tube di centrifuga di 1,5 mL contenenti ciascun campione in una porta disponibile in un omogeneizzatore del tessuto Bullet Blender. Omogeneizzare i campioni a bassa velocità, impostando 2-3, per 3 min.
  4. Ispezionare visivamente i campioni per verificarne l'omogeneità. Se sono visibili gruppi di celle, continuare l'omogeneizzazione in Bullet Blender con incrementi di 2 min.
  5. Rimuovere i campioni dal frullatore proiettile e trasferirli in una cappa di fumi chimici.
  6. Aggiungere 270 l di cloroformio ad ogni tubo campione. Vortice i campioni vigorosamente per 30 min.
    AVVISO: il cloroformio è un possibile cancerogeno.
  7. Centrifugare i campioni in una centrifuga panca per un massimo di 30 min ad un minimo di 2.000 x g. Velocità più elevate possono essere utilizzate con tubi di centrifuga compatibile e la durata della centrifugazione può essere ridotta a 10 min.
  8. In una cappa di fumi chimici, raccogliere il monofasico e trasferirlo in una nuova provetta, evitando con attenzione il pellet proteico nella parte inferiore del tubo di estrazione.
  9. Aggiungere 740 luna di 75% di metanolo (grado HPLC) e 270 -L di cloroformio al pellet proteico, e riestrarre ogni campione come descritto nei passaggi 6.6-6.8 sopra. Combinare il supernatante della seconda estrazione con il super-nato precedentemente raccolto per ogni campione.
  10. Evaporare i solventi di estrazione sotto un flusso di gas inerte come azoto o argon, o sotto vuoto utilizzando un concentratore di centrifuga (Tabella dei materiali).
  11. Lavare gli estratti di lipidi secchi tre volte con 1,0 mL di soluzione acquosa di bicarbonato di ammonio da 10 m m e asciugare nuovamente i campioni come al punto 6.10.
  12. Risospendere gli estratti di lipidi secchi in un solvente non polare adatto come l'isopropanolo. Risospendere i campioni utilizzando 20 - L per 1 mg di peso cellulare fresco determinato nel passo 5.7 In alternativa, se il peso dei pellet cellulari è sconosciuto, rispendere i campioni in 200 - L di isopropanolo e procedere alla sezione 7.

7. Analisi dei profili lipidici S. aureus utilizzando spettrometria di massa ad alta risoluzione/precisione

  1. Prima di condurre un'analisi completa dei lipidi, selezionare campioni di prova rappresentativi del gruppo o dei gruppi sperimentali e analizzarli su una serie di fattori di diluizione dei campioni per determinare le gamme di diluizione dei campioni in cui le concentrazioni totali di lipidi rientrano nel gruppo lineare gamma di risposta del rivelatore per lo spettrometro di massa, come descritto in precedenza35.
  2. Evaporates aliquote di ogni estratto di lipidico campione da sottoporre ad analisi lipidiche, asciugando le aliquote sotto gas inerte o sotto vuoto in un concentratore di centrifuga (Tabella dei materiali).
  3. Risospendere ogni estratto di lipidico essiccato in spettrometria liquida-massa (LC-MS) di grado isopropanolo:metanolo (2:1, v:v) contenente formato di ammonio da 20 mM, utilizzando volumi equivalenti a un fattore di diluizione del campione ottimale, come determinato al punto 7.1.
  4. Per un'analisi lipidica non mirata, i campioni possono essere introdotti direttamente alla piattaforma di spettrometria di massa ad alta risoluzione/accurata senza l'uso della cromatografia per iniezione di flusso o infusione diretta di estratti35,36. Trasferire gli estratti di lipidi diluiti preparati al punto 7.3 in una fiala autocampionatore appropriata o piastra da 96 pozzi.
  5. Per l'analisi basata sull'iniezione di flusso, posizionare le fiale autocampionatore in un autocampionatore a temperatura controllata (15oC) di un sistema HPLC in grado di applicazioni capillari/a basso flusso, come un HPLC (Tabella deimateriali) dotato di un flusso elettronico sistema di monitoraggio delle proporzioni e del flusso.
  6. Riempire i serbatoi di solvente HPLC con l'isopropanolo:metanolo di grado LC-MS (2:1, v:v) contenente formato di ammonio da 20 mM.
  7. Utilizzando il software Agilent Chemstation, programmare l'autocampione HPLC per eseguire iniezioni di campioni da 5 luna. Dal menu Strumento, selezionare Imposta iniettoree digitare 5.0 nel campo Volume iniezione. Le unità sono date come microlitri. Assicurarsi che l'HPLC sia impostato su flusso isocratico a 1 :L per min di 2:v isopropanol:metanolo contenente formato di ammonio da 20 mM.
  8. Dal menu Strumento Chemstation, selezionare Configura pompa... quindi selezionare l'interruttore Modalità Micro Flow.
  9. Nei campi Tabella dati immettere: Ora 0,00, 100% B, Flusso 1.0. Premere INVIO e creare una seconda riga nell'orario immettendo Ora 10.0, 100% B, Flusso 1.0. Selezionare il pulsante OK nella parte inferiore del menu Imposta pompa. Queste impostazioni abiliteranno 10 esecuzioni analitiche a una velocità di flusso di 1,0 : luna al minuto.
  10. Introdurre l'eluate dalla linea di trasferimento HPLC allo spettrometro di massa utilizzando una fonte di ionizzazione elettrospray dotata di un ago metallico a basso flusso (34 G).
  11. Utilizzando il software di controllo dello strumento Thermo Tune Plus, selezionare il menu Setup (Configurazione) e selezionare Heated ESI Source (Origine ESIriscaldata). Impostare la tensione di ionizzazione su 4000 V e gas di guaina su 5 (unità arbitrarie) digitando questi valori nei campi corrispondenti della finestra di dialogo. Allo stesso modo, impostare il Capillary Temp a 150 gradi centigradi e la Lente a S al 50%.
    NOTA: questi valori devono essere ottimizzati per ogni piattaforma di spettrometria di massa.
  12. Per l'analisi dei lipidi non mirata, utilizzare come rivelatore una piattaforma MS ad alta risoluzione/massa accurata (Tabella dei materiali).
  13. Utilizzando il software Thermo Tune Plus, fare clic sul pulsante Definisci scansione e nel menu Analizzatore selezionare FTMS. Impostare il campo Intervallo di massa su Normale e nel campo Risoluzione selezionare 100.000. Assicurarsi che Tipo di scansione sia impostato su Completo. Nel menu Intervalli di scansione, immettere 200 nel campo Prima massa (m/z) e 2000 nel campo Ultima massa (m/z).
  14. Assicurarsi che venga utilizzata la polarità negativa per rilevare i lipidi S. aureus più abbondanti.
  15. Ripetere l'analisi del campione utilizzando la frammentazione della spettrometria di massa in tandem (MS/MS) di tutti gli ioni lipidi all'interno di una regione spettrale di interesse per confermare le strutture lipidiche e i costituenti dell'acido grasso. In alternativa, gli ioni lipidici selezionati possono essere sottoposti all'analisi MS/MS dopo l'assegnazione delle identificazioni iniziali dei lipidi nella sezione 8.

8. Ricerca nel database per identificare i lipidi Endogeni Endogeni e derivati da LDL exogeno

  1. Utilizzare il software Thermo Xcalibur per affinare ulteriormente la precisione di massa osservata. In Xcalibur, nel menu Strumenti, selezionare ricalibra la proprietà Ricalibra offline. Dopo aver aperto la finestra Ricalibra offline, caricare il file dello spettro di massa da ricalibrare selezionando il menu File e selezionando l'opzione Apri.
  2. Aprire il file di interesse, attivare/disattivare il pulsante Inserisci riga nella parte superiore della finestra di visualizzazione, per visualizzare il cromatogramma iogramma totale per l'esecuzione MS. Media dei segnali MS acquisiti facendo clic con il pulsante sinistro del mouse sul mouse del computer su un bordo del picco di segnale osservato nel cromatogramma iogramma totale e trascinando il mouse sulla parte più ampia del picco.
  3. Nel menu Filtro di scansione, selezionare il filtro corrispondente ai dati MS di scansione completa. Caricare un file di riferimento contenente le masse monoisotopiche teoriche di almeno tre lipidi endogeni S. aureus noti selezionando il pulsante Carica rif... e selezionando il file di riferimento. Selezionare la casella Usa accanto a ogni massa monoisotopica lipidica.
  4. Fare clic sul pulsante Cerca nella parte inferiore della finestra di visualizzazione. Ricalcolare la media del segnale MS attraverso il picco del segnale nel cromatogramma iogrammo totale come fatto in precedenza.
  5. Fare clic sul pulsante Converti nella parte inferiore della finestra di visualizzazione. Quando viene visualizzata la finestra di dialogo Converti, fare clic su OK. Omettere questo passaggio se sono stati raccolti dati su piattaforme di spettrometria di massa da fornitori diversi da Thermo Scientific.
  6. Utilizzando il software Xcalibur, esportare gli elenchi di picchi di massa accurati ricalibrati per ogni campione non trattato o trattato con LDL in fogli di lavoro separati da un file Excel. Selezionare l'icona Del browser Qual. Aprire il file ricalibrato di interesse selezionando il menu File e l'opzione Apri... .
  7. Calcolare la media del segnale attraverso l'ampio picco nel cromatogramma iogrammo totale come descritto nel passaggio 8.2.
  8. Fare clic con il pulsante destro del mouse sull'icona della puntina da una puntina da volta nella finestra di visualizzazione dello spettro di massa e selezionare Visualizza . Elenco spettro. Dallo stesso menu, selezionare Opzioni di visualizzazione e quindi la casella di attivazione/disattivazione Tutti i picchi nel menu Visualizza. Fare clic sul pulsante OK per chiudere la finestra di visualizzazione.
  9. Fare di nuovo clic con il pulsante destro del mouse sull'icona della puntina da posta nella finestra di visualizzazione dello spettro di massa e selezionare la finestra Esporta Appunti (massa esatta). Incollare la cella di dati esportati A1 del primo foglio di lavoro in un nuovo foglio di calcolo di Excel.
  10. Eliminare le prime 8 righe di testo nel file di dati esportato, in modo che la cella A1 del foglio di calcolo di Excel contenga il primo punto dati di massa dallo spettro di massa. Ripetere l'esportazione di ogni file MS ricalibrato, utilizzando un nuovo foglio di lavoro nel file Excel per ogni elenco di picco esportato.
  11. Utilizzando il software LIPid Mass Spectral Analysis (LIMSA)37 Add-In per Excel, costruire un database contenente formule molecolari di specie note dilipidi di S. aureus, come descritto da Hewelt-Belka et al. formule che rappresentano specie lipidiche che potrebbero ipoteticamente essere presenti in LDL.
    NOTA: Inoltre, occorre fare attenzione a includere nel database potenziali formule molecolari per i lipidi batterici ipotetici che hanno incorporato i principali acidi grassi LDL, come gli acidi grassi oleici (18:1) e linoleici (18:2)32.
  12. Per costruire il database, aprire un foglio di calcolo di Excel vuoto. Nella cella A1 del primo foglio di lavoro, digitare la massa monoisotopica teorica/calcolata delle specie lipidiche da aggiungere al database, corrispondente alla massa delle specie lipidiche nello stato ionico osservato nello spettrometro di massa. Nella cella B1 immettere un nome per la specie lipidica, ad esempio PG(34:0).
  13. Nella cella C1, immettere la formula molecolare per la specie lipidica, corrispondente allo stato ionico del lipidico osservato nello spettrometro di massa. Nella cella D1, immettere la carica della specie lipidica come osservato nello spettrometro di massa. Passare alla cella A2 per iniziare una nuova voce per la prossima specie lipidiche da inserire nel database ricercabile.
  14. Ripetere i passaggi 8.12 e 8.13 fino a quando tutte le specie di lipidi desiderate non sono state inserite nel database. Salvare il file di database e lasciarlo aperto in Excel.
  15. In Excel selezionare il menu Componenti aggiuntivi in. Selezionare LIMSA per avviare il software LIMSA. Dal menu principale, fare clic sul pulsante Libreria composta. Nella nuova finestra visualizzata, fare clic su Importa composti. Questo caricherà il database composto per l'uso da parte del software LIMSA.
  16. Eseguire identificazioni lipidiche accurate basate sulla massa su tutti gli spettri MS utilizzando il componente aggiuntivo per Excel del software LIMSA secondo le istruzioni del fornitore35. Dal menu principale di LIMSA, selezionare Elenco di picco dal menu Tipo di spettro. Selezionare Modalità positivo o Modalità negativa per corrispondere alla polarità in cui sono stati acquisiti i dati MS.
  17. Nella finestra Picco fwhm (m/z), immettere la finestra di ricerca di massa desiderata per la ricerca di picco. Per i dati MS di massa/massa ad alta risoluzione/accurate, è consigliata una finestra di ricerca di tolleranza di massa di 0,003-0,005 m/z.
  18. Nella finestra Sensibilità, immettere il taglio della linea di base desiderato (ad esempio, 0,01% di abbondanza relativa). Nel menu Correzione isotopo, selezionare Algoritmi Lineare adatta o Sottrai, uno dei quali può essere utilizzato con i dati della lista di picco.
  19. Evidenziare i composti lipidici da includere nella ricerca nel database facendo clic sulle specie di lipidi desiderate all'interno della finestra Composti disponibili. Fare clic sul pulsante Aggiungi per aggiungere specie lipidiche evidenziate al gruppo di ricerca.
  20. Definire gli standard interni facendo clic sui composti aggiunti, quindi modificando la finestra Concentrazione alla corrispondente concentrazione dello standard interno selezionato.
  21. Assicurarsi che le specie di lipidi standard interne e di lipidi selezionate da quantificare appartengano allo stesso nome di classe selezionando ciascuna specie di lipidi aggiunti e standard interni e digitando un nome di classe (ad esempio PG o Lipid) nel campo Classe.
  22. Per salvare il gruppo ricercabile di composti lipidici per un uso futuro, fare clic sul pulsante Salva accanto al menu Gruppi.
  23. Assicurarsi che il file Excel contenente tutti gli elenchi di picco MS esportati sia aperto al foglio corrispondente alla prima esecuzione di S. aureus MS, quindi fare clic sul pulsante Cerca dal menu principale di LIMSA.
    NOTA: l'output della ricerca nel database LIMSA includerà un elenco di caratteristiche spettrali di massa abbinate ai lipidi presenti nel database costruito nei passaggi 8.12-8.13, nonché le concentrazioni per ogni funzione corrispondente dopo la normalizzazione a uno o più selezionati standard interni.
  24. Utilizzare il software Xcalibur per esaminare gli spettri MS/MS di massa accurata per m/z corrispondenti agli ioni lipidi di interesse al fine di confermare i costituenti dell'acido grasso presenti in ciascuna specie molecolare lipidica identificata. Selezionare l'icona Del browser Qual. Aprire il file MS/MS di interesse selezionando il menu a discesa File e selezionando l'opzione Apri....
  25. Selezionare il filtro di scansione corrispondente all'analisi MS/MS di un lipido m/z di interesse facendo clic con il tasto destro del mouse sull'icona della puntina da posta nella finestra di visualizzazione dello spettro di massa e selezionare Intervalli dal menu. Nella nuova finestra visualizzata, selezionare il menu Filtro per selezionare la scansione.
  26. Calcolare la media del segnale attraverso il cromatogramma io-totale come descritto al punto 8.2. Utilizzare il software MetaboAnalyst (www.metaboanalyst.ca) per eseguire test statistici appropriati. Valutare la differenza statisticamente significativa nella composizione dei lipidi S. aureus confrontando l'abbondanza normalizzata dei lipidi tra le condizioni non trattate e le condizioni trattate con LDL.

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Risultati

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Il protocollo per l'arricchimento di LDL dal tuorlo d'uovo di gallina è illustrato nella figura 1. Questo processo inizia diluindo il tuorlo d'uovo intero con la salina e separando i solidi del tuorlo d'uovo indicati come granuli dalla frazione solubile o plasma contenente i LDL (Figura 1)33. Il contenuto di LDL della frazione plasmatica è ulteriormente arricchito dalla precipitazione del kDa 30-40 dollari...

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Discussione

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S. aureus incorpora acidi grassi esogeni nei suoi fosfolipidi di membrana27,32,43. La sintesi fosforalipidea utilizzando acidi grassi esogeni bypassa l'inibizione fasiLi ma altera anche le proprietà biofisiche della membrana27,32,44. Mentre l'incorporazione di acidi grassi esogeni nei fosfolipidi di patogeni Gram-positivi è ben...

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno divulgazioni.

Ringraziamenti

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Ringraziamo i membri del laboratorio Hammer per la loro valutazione critica del manoscritto e il sostegno di questo lavoro. Il Dr. Alex Horswill della University of Colorado School of Medicine gentilmente fornito AH1263. Il laboratorio Dr. Chris Waters della Michigan State University ha fornito reagenti. Questo lavoro è stato sostenuto dalla sovvenzione 16SDG30170026 dell'American Heart Association e dai fondi di start-up forniti dalla Michigan State University.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Solfato di ammonioFisherBP212R-1≥ Incubatore per colture cellulari puro al 99,5%
ThermoMaxQ 6000
CentrafugeThermo75-217-420Sorvall Legen XTR, rotore F14-6x250 LE
Piastra per test CostarCorning378896 pozzetti
da filtroSchleicher & Schuell597
Uovo di gallina grandeN/AN/A Spettrofotometroda un negozio comune
BioTekEpoca 2
NaClSigmaS9625
S. aureus ceppo AH1263N/AN/AFornito da Alex Horswill dell'Università del Colorado
Tubo per dialisiPierce687007.000 MWCO
TryptoneBecton, Dickison and Company211705
perline di ossido di zirconio da 0,5 mmNext AdvanceZROB05
Bullet BlenderNext AdvanceBBX24B
Metanolo (grado LC-MS)FisherA4561
Cloroformio (grado reagente)FisherMCX10559
Isopropanolo (grado LC-MS)FisherA4611
DimiristoilfosfatidilcolinaAvanti Polar Lipids850345C-25mg
Bicarbonato di ammonioSigma9830≥
Formiato di ammonioSigma70221-25G-F
Software XcaliburThermo ScientificOPTON-30801
LTQ-Orbitrap Spettrometro di massaVelos Thermo Scientificad alta risoluzione/massa accurata MS
1260 capillare HPLCAgilent
SpeedVac Concentratori sottovuotoThermo Scientific
Carta per micropiastre acquistato puro al 99,5% Agilent

Riferimenti

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  1. Noskin, G. A., et al. National trends in Staphylococcus aureus infection rates: impact on economic burden and mortality over a 6-year period (1998-2003). Clinical Infectious Diseases. 45 (9), 1132-1140 (2007).
  2. Noskin, G. A., et al. The burden of Staphylococcus aureus infections on hospitals in the United States: an analysis of the 2000 and 2001 Nationwide Inpatient Sample Database. Archives of Internal Medicine. 165 (15), 1756-1761 (2005).
  3. Laible, B. R. Antimicrobial resistance: CDC releases report prioritizing current threats. South Dakota medicine. 67 (1), 30-31 (2014).
  4. Zhang, Y. M., Rock, C. O. Membrane lipid homeostasis in bacteria. Nature Reviews Microbiology. 6 (3), 222-233 (2008).
  5. Zhang, Y. M., White, S. W., Rock, C. O. Inhibiting bacterial fatty acid synthesis. Journal of Biological Chemistry. 281 (26), 17541-17544 (2006).
  6. Sohlenkamp, C., Geiger, O. Bacterial membrane lipids: diversity in structures and pathways. FEMS Microbiology Reviews. 40 (1), 133-159 (2016).
  7. Schiebel, J., et al. Staphylococcus aureus FabI: inhibition, substrate recognition, and potential implications for in vivo essentiality. Structure. 20 (5), 802-813 (2012).
  8. Heath, R. J., Li, J., Roland, G. E., Rock, C. O. Inhibition of the Staphylococcus aureus NADPH-dependent enoyl-acyl carrier protein reductase by triclosan and hexachlorophene. Journal of Biological Chemistry. 275 (7), 4654-4659 (2000).
  9. Heath, R. J., Yu, Y. T., Shapiro, M. A., Olson, E., Rock, C. O. Broad spectrum antimicrobial biocides target the FabI component of fatty acid synthesis. Journal of Biological Chemistry. 273 (46), 30316-30320 (1998).
  10. Park, H. S., et al. Antistaphylococcal activities of CG400549, a new bacterial enoyl-acyl carrier protein reductase (FabI) inhibitor. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 60 (3), 568-574 (2007).
  11. Schiebel, J., et al. Rational design of broad spectrum antibacterial activity based on a clinically relevant enoyl-acyl carrier protein (ACP) reductase inhibitor. Journal of Biological Chemistry. 289 (23), 15987-16005 (2014).
  12. Yum, J. H., et al. In vitro activities of CG400549, a novel FabI inhibitor, against recently isolated clinical staphylococcal strains in Korea. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 51 (7), 2591-2593 (2007).
  13. Kaplan, N., et al. Mode of action, in vitro activity, and in vivo efficacy of AFN-1252, a selective antistaphylococcal FabI inhibitor. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 56 (11), 5865-5874 (2012).
  14. Karlowsky, J. A., Kaplan, N., Hafkin, B., Hoban, D. J., Zhanel, G. G. AFN-1252, a FabI inhibitor, demonstrates a Staphylococcus-specific spectrum of activity. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 53 (8), 3544-3548 (2009).
  15. Ross, J. E., Flamm, R. K., Jones, R. N. Initial broth microdilution quality control guidelines for Debio 1452, a FabI inhibitor antimicrobial agent. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 59 (11), 7151-7152 (2015).
  16. Hunt, T., Kaplan, N., Hafkin, B. Safety, tolerability and pharmacokinetics of multiple oral doses of AFN-1252 administered as immediate release (IR) tablets in healthy subjects. Journal of Chemotherapy. 28 (3), 164-171 (2016).
  17. Hafkin, B., Kaplan, N., Hunt, T. L. Safety, tolerability and pharmacokinetics of AFN-1252 administered as immediate release tablets in healthy subjects. Future Microbiology. 10 (11), 1805-1813 (2015).
  18. Flamm, R. K., Rhomberg, P. R., Kaplan, N., Jones, R. N., Farrell, D. J. Activity of Debio1452, a FabI inhibitor with potent activity against Staphylococcus aureus and coagulase-negative Staphylococcus spp., including multidrug-resistant strains. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 59 (5), 2583-2587 (2015).
  19. Yao, J., Maxwell, J. B., Rock, C. O. Resistance to AFN-1252 arises from missense mutations in Staphylococcus aureus enoyl-acyl carrier protein reductase (FabI). Journal of Biological Chemistry. 288 (51), 36261-36271 (2013).
  20. Tsuji, B. T., Harigaya, Y., Lesse, A. J., Forrest, A., Ngo, D. Activity of AFN-1252, a novel FabI inhibitor, against Staphylococcus aureus in an in vitro pharmacodynamic model simulating human pharmacokinetics. Journal of Chemotherapy. 25 (1), 32-35 (2013).
  21. Parsons, J. B., et al. Perturbation of Staphylococcus aureus gene expression by the enoyl-acyl carrier protein reductase inhibitor AFN-1252. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 57 (5), 2182-2190 (2013).
  22. Kaplan, N., et al. In vitro activity (MICs and rate of kill) of AFN-1252, a novel FabI inhibitor, in the presence of serum and in combination with other antibiotics. Journal of Chemotherapy. 25 (1), 18-25 (2013).
  23. Kaplan, N., Garner, C., Hafkin, B. AFN-1252 in vitro absorption studies and pharmacokinetics following microdosing in healthy subjects. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 50 (3-4), 440-446 (2013).
  24. Banevicius, M. A., Kaplan, N., Hafkin, B., Nicolau, D. P. Pharmacokinetics, pharmacodynamics and efficacy of novel FabI inhibitor AFN-1252 against MSSA and MRSA in the murine thigh infection model. Journal of Chemotherapy. 25 (1), 26-31 (2013).
  25. Karlowsky, J. A., et al. In vitro activity of API-1252, a novel FabI inhibitor, against clinical isolates of Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 51 (4), 1580-1581 (2007).
  26. Yao, J., et al. A Pathogen-Selective Antibiotic Minimizes Disturbance to the Microbiome. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 60 (7), 4264-4273 (2016).
  27. Brinster, S., et al. Type II fatty acid synthesis is not a suitable antibiotic target for Gram-positive pathogens. Nature. 458 (7234), 83-86 (2009).
  28. Balemans, W., et al. Essentiality of FASII pathway for Staphylococcus aureus. Nature. 463 (7279), E3-E4 (2010).
  29. Parsons, J. B., Frank, M. W., Subramanian, C., Saenkham, P., Rock, C. O. Metabolic basis for the differential susceptibility of Gram-positive pathogens to fatty acid synthesis inhibitors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (37), 15378-15383 (2011).
  30. Abdelmagid, S. A., et al. Comprehensive profiling of plasma fatty acid concentrations in young healthy Canadian adults. PLoS One. 10 (2), e0116195(2015).
  31. Feingold, K. R., Grunfeld, C. Introduction to Lipids and Lipoproteins. Endotext. , (2000).
  32. Delekta, P. C., Shook, J. C., Lydic, T. A., Mulks, M. H., Hammer, N. D. Staphylococcus aureus utilizes host-derived lipoprotein particles as sources of exogenous fatty acids. Journal of Bacteriology. 200 (11), (2018).
  33. Moussa, M., Marinet, V., Trimeche, A., Tainturier, D., Anton, M. Low density lipoproteins extracted from hen egg yolk by an easy method: cryoprotective effect on frozen-thawed bull semen. Theriogenology. 57 (6), 1695-1706 (2002).
  34. Breil, C., Abert Vian, M., Zemb, T., Kunz, W., Chemat, F. Bligh and Dyer and Folch Methods for Solid-Liquid-Liquid Extraction of Lipids from Microorganisms. Comprehension of Solvatation Mechanisms and towards Substitution with Alternative Solvents. International journal of molecular sciences. 18 (4), (2017).
  35. Lydic, T. A., Busik, J. V., Reid, G. E. A monophasic extraction strategy for the simultaneous lipidome analysis of polar and nonpolar retina lipids. Journal of Lipid Research. 55 (8), 1797-1809 (2014).
  36. Bowden, J. A., Bangma, J. T., Kucklick, J. R. Development of an automated multi-injection shotgun lipidomics approach using a triple quadrupole mass spectrometer. Lipids. 49 (6), 609-619 (2014).
  37. Haimi, P., Uphoff, A., Hermansson, M., Somerharju, P. Software tools for analysis of mass spectrometric lipidome data. Analytical Chemistry. 78 (24), 8324-8331 (2006).
  38. Hewelt-Belka, W., et al. Comprehensive methodology for Staphylococcus aureus lipidomics by liquid chromatography and quadrupole time-of-flight mass spectrometry. Journal of Chromatography A. 1362, 62-74 (2014).
  39. Jolivet, P., Boulard, C., Beaumal, V., Chardot, T., Anton, M. Protein components of low-density lipoproteins purified from hen egg yolk. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 54 (12), 4424-4429 (2006).
  40. Bylesjö, M., et al. OPLS discriminant analysis: combining the strengths of PLS-DA and SIMCA classification. Journal of Chemometrics. 20 (8-10), 341-351 (2006).
  41. Noble, R. C., Cocchi, M. Lipid metabolism and the neonatal chicken. Progress in Lipid Research. 29 (2), 107-140 (1990).
  42. Cherian, G., Holsonbake, T. B., Goeger, M. P. Fatty acid composition and egg components of specialty eggs. Poultry Science. 81 (1), 30-33 (2002).
  43. Parsons, J. B., Frank, M. W., Rosch, J. W., Rock, C. O. Staphylococcus aureus Fatty Acid Auxotrophs Do Not Proliferate in Mice. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 57 (11), 5729-5732 (2013).
  44. Sen, S., et al. Growth-Environment Dependent Modulation of Staphylococcus aureus Branched-Chain to Straight-Chain Fatty Acid Ratio and Incorporation of Unsaturated Fatty Acids. PLoS One. 11 (10), e0165300(2016).
  45. Wang, M., Huang, Y., Han, X. Accurate mass searching of individual lipid species candidates from high-resolution mass spectra for shotgun lipidomics. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 28 (20), 2201-2210 (2014).
  46. Peti, A. P. F., Locachevic, G. A., Prado, M. K. B., de Moraes, L. A. B., Faccioli, L. H. High-resolution multiple reaction monitoring method for quantification of steroidal hormones in plasma. Journal of Mass Spectrometry. 53 (5), 423-431 (2018).
  47. Neves, M. M., Heneine, L. G. D., Henry, M. Cryoprotection effectiveness of low concentrations of natural and lyophilized LDL (low density lipoproteins) on canine spermatozoa. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinaria e Zootecnia. 66 (3), 769-777 (2014).
  48. Liu, P. V., Hsieh, H. C. Inhibition of Protease Production of Various Bacteria by Ammonium Salts - Its Effect on Toxin Production and Virulence. Journal of Bacteriology. 99 (2), 406(1969).
  49. Suller, M. T., Russell, A. D. Triclosan and antibiotic resistance in Staphylococcus aureus. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 46 (1), 11-18 (2000).
  50. Yao, C. H., Liu, G. Y., Yang, K., Gross, R. W., Patti, G. J. Inaccurate quantitation of palmitate in metabolomics and isotope tracer studies due to plastics. Metabolomics. 12, (2016).

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