Articolo metodologico

Un saggio di assenza di stasse reattiva (DARTS) di affinità dei farmaci semi-quantitativa per studiare l'interazione tra Rapamicina e mTOR

DOI:

10.3791/59656

⸱

27 agosto 2019

 ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopaedic Surgery, New York University Medical Center, 2Department of Cell Biology, New York University School of Medicine

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

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In questo studio, abbiamo migliorato le capacità di analisi dei dati dell'esperimento DARTS monitorando i cambiamenti nella stabilità delle proteine e stimando l'affinità delle interazioni proteina-ligando. Le interazioni possono essere tracciate in due curve: una curva proteolitica e una curva di dipendenza da dose. Abbiamo usato l'interazione mTOR-rapamycin come caso esemplare.

Abstract

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Drug Affinity Responsive Target Stability (DARTS) è un metodo robusto per rilevare nuovi bersagli proteici di piccole molecole. Può essere utilizzato per verificare le interazioni noto piccole molecole-proteine e per trovare potenziali bersagli proteici per i prodotti naturali. Rispetto ad altri metodi, i DARS utilizzano molecole native, non modificate, piccole ed è semplice e facile da usare. In questo studio, abbiamo ulteriormente migliorato le capacità di analisi dei dati dell'esperimento DARTS monitorando i cambiamenti nella stabilità delle proteine e stimando l'affinità delle interazioni proteina-ligando. Le interazioni proteina-ligando possono essere tracciate in due curve: una curva proteolitica e una curva dose-dipendenza. Abbiamo usato l'interazione mTOR-rapamycin come caso esemplare per l'istituzione del nostro protocollo. Dalla curva proteolitica abbiamo visto che la proteolisi di mTOR da pronase è stata inibita dalla presenza di raamicina. La curva dose-dipendenza ci ha permesso di stimare l'affinità vincolante di rapamicina e mTOR. Questo metodo è probabilmente un metodo potente e semplice per identificare con precisione nuove proteine bersaglio e per l'ottimizzazione del coinvolgimento del bersaglio farmacologico.

Introduzione

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Identificare le proteine bersaglio di piccole molecole è essenziale per la comprensione meccanicistica e lo sviluppo di potenziali farmaci terapeutici1,2,3. La cromatografia di affinità, come metodo classico per identificare le proteine bersaglio di piccole molecole, ha prodotto buoni risultati4,5. Tuttavia, questo metodo ha delle limitazioni, in quanto la modifica chimica di piccole molecole spesso si traduce in una specificità o affinità di legame ridotta o alterata. Per superare questi limiti, sono state recentemente sviluppate e applicate diverse nuove strategie per identificare i piccoli bersagli molecolari senza modificachimica delle piccole molecole. Questi metodi diretti per l'identificazione di piccoli obiettivi di piccole molecole prive di etichette includono la stabilità del bersaglio reattiva di affinità farmacologica (DARTS)6, stabilità delle proteine dai tassi di ossidazione (SPROX)7, il saggio cellulare di spostamento termico (CETSA)8 ,9, e tpp proteoma termico (TPP)10. Questi metodi sono altamente vantaggiosi perché usano piccole molecole naturali e non modificate e si basano solo su interazioni di legame diretto per trovare le proteine bersaglio11.

Tra questi nuovi metodi, DARTS è una metodologia relativamente semplice che può essere facilmente adottata dalla maggior parte dei laboratori12,13. I DARS dipendono dal concetto che le proteine legate al ligando dimostrano una suscettibilità modificata alla degradazione enzimatica rispetto alle proteine non legate. La nuova proteina bersaglio può essere rilevata esaminando la banda alterata nel gel SDS-PAGE attraverso la spettrometria di massa di cromatografia liquida (LC-MS/MS). Questo approccio è stato implementato con successo per l'identificazione di obiettivi precedentemente sconosciuti di prodotti naturali e farmaci14,15,16,17,18, 19. È anche potente come mezzo per vagliare o convalidare il legame di composti a una proteina specifica20,21. In questo studio, presentiamo un miglioramento all'esperimento monitorando i cambiamenti nella stabilità delle proteine con piccole molecole e identificando le affinità di legame proteina-ligando. Usiamo l'interazione mTOR- rapamicia come esempio per dimostrare il nostro approccio.

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Protocollo

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1. Raccogliere e lisire le cellule

  1. Coltiva 293T cellule utilizzando il mezzo Eagle modificato di Dulbecco (DMEM) con 10% siero bovino fetale, 2 mM di glutammina e 1% antibiotici. Incubare le colture a 37 gradi centigradi al di sotto del 5% di CO2.
    NOTA: Lo stato di crescita delle cellule può influenzare la stabilità degli esperimenti successivi.
  2. Espandere le cellule nella coltura fino a raggiungere 80-u201290% confluenza.
  3. Mescolare 345 l di reagente di lisi cellulare (vedi la Tabella dei Materiali) con 25 - L di 20x cocktail inibitore della proteasi, 25 L di 1 M di fluoruro di sodio, 50 mL di 100 mM-glice; Mantenere il tampone di lisi refrigerato sul ghiaccio.
    NOTA: Altri cuscinetti di lisi con vari detergenti (ad esempio, Triton X-100 o NP-40) possono essere utilizzati con i dARTS, purché non siano non denatura. Proteine di membrana o proteine nucleari possono essere estratte con l'aggiunta di 0.4% Triton X-100 o 0.4% NP-40 al lisato cellulare.
  4. Lavare le cellule due volte con la salina fredda tampone di fosfato (PBS).
  5. Utilizzare un raschietto cellulare per raccogliere le cellule in una quantità appropriata di tampone di lisi cellulare e trasferire le cellule lisciviate in un tubo di 1,5 mL.
    NOTA: Il numero di cellule necessarie per ogni esperimento di freccette varia in base alla quantità di proteine che possono essere estratte da varie linee cellulari. In generale, la concentrazione proteica del lisato utilizzata è compresa tra 4,u20126 g/L. Una piastra di 10 cm di cellule 293T a 85,u201290% di confluenza, lised con 300 l di list buffer in genere si traduce in un lisato con una concentrazione proteica di 5g .
  6. Mescolare bene il tampone di lisi / le cellule di liscile e incubare il tubo sul ghiaccio per 10 min.
  7. Centrifugare il tubo a 18.000 g per 10 min a 4 gradi centigradi.
  8. Trasferire il supernatante in un nuovo tubo da 1,5 mL e mantenere raffreddato sul ghiaccio.
  9. Eseguire un saggio BCA per approssimare la concentrazione proteica di lismi.

2. Incubare le lisa proteiche con la piccola molecola

  1. Dividere 99 luna di lisa in due tubi da 1,5 mL.
  2. Fare una concentrazione di stock iniziale di 10 mM piccola molecola. Durante l'esecuzione di dARTS, si può iniziare con una maggiore concentrazione della molecola piccola (5-u201210x il valore EC50) per garantire un legame ottimale.
    1. Aggiungete 1 l di solvente che la piccola molecola è solubile in o 1 l l di piccole soluzioni di brodo di molecola per ciascuna di lisa aliquota. Incubare le cellule lisa con le soluzioni per 30-u201260 min a temperatura ambiente con agitazione.
  3. Sul ghiaccio, stabilire diluizioni seriali (1:200, 1:400, 1:800 e 1:1600) di soluzione pronase appena scongelato in 1x TNC (Per 1 mL di 10x TNC tampone, mescolare 300 l di acqua ultrapura con 100 , L di 5 M di clururo di sodio, 100 L di 1 M calcio chloride e 500 ll di 1 M Tris-HCl, pH 8.0).
  4. Esaminare un'ampia gamma di rapporti pronase/proteine (ad esempio, che vanno da 1:100 a 1:2000) per garantire l'osservabilità dell'effetto graduale della pronase sui bersagli.
    NOTA: Per calcolare le concentrazioni di pronase (esempio): concentrazione di 5 g/-L di concentrazione di proteine x 20 campione di proteine, 100 g di proteine. Per un rapporto pronase/proteine di 1:100 abbiamo bisogno di 0,5 g/ . Questo esperimento potrebbe dover essere ripetuto più volte per ottenere una gamma adeguata di rapporti pronase:protein.

3. Eseguire la proteolisi

NOTA: per la proteolisi, i passi vengono eseguiti a temperatura ambiente se non diversamente

  1. Dopo l'incubazione con la piccola molecola, dividerla in 20 campioni di aliquota.
  2. Aggiungere 2 l dell'intervallo di soluzioni pronase in ogni campione a intervalli specifici (ogni 30 s). Utilizzare un volume uguale di 1x buffer TNC per stabilire un campione di controllo non digerito.
  3. Dopo 5-u201220 min, interrompere la digestione tramite l'aggiunta di 2 - L di freddo 20x cocktail inibitore della proteasi ogni 30 s. Mescolare bene e incubare sul ghiaccio per 10 min.
  4. Diluire i campioni con il volume appropriato di 5x SDS-PAGE tampone di carico e far bollire a 95 gradi centigradi per 5 min.
  5. Eseguire la parte successiva dell'esperimento o conservare il campione di proteine a 80 gradi centigradi.

4. Quantificazione e analisi

  1. Dopo DARTS, eseguire la colorazione blu Coomassie secondo il protocollo pubblicato in precedenza22.
  2. Le fasce proteiche colorate dovrebbero essere molto chiare dopo la destaining. Versare la soluzione di destaina usata e aggiungere una soluzione di acido acetico fresco 1% per coprire il gel. Mettere il gel sotto la luce per osservare le bande con differenze significative tra i gruppi con (gruppo campione) o senza (gruppo di controllo) la piccola molecola.
  3. Tagliare le due bande corrispondenti dal gel con uno strumento sterile ed eseguire immediatamente LC-MS/MS.
    NOTA: LC-MS/MS deve essere fatto il più presto possibile perché le proteine nel gel si degradano continuamente.
  4. Digerire le bande, estrarre peptidi ed eseguire l'analisi LC-MS/MS23.
    1. Per analizzare i dati LC-MS/MS, identificare prima tutte le proteine nella singola banda. In secondo luogo, utilizzare peptide spectrum match (PSM) per rappresentare l'abbondanza di ogni proteina.
      NOTA: PSM fornisce il numero totale di sequenze di peptidi identificate per la proteina, incluse quelle identificate in modo ridondante. In generale, la frequenza con cui un peptide viene identificato/sequenziato può essere utilizzato come una stima approssimativa dell'abbondante proteina nel campione. Le proteine arricchite nel gruppo campione sul gruppo di controllo sono proteine di interesse.
  5. Procurarsi gli anticorpi primari delle proteine selezionate. Eseguire la macchia occidentale per verificare che la piccola molecola possa legarsi direttamente alle potenziali proteine bersaglio24.
    1. Caricare la stessa quantità di proteine nei pozzi di un gel SDS-PAGE dell'8%, insieme a un marcatore di peso molecolare appropriato. Eseguire il gel per 30 min a 80 V, quindi regolare la tensione a 120 V e continuare a funzionare per 1 -u20122 h.
  6. Quantificare le diverse bande proteiche target utilizzando un software di elaborazione e analisi delle immagini (si veda la Tabella dei Materiali).
  7. Analizzare i dati e disegnare le curve.
    1. Determinazione della curva proteolitica per una proteina bersaglio
      1. Il rapporto pronano/proteine è variato quando si esegue la proteolisi. Normalizzare i dati dall'analisi dell'immagine attribuendo al 100% i valori di intensità della banda corrispondenti alle bande non digerite.
      2. Utilizzare l'analisi di regressione non lineare del software di analisi statistica e di disegno per tracciare una curva di dati normalizzati per l'intensità della banda relativa e i rapporti pronase:protein.
      3. In primo luogo, aprire il software, selezionare il tipo di tabella e grafico come XY e consentire 3 replicare i valori in sottocolonne side-by-side. Quindi immettere i dati corrispondenti nello spazio sottostante x e y. Sotto x, inserisci i numeri 0, 1, 2, 3, 4, 5 (come segnaposto corrispondenti rapporti pronase:protein).
      4. Nella colonna y, immettere i dati normalizzati per le intensità della banda relativa. Eseguire "Regressione non lineare" e implementare un'equazione "Dose-response-stimulation" utilizzando l'equazione "Log (agonist) e response: Pendenza variabile (quattro parametri)".
      5. Convertire le annotazioni dell'asse X nella curva nei rapporti pronase:protein corrispondenti.
    2. Determinazione della curva dose-dipendenza per una proteina bersaglio
      NOTA: per l'analisi della dipendenza da dose, la molarità della piccola molecola è diversa da un campione all'altro. Il rapporto pronano/proteina stabile deve essere informato dall'analisi dei dati di proteolisi. Il rapporto pronase/protein che ha mostrato la massima differenza nell'intensità della proteina bersaglio durante la curva proteolitica dovrebbe essere utilizzato per l'esperimento dose-dipendenza.
      1. Quantificare le diverse bande proteiche bersaglio utilizzando un software di analisi delle immagini. Come nella generazione della curva dose-dipendenza, normalizzare i dati dall'analisi dell'immagine attribuendo i valori di intensità della banda corrispondenti alla banda meno digerita al 100%.
      2. Applicare l'analisi di regressione non lineare all'interno del software di analisi statistica e disegno ai dati normalizzati. In primo luogo, aprire il software, selezionare il tipo di tabella e grafico come XY e immettere 3 valori di replica in sottocolonne side-by-side.
      3. Quindi, immettere i dati corrispondenti nello spazio sotto x e y. Per la variabile 'x', inserire diverse concentrazioni della piccola molecola; 'y' include i dati normalizzati corrispondenti per l'intensità della banda relativa.
      4. Trasformare i valori x utilizzando X : Log(X). Infine, impiegano la regressione non lineare e implementano una stimolazione della risposta alla dose utilizzando l'equazione "Log (agonista) e risposta: Pendenza variabile (quattro parametri)".

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Risultati

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Il diagramma di flusso dell'esperimento è descritto nella figura 1. Il risultato della colorazione blu Coomassie è illustrato nella Figura 2. L'incubazione con la piccola molecola conferisce protezione contro la proteolisi. Vengono trovate tre bande che sembrano essere protette da incubazione con rapamicina sul controllo del veicolo. I risultati attesi dall'esperimento della curva proteolitica sono illustrati nella Figura 3. Come pr...

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Discussione

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I DARS consentono di identificazione di piccoli bersagli molecolari sfruttando l'effetto protettivo del legame proteico contro la degradazione. I DARS non richiedono alcuna modifica chimica o immobilizzazione della piccola molecola26. Questo permette di utilizzare piccole molecole per determinare i loro bersagli proteici di legame diretto. I criteri di valutazione standard per il metodo classico DARTS includono colorazione gel, spettrometria di massa e gonfiore occidentale12

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo lavoro è stato sostenuto in parte dalle sovvenzioni di ricerca NIH R01NS103931, R01AR062207, R01AR061484 e da una sovvenzione di ricerca DOD W81XWH-16-1-0482.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Cocktail di inibitori della proteasi 100XSigma-AldrichP8340Diluire a 20X con acqua ultrapura
Linea cellulare 293TATCCCRL-3216Terreno DMEM con acido acetico FBS al 10%
BCA Sigma-AldrichA6283
Thermo Fisher23225
Cloruro di calcioSigma-AldrichC1016
Raschietto cellulareThermo Fisher179693
Coomassie Brilliant Blue R-250 Soluzione coloranteBio-Rad1610436
Dimetilsolfossido (DMSO)Sigma-AldrichD2650
GraphPad Prism GraphPadSoftwareVersione 6.0Software di analisi statistica e disegno
Acido cloridricoSigma-AldrichH1758
ImageJNational Institutes of HealthVersione 1.52software di elaborazione e analisi delle immagini
M-PER Reagente di lisi cellulareThermo Fisher78501
Soluzione salina tamponata con fosfato (PBS)CorningR21-040-CV
PronasiRochePRON-RO10 mg/ml
Cloruro di sodioSigma-AldrichS7653
Fluoruro di sodioSigma-AldrichS7920
Ortovanadato di sodioSigma-Aldrich450243
Pirofosfato di sodioSigma-Aldrich221368
Trizma baseSigma-AldrichT1503regolare a pH 8,0
β-glicerofosfatoSigma-AldrichG9422
Kit per il dosaggio delle proteine

Riferimenti

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  1. Rask-Andersen, M., Masuram, S., Schioth, H. B. The druggable genome: Evaluation of drug targets in clinical trials suggests major shifts in molecular class and indication. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 54, 9-26 (2014).
  2. O'Connor, C. J., Laraia, L., Spring, D. R. Chemical genetics. Chemical Society Reviews. 40 (8), 4332-4345 (2011).
  3. McFedries, A., Schwaid, A., Saghatelian, A. Methods for the elucidation of protein-small molecule interactions. Chemistry & Biology. 20 (5), 667-673 (2013).
  4. Sato, S., Murata, A., Shirakawa, T., Uesugi, M. Biochemical target isolation for novices: affinity-based strategies. Chemistry & Biology. 17 (6), 616-623 (2010).
  5. Sleno, L., Emili, A. Proteomic methods for drug target discovery. Current Opinion in Chemical Biology. 12 (1), 46-54 (2008).
  6. Lomenick, B., et al. Target identification using drug affinity responsive target stability (DARTS). Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (51), 21984-21989 (2009).
  7. Strickland, E. C., et al. Thermodynamic analysis of protein-ligand binding interactions in complex biological mixtures using the stability of proteins from rates of oxidation. Nature Protocols. 8 (1), 148-161 (2013).
  8. Jafari, R., et al. The cellular thermal shift assay for evaluating drug target interactions in cells. Nature Protocols. 9 (9), 2100-2122 (2014).
  9. Martinez Molina, D., et al. Monitoring drug target engagement in cells and tissues using the cellular thermal shift assay. Science. 341 (6141), 84-87 (2013).
  10. Savitski, M. M., et al. Tracking cancer drugs in living cells by thermal profiling of the proteome. Science. 346 (6205), 1255784(2014).
  11. Chang, J., Kim, Y., Kwon, H. J. Advances in identification and validation of protein targets of natural products without chemical modification. Natural Product Reports. 33 (5), 719-730 (2016).
  12. Pai, M. Y., et al. Drug affinity responsive target stability (DARTS) for small-molecule target identification. Methods in Molecular Biology. 1263, 287-298 (2015).
  13. Lomenick, B., Jung, G., Wohlschlegel, J. A., Huang, J. Target identification using drug affinity responsive target stability (DARTS). Current Protocols in Chemical Biology. 3 (4), 163-180 (2011).
  14. Xu, L., et al. Precision therapeutic targeting of human cancer cell motility. Nature Communications. 9 (1), 2454(2018).
  15. Lim, H., et al. A novel autophagy enhancer as a therapeutic agent against metabolic syndrome and diabetes. Nature Communications. 9 (1), 1438(2018).
  16. Schulte, M. L., et al. Pharmacological blockade of ASCT2-dependent glutamine transport leads to antitumor efficacy in preclinical models. Nature Medicine. 24 (2), 194-202 (2018).
  17. Skrott, Z., et al. Alcohol-abuse drug disulfiram targets cancer via p97 segregase adaptor NPL4. Nature. 552 (7684), 194-199 (2017).
  18. Zhang, C., et al. Endosidin2 targets conserved exocyst complex subunit EXO70 to inhibit exocytosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (1), 41-50 (2016).
  19. Chin, R. M., et al. The metabolite alpha-ketoglutarate extends lifespan by inhibiting ATP synthase and TOR. Nature. 510 (7505), 397-401 (2014).
  20. Robinson, T. J., et al. High-throughput screen identifies disulfiram as a potential therapeutic for triple-negative breast cancer cells: interaction with IQ motif-containing factors. Cell Cycle. 12 (18), 3013-3024 (2013).
  21. Aghajan, M., et al. Chemical genetics screen for enhancers of rapamycin identifies a specific inhibitor of an SCF family E3 ubiquitin ligase. Nature Biotechnology. 28 (7), 738-742 (2010).
  22. Brunelle, J. L., Green, R. Coomassie blue staining. Methods in Enzymology. 541, 161-167 (2014).
  23. Domon, B., Aebersold, R. Mass spectrometry and protein analysis. Science. 312 (5771), 212-217 (2006).
  24. Hnasko, T. S., Hnasko, R. M. The Western Blot. Methods in Molecular Biology. 1318, 87-96 (2015).
  25. Van Duyne, G. D., Standaert, R. F., Karplus, P. A., Schreiber, S. L., Clardy, J. Atomic structures of the human immunophilin FKBP-12 complexes with FK506 and rapamycin. Journal of Molecular Biology. 229 (1), 105-124 (1993).
  26. Lomenick, B., Olsen, R. W., Huang, J. Identification of direct protein targets of small molecules. ACS Chemical Biology. 6 (1), 34-46 (2011).
  27. Park, Y. D., et al. Identification of Multiple Cryptococcal Fungicidal Drug Targets by Combined Gene Dosing and Drug Affinity Responsive Target Stability Screening. MBio. 7 (4), (2016).
  28. Qu, Y., et al. Small molecule promotes beta-catenin citrullination and inhibits Wnt signaling in cancer. Nature Chemical Biology. 14 (1), 94-101 (2018).

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